O CM reconhece o apoio financeiro da Organização Internacional de Pacientes para Deficiências de Inibidores de C1 (HAEi), Stichting Vrienden van Het UMC Utrecht e a Fundação Landsteiner para Pesquisa de Transfusão de Sangue (LSBR).

O Comitê de Ética Médica local do Centro Médico Universitário de Utrecht aprovou o desenho de sangue para fins de pesquisa ex vivo , incluindo aqueles deste estudo. 1. Preparação da solução <ol><li> Prepare um tampão de Tyrode do ácido 4- (2-hidroxietil) -1-piperazinoetanosulfónico (HEPES) por dissolução de HEPES 10 mM, Na2HPO4 0,5 mM, NaCl 145 mM, KCl 5 mM, MgSO4 1 mM e D- Glicose em água destilada. <ol><li> Faça duas variantes do buffer: ajuste os níveis de pH em 6,5 e em 7,4, respectivamente. Faça um novo buffer para cada dia de experimentos. Suplementar com prostaciclina a 10 ng / mL quando indicado. </li></ol></li><li> Prepare solução salina tamisada com TRIS (TBS) dissolvendo Tris 50 mM e NaCl 150 mM em água destilada e ajuste o pH para 9,0. </li><li> Prepare o citrato de ácido dextrose (ACD) dissolvendo citrato de tri-sódio 85 mM, ácido cítrico 71 mM e D-glucose 111 mM nissoÁgua cultivada. </li><li> Prepare uma solução fixadora adicionando 2% (v / v) de paraformaldeído (PFA) ao tampão HEPES Tyrode, pH 7,4. Aquecer para dissolver (50 - 70 ° C) e ajustar o pH para 7,4. Alíquota e armazene a -20 ° C. Descongelar a 37 ° C antes de usar. </li><li> Prepare o tampão de bloqueio dissolvendo albumina de soro humano (HSA) a 1% (m / v) no tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4 </li><li> Faça uma solução de álcool polivinílico adicionando 4,8 g de álcool polivinílico a 12 g de glicerol e misture bem. Adicione 12 ml de água destilada e deixe-o em um rotador à temperatura ambiente durante a noite. <ol><li> Adicionar 24 mL de Tris-HCL 0,2 M, pH 8,5. Aquecer até 50 ° C enquanto se mistura durante 30 min. Adicione 1,25 g de 1,4-diazabiciclo [2.2.2] octano (DABCO) e misture bem. Centrifugar a 1.500 xg por 5 min. Alíquota do sobrenadante (1 mL é suficiente para lâminas 15-20) e armazene a -20 ° C. Use as alíquotas uma vez. </li></ol></li></ol> 2. Preparação do vidro da tampa <ol><li> Descarte a tampaÓculos (25 x 50 mm 2 ) por incubação durante a noite em ácido cromossulfúrico não diluído. Enxaguar os óculos de cobertura com água destilada e secá-los durante a noite a 60 ° C no forno. </li><li> Aderir a uma tira de uma película de parafina (10 x 15 cm 2 ) em cima de um banco de laboratório com uma gota de água e remover o ar alisando a película de parafina. Pipetar 80 μL de gotas de 10 μg / mL de VWF ou 100 μg / mL de fibrinogênio na película de parafina. Coloque os óculos nas gotas; A solução de proteína se espalhará entre as duas superfícies para cobrir toda a parte traseira do vidro. Incubar durante 1,5 h à temperatura ambiente (RT). </li><li> Remova o filme de parafina e bloqueie os óculos de cobertura colocando-os, com o lado revestido para cima em uma placa de 4 poços com tampão de bloqueio. Incubar durante 1 h a 37 ° C ou durante a noite a 4 ° C. Como controle, bloqueie um copo de cobertura que não tenha sido revestido com VWF ou fibrinogênio. </li></ol> 3. Preparação de Plasma rico em plaquetas (PRP) </p&gt; <ol><li> Recolher sangue total citratado (concentração final: 0,32% de citrato de sódio (M / V)) por punção venosa. </li><li> Centrifugar o sangue por 15 min a 160 xg e RT sem freio. Recolher o sobrenadante ( ou seja, o PRP) com uma pipeta Pasteur de plástico. NOTA: Após a centrifugação, três camadas podem ser observadas (de cima para baixo): PRP, glóbulos brancos e glóbulos vermelhos. Certifique-se de não incluir as células brancas e vermelhas. Tipicamente, 3 mL de PRP podem ser coletados após centrifugação de um tubo de sangue de 9 ml. </li><li> Continue a seção 4 se o experimento for realizado com plaquetas lavadas. Se o PRP for desejado, continue com o próximo passo. </li><li> Após a coleta de PRP, centrifugar o restante do sangue (contendo o sedimento de células vermelhas) novamente por 10 min a 2.000 xg sem freio. Recolher o sobrenadante contendo o plasma pobre em plaquetas (PPP). NOTA: Tipicamente, podem ser coletados 2 mL após este segundo passo de centrifugação. </li><li> Contar o número da pOs anï¿½s do PRP num analisador de cï¿½ulas e diluï¿½-lo com o PPP (passo 3.4) a uma concentraï¿½o de 150 000 plaquetas / uL. NOTA: O volume total de PRP diluído depende da contagem de plaquetas do doador. As contagens de plaquetas variam amplamente entre os doadores e a diluição do PRP exige uma avaliação individual. As contagens de plaquetas são consideradas normais quando dentro de 150.000 e 450.000 plaquetas / μL. </li><li> Continue na seção 5. </li></ol> 4. Preparação de plaquetas lavadas <ol><li> Determine o volume médio de plaquetas (MPV) no PRP usando um analisador de células. NOTA: Este é um indicador de pré-ativação plaquetária 11 . Um MPV normal para plaquetas em repouso é 7.5-11.5 fL 11 . O MPV não deve aumentar em mais de 1,5 fL durante o procedimento de lavagem de plaquetas. </li><li> Adicione um volume 1/10 de ACD ao PRP para evitar a pré-ativação das plaquetas e centrifugue por 15 min a 400 xg e RT sem freio. Remova o suPernatant e re-suspende o grânulo cuidadosamente no tampão de HEPES Tyrode, pH 6,5, ao volume original de PRP. </li><li> Destilar uma alíquota de prostaciclina por adição de TBS a uma concentração de 10 μg / mL; Mantenha-o no gelo. </li><li> Para evitar a ativação plaquetária, adicione prostaciclina em uma concentração final de 10 ng / mL às plaquetas re-suspensas e centrifugue imediatamente por 15 min a 400 xg e RT sem freio. Remova o sobrenadante e volte a suspender o grânulo com cuidado no tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4. </li><li> Contar o número de plaquetas (passo 3.5) e determinar a alteração no MPV (passo 4.1) (o MPV não deve mudar mais de 1,5 fL). </li><li> Ajuste o número de plaquetas com o tampão HEPES Tyrode, pH 7,4, para uma concentração de 150 000 plaquetas / μL. Deixe as plaquetas se recuperar durante 30 minutos à RT antes dos experimentos. Use plaquetas lavadas para experiências dentro de 4 h após o isolamento. </li></ol> 5. Conjunto da câmara de fluxo 12 . Pode ser utilizada uma variedade de câmaras de fluxo produzidas comercialmente, desde que possam conter uma tampa de vidro, que preferencialmente é removível para análises adicionais. A câmara de fluxo utilizada para as experiências descritas é feita a partir de poli (metacrilato de metilo) para ajustar precisamente uma fase de inserção do microscópio. Contém uma entrada e saída ( Figura 1A - C ; 1, 2), bem como uma conexão a vácuo ( Figura 1A e C ; 3). Uma folha de silicone personalizada ( Figura 1A e D ; 4) é colocada no topo. Dois recortes formam canais de vácuo ( Figura 1A e D ; 5) para fixar firmemente a tampa do vidro ( Figura 1A ; 6). Um corte central forma o canal de fluxo ( Figura 1A </strong&gt; E D ; 7; 2,0 mm de largura e 0,125 mm de altura). A entrada e a saída estão conectadas ao canal de fluxo, e o vácuo está conectado ao canal de vácuo. <ol><li> Cubra a parte superior da câmara de fluxo com água destilada e coloque a folha de silicone personalizada com o lado liso na água. Flutue a folha na posição removendo o excesso de água enquanto mantém a folha na posição. NOTA: Esta folha de silicone é reutilizável (o silicone é conhecido por suas propriedades inertes); Geralmente, as plaquetas não foram observadas para anexar a ela. As folhas podem ser limpas com detergente e reutilizadas até que o material fique danificado ( isto é, rasgando, especialmente na área entre os canais). Geralmente, uma folha pode ser usada por 20 dias com múltiplas experiências por dia. </li><li> Incubar a câmara de fluxo durante 1 h a 60 ° C para evaporar a água residual para aderir firmemente a folha de silicone à câmara de fluxo. </li><li> Com uma pipeta Pasteur de plástico, adicione uma gota deHEPES Tyrode&#39;s buffer, pH 7,4, no canal de fluxo. Coloque o vidro da tampa (consulte a seção 2) com o lado revestido para baixo, no canal de fluxo. Conecte a bomba de vácuo à conexão de vácuo ( Figuras 1A e C ; 3). Aplique uma pressão de ~ 10 kPa. </li></ol> 6. Pré-coloração das plaquetas e preparação dos anticorpos <ol><li> Coloração de plaquetas <ol><li> Incubar as plaquetas lavadas com 10 μg / mL de DAPI durante 30 min a 37 ° C no escuro. Para lavar a DAPI não ligada e prevenir a ativação plaquetária, adicione prostaciclina a uma concentração final de 10 ng / mL e centrifugue imediatamente por 15 min a 400 xg e RT sem freio. </li><li> Reconstitua o sedimento de plaquetas no tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4, a uma concentração de plaquetas de 150 000 plaquetas / μL. </li></ol></li><li> Preparação de anticorpos <ol><li> Misture o anticorpo marcado com biotina com estreptoma marcada com AlexaTavidina numa proporção molar de 1: 1. Incubar durante um mínimo de 10 minutos à temperatura ambiente antes da utilização (passo 7.6). NOTA: A eficiência da rotulagem da biotina pode variar entre diferentes lotes. Caso haja problemas com a visualização de moléculas alvo, as experiências de controle devem ser realizadas para confirmar a biotinilação bem sucedida, bem como as propriedades de ligação ao alvo do anticorpo biotinilado específico. </li></ol></li></ol> 7. Perfusão <ol><li> Comece o microscópio de fluorescência, bem como o software do microscópio. Use as configurações do microscópio listadas na Tabela 1 . NOTA: Inicie o microscópio e as configurações de gravação para a visualização e registro das plaquetas e os anticorpos e / ou corantes marcados fluorescentemente escolhidos, carregando um experimento apropriado no software do microscópio. Execute experiências de fluxo na RT. </li><li> Bloqueie a tubulação de entrada conectando uma seringa de 10 mL à tubulação e aspirando 1% de HSA bloNo buffer de entrada. Incube durante 15 minutos à TA. Enxaguar o tubo de entrada aspirando o tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4, no tubo de entrada. </li><li> Conecte o tubo de entrada bloqueado e o tubo de saída não tratado, ambos com um diâmetro de 1,02 mm e um comprimento de ~ 20-30 cm para a entrada e saída da câmara. Conecte uma seringa de 10 mL (ou menor volume para mais precisão) ao tubo de saída. Alimentar a bomba da seringa. NOTA: O diâmetro da seringa, em combinação com o caudal ajustado na bomba, determina o caudal volumétrico. Juntamente com a área de superfície do canal de fluxo, a taxa de cisalhamento pode ser calculada de acordo com a fórmula 13 abaixo. Por isso, é possível manipular a taxa de cisalhamento alterando o caudal da bomba da seringa ou alterando as dimensões do canal de fluxo. Uma taxa de cisalhamento de 800-1,600 s -1 tipicamente modelos para o fluxo sanguíneo arterial, enquanto 25 - 100 modelos s-1 para sangue venosofluxo. Para esta configuração, uma taxa de fluxo de 7,5 μL / min resulta em uma taxa de cisalhamento de 25 s -1 . Taxa de cisalhamento = 6Q / h 2 w em s -1 Em que: Q = taxa de fluxo volumétrico (mL / s), h = canal de altura (cm) (0,0125 cm, esta é a espessura da folha de silicone), w = largura do canal (cm) (0,2 cm nesta câmara). </li><li> Coloque uma gota de óleo de imersão em um objetivo de 100X (amplificação total de 1.000X) e monte a câmara no microscópio com a superfície de vidro para baixo. </li><li> Coloque a tubulação de entrada em um tubo contendo tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4. Puxe manualmente o êmbolo da seringa conectado ao tubo de saída e puxe a solução através da câmara para remover o ar do sistema. Coloque a seringa na bomba de seringa ( Figura 1B e C ; 8) e execute a bomba brevemente para apertar o êmbolo e garantir um fluxo estável. </li><li> Adicionar anticorpos e / ou corantes à suspensão de plaquetas ou PRP, cuidadosamenteMisture com uma pipeta de plástico e transfira a mistura para um tubo de 1,5 mL. NOTA: Para uma perfusão típica de 30 min a taxa de cisalhamento 25 s-1 (7,5 μL / min), é necessário um mínimo de 225 μL de suspensão de plaquetas. Os anticorpos utilizados para os resultados representativos são mostrados na Tabela 2 . </li><li> Mova o tubo de entrada, enquanto aperta, do tampão HEPES Tyrode, pH 7,4, para um tubo de 1,5 mL contendo PRP ou as plaquetas lavadas e os anticorpos e / ou corantes ( Figura 1B e C ; 9). NOTA: É importante que, ao transferir a tubulação, a tubulação seja espremida (pressionando o ar) para evitar que o ar entre na tubulação. É possível tratar plaquetas aderentes com uma variedade de reagentes em um passo subsequente, movendo o tubo de entrada para outro tubo de maneira semelhante. Uma lista de reagentes potencialmente úteis é fornecida na Tabela 3 . </li><li> Selecione a &quot;visualização ao vivoN &quot;no software, focalize o microscópio na superfície do vidro revestido revestido e inicie a bomba a uma taxa de cisalhamento de 1.600 s-1 (484 μL / min) até que as plaquetas atinjam a câmara de fluxo. Neste momento, Reduzir a taxa de cisalhamento de volta para 25 s-1 alterando as configurações da bomba da seringa para um caudal de 7,5 μL / min. </li><li> Monitore a superfície do lado revestido do vidro da tampa, espere até que a primeira plaquetas comece a aderir, aponte o microscópio para esta plaquetas e comece a gravar iniciando a experiência no software. Consulte a Tabela 1 para as configurações de gravação usadas aqui. </li><li> Siga a gravação ao vivo visualmente. Após 30 min, pare a bomba da seringa. NOTA: Certifique-se de que as plaquetas permanecem em foco durante o curso da experiência. Normalmente, 20-30 plaquetas se ligam no campo de visão com uma ampliação de 1.000X; Isto é cerca de 2.000-3.000 plaquetas em todo o canal de fluxo. </li><li> Fixação usandoA câmara de fluxo (opcional). <ol><li> Quando o fluxo parou depois que a bomba da seringa é parada, transfira a tubulação de entrada (sem ar) para a solução fixadora. Reinicie a bomba e circule o tampão de fixação através do canal por um mínimo de 10 minutos com o mesmo caudal mencionado no passo 7.8. </li></ol></li><li> Remova a câmara do microscópio, limpe o óleo de imersão do vidro, desconecte o vácuo e remova cuidadosamente o vidro da tampa com uma agulha de 18 G. NOTA: Evite que o vidro da tampa quebre e danifique a folha de silicone. </li><li> Coloque o slide da tampa (com as células direcionadas para cima) em uma placa de 4 poços em cima de um tecido, pré-molhado com água destilada. NOTA: Isso evita que o vidro da tampa adira à superfície do poço e evita a secagem. </li><li> Pipetar 750 μL de solução fixadora no topo do vidro da tampa e incubar durante 1 h à temperatura ambiente. Caso as amostras não possam ser analisadas diretamente,Guarde-os em 0,5% de PFA (diluído pelo tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4) a 4 ° C para garantir uma fixação estável. Proceda à seção 8 para processar o vidro da tampa para imagens. </li><li> Após o uso, enxágue a câmara, a tubulação e a folha com água destilada e incube durante a noite em uma solução detergente. Antes da reutilização da câmara e de outros componentes, enxaguar com água destilada. </li><li> Salve os arquivos de dados brutos do microscópio contendo todos os metadados. Quando necessário, exporte os filmes para .MOV, h.264 comprimido ou .AVI descompactado. Guarde quadros separados como arquivos JPEG ou TIF. </li></ol> 8. Preparação de Amostras para Microscopia de Fluorescência Confocal <ol><li> Transfira os óculos de cobertura para placas novas de 4 poços e enxágue 5 vezes com 3 mL de tampão de HEPES Tyrode, pH 7,4. Adicione 3 mL / poço de tampão de bloqueio e incube durante 1 h à TA. </li><li> Remova o buffer de bloqueio; Adicionar 3 mL / poço de 0,15% de glicina (M / V) no tampão HEPES Tyrode, pH 7,4; E incubar durante 15 minutos em RT. </li><li> Retire a solução de glicina e lave 5 vezes em 3 mL / poço de tampão de bloqueio. Opcionalmente, adicione anticorpos conjugados com fluoróforos diluídos em tampão de bloqueio para coloração adicional. Incube durante 1 h à RT no escuro. </li><li> Lavar 5 vezes com tampão de bloqueio e 2 vezes com água destilada. Secar o vidro removendo o excesso de líquido com um tecido (das bordas para dentro), sem tocar nas células. </li><li> Pipetar 60 μL de solução de álcool polivinílico em uma lâmina de microscópio. Coloque a tampa de vidro, com as células para baixo, em cima da gota e deixe o álcool polivinílico se espalhar entre as duas superfícies. Incube durante a noite na RT no escuro. </li><li> Analisar as células por microscopia confocal 14 . </li><li> Salve os arquivos de dados brutos dos dados da pilha gravada contendo todos os metadados. Quando necessário, processe os arquivos de dados brutos nos arquivos MOV, h.264 comprimidos ou .AVI descompactados. Guarde pilhas separadas como arquivos JPEG ou TIF. </li></ol>

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Os autores não têm nada a divulgar.

Em todo o mundo, a trombose é uma das principais causas de morte e morbidade, e as plaquetas desempenham um papel central no seu desenvolvimento. Este trabalho descreve um método para a imagem de células vivas de degranulação de plaquetas sob fluxo. Em geral, assume-se que, quando as plaquetas se ativam, todos os conteúdos granulares são liberados diretamente na solução. Os resultados que acompanham sugerem que este não é necessariamente o caso. Durante a adesão e degranulação, as plaquetas retêm uma quan...

As plaquetas são células anucleadas que circulam na corrente sanguínea. Sua principal função é selar as rupturas vasculares em locais de lesão e prevenir a perda de sangue. Nesses locais de lesão, as fibras subendoteliais de colágeno tornam-se expostas e são posteriormente cobertas pela proteína multimérica, o fator von Willebrand (VWF). O VWF interage com as plaquetas em circulação em um mecanismo que depende do complexo de glicoproteína Ibα-IX-V na superfície celular 1 , diminuindo a velocidade das plaquetas. Isto é particularmente importante a altas taxas de cisalhamento. As plaquetas subseqüentemente sofrem alterações morfológicas enquanto recebem impulsos ativadores do colágeno. Isso leva a disseminação irreversível e, eventualmente, a agregação de plaquetas. Ambos os processos dependem da secreção de conteúdos de grânulos para facilitar a interferência plaquetária-plaquetas. Entre outros, os grânulos α plaquetários contêm fibrinogênio e VWF para auxiliar a adesão plaquetária e a ponteAs plaquetas juntas de uma maneira dependente da integrina. Os grânulos densos de plaquetas contêm compostos inorgânicos 2 , incluindo o difosfato de adenosina e cálcio (ADP), que ajudam a reforçar a ativação plaquetar. Além disso, as plaquetas contêm mediadores da inflamação (alérgica) 3 , proteínas de controle do complemento 4 e fatores de angiogênese 5 , 6 , aumentando as questões de se e como esses conteúdos são diferencialmente liberados em condições variáveis. Desde a década de 1980, o estudo da função plaquetária em modelos de fluxo tem sido valioso para a investigação de mecanismos trombóticos 7 . Desde então, muitos progressos técnicos foram feitos e os modelos de fluxo que incluem a formação de fibrina são atualmente desenvolvidos para testar o potencial hemostático de concentrados de plaquetas terapêuticas ex vivo 8 ou paraInvestigar a influência de distúrbios nas taxas de cisalhamento na morfologia do trombo 9 . As diferenças nos mecanismos moleculares e biológicos celulares que conduzem a adesão estável e formação de trombo fisiológico (hemostasia) versus formação de trombo patológico (trombose) podem ser muito sutis e motivar o desenvolvimento de modelos de fluxo que permitam a visualização em tempo real desses sub-celulares Processos. Um exemplo de um processo para o qual essa configuração seria valiosa é a (re) distribuição de polifosfato intracelular e o recrutamento de fatores de coagulação para descobrir o impacto dependente do tempo que isso tem na ultraestrutura da fibrina 10 . Os estudos geralmente são limitados a análises de ponto final. O objetivo principal do método descrito é habilitar a pesquisa visual em tempo real de processos subcelulares dinâmicos que ocorrem durante a ativação plaquetária sob fluxo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1340">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES)&#160;</td>
			<td style="width:295px;">VWR</td>
			<td style="width:227px;">441476L</td>
			<td style="width:372px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Na2HPO4</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td style="width:227px;">S-0876</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NaCl</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td style="width:227px;">31434</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">KCl</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td style="width:227px;">31248</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">MgSO4</td>
			<td style="width:295px;">Merck KGaA</td>
			<td style="width:227px;">1.05886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D-glucose</td>
			<td style="width:295px;">Merck KGaA</td>
			<td style="width:227px;">1.04074</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prostacyclin&#160;</td>
			<td style="width:295px;">Cayman Chemical</td>
			<td style="width:227px;">18220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tri-sodium citrate</td>
			<td style="width:295px;">Merck KGaA</td>
			<td style="width:227px;">1.06448</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Citric acid&#160;</td>
			<td style="width:295px;">Merck KGaA</td>
			<td style="width:227px;">1.00244</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cover glasses</td>
			<td style="width:295px;">Menzel-Gl&#228;ser</td>
			<td style="width:227px;">BBAD02400500#A</td>
			<td>24x50mm, No. 1 = 0.13-0.16 mm thickness.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:447px;">Chromosulfuric acid (2% CrO3)</td>
			<td style="width:295px;">Riedel de Haen</td>
			<td>07404</td>
			<td>CAS [65272-70-0].</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Von Willebrand factor (VWF)</td>
			<td style="width:295px;">in-house purified</td>
			<td style="width:227px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fibrinogen</td>
			<td style="width:295px;">Enzyme Research Laboratories</td>
			<td style="width:227px;">FIB3L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4 well dish, non-treated</td>
			<td style="width:295px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:227px;">267061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Human Serum Albumin Fraction V</td>
			<td style="width:295px;">Haem Technologies Inc.</td>
			<td style="width:227px;">823022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Blood collection tubes, 9 ml, 9NC Coagulation Sodium Citrate 3.2%</td>
			<td style="width:295px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:227px;">455322</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cell analyser&#160;</td>
			<td style="width:295px;">Abbott Diagnostics</td>
			<td style="width:227px;">CELL-DYN hematology analyzer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td>30525-89-4&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Syringe pump</td>
			<td style="width:295px;">Harvard Apparatus, Holliston, MA</td>
			<td style="width:227px;">Harvard apparatus 22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10 mL syringe with 14.5 mm diameter</td>
			<td style="width:295px;">BD biosciences</td>
			<td style="width:227px;">305959</td>
			<td>Luer-Lok syringe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Anti-CD63-biotin&#160;</td>
			<td style="width:295px;">Abcam&#160;</td>
			<td style="width:227px;">AB134331</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Anti-CD62P-biotin&#160;</td>
			<td style="width:295px;">R&#38;D Systems</td>
			<td style="width:227px;">Dy137</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4&#8217;,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI)</td>
			<td style="width:295px;">Polysciences Inc.&#160;</td>
			<td style="width:227px;">9224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Streptavidin, Alexa Fluor 488 conjugate</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>S11223&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Immersion oil</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>444963-0000-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Detergent solution</td>
			<td>Unilever, Biotex</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glycine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>56-40-6&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyvinyl alcohol</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td>9002-89-5</td>
			<td>Mowiol 40-88.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tris hydrochloride</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td>1185-53-1&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octane (DABCO)</td>
			<td style="width:295px;">Sigma</td>
			<td>280-57-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sheep Anti-hVWF pAb</td>
			<td>Abcam&#160;</td>
			<td style="width:227px;">AB9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Alexa fluor 488-NHS</td>
			<td style="width:295px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:227px;">A20000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glycerol</td>
			<td style="width:295px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:227px;">15523-1L-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Parafinn film</td>
			<td style="width:295px;">Bemis</td>
			<td style="width:227px;">PM-996</td>
			<td>4 in. x 125 ft. Roll.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Silicone sheet non-reinforced</td>
			<td style="width:295px;">Nagor</td>
			<td style="width:227px;">NA 500-1</td>
			<td>200mmx150mmx0.125mm.</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:447px;">Customized cut silicone sheet with perfusion and vacuum channels</td>
			<td style="width:295px;">in-house made</td>
			<td style="width:227px;"></td>
			<td>Made of Silicone sheet non-reinforced (Nagor, NA 500-1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">1.5 mL tubes</td>
			<td style="width:295px;">Eppendorf AG</td>
			<td style="width:227px;">T9661-1000AE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Fluorescent microscope</td>
			<td style="width:295px;">Zeiss Observer Z1&#160;</td>
			<td style="width:227px;"></td>
			<td>Equiped with LED excitation lights.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Microscope software</td>
			<td style="width:295px;">Zeiss ZEN 2</td>
			<td style="width:227px;">blue edition</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">18 G needle (18 G x 1 1/2&#34;)</td>
			<td style="width:295px;">BD biosciences</td>
			<td>305196</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">NaCl</td>
			<td style="width:295px;">Riedel de Haen</td>
			<td style="width:227px;">31248375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Tris</td>
			<td style="width:295px;">Roche</td>
			<td style="width:227px;">10708976</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Plastic pasteur pipet</td>
			<td style="width:295px;">VWR</td>
			<td style="width:227px;">612-1681</td>
			<td>&#160;7 ml non sterile, graduated up to 3ml.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Silicone tubing</td>
			<td style="width:295px;">VWR</td>
			<td style="width:227px;">228-0656</td>
			<td>Inner diamete. x Outer diameter x Wall thickness = 1.02 x 2.16 x 0.57 mm.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:447px;">Microscope slides</td>
			<td style="width:295px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:227px;">ABAA000001##12E</td>
			<td>76 x 26 x 1 mm, ground edges 45&#176;, frosted end.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live-cell imaging of platelet degranulation and secretion under flow

As plaquetas são jogadores essenciais na hemostasia, a formação de trombos para selar as violações vasculares. Eles também estão envolvidos em trombose, a formação de trombos que obstruem a vasculatura e ferem órgãos, com conseqüências que ameaçam a vida. Isso motiva a pesquisa científica sobre a função plaquetária e o desenvolvimento de métodos para rastrear processos biológicos celulares, pois ocorrem em condições de fluxo. Uma variedade de modelos de fluxo estão disponíveis para o estudo da adesão e agregação de plaquetas, dois fenômenos-chave na biologia das plaquetas. Este trabalho descreve um método para estudar a degranulação de plaquetas em tempo real sob fluxo durante a ativação. O método faz uso de uma câmara de fluxo acoplada a uma configuração de bomba de seringa que é colocada sob um microscópio de fluorescência à base de LED de campo largo e invertido. A configuração descrita aqui permite a excitação simultânea de múltiplos fluoróforos que são administrados por anticorpos marcados com fluorescência ou fluorescentesCorantes. Após experiências de imagem de células vivas, os óculos de cobertura podem ser processados ​​e analisados ​​usando microscopia estática (por exemplo , microscopia confocal ou microscopia eletrônica de varredura).

A Figura 1 mostra imagens da câmara de fluxo e configuração experimental; A posição e as dimensões da folha de silício; E conexões de tubulação. A Figura 2 fornece detalhes sobre as dimensões da câmara de fluxo. A Figura 3 eo Filme 1 mostram uma série de imagens de adesão plaquetária e propagação em VWF imobilizado. CD63 é uma proteína transmembranar que é inseri...

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Live-cell Imaging of Platelet Degranulation and Secretion Under Flow

Este trabalho descreve um método baseado em microscopia de fluorescência para o estudo da adesão, disseminação e secreção de plaquetas sob fluxo. Esta plataforma versátil permite a investigação da função plaquetária para pesquisas mecanicistas sobre trombose e hemostasia.

Imagens de células vivas de degradação e secreção de plaquetas sob fluxo

Blood platelets are essential players in hemostasis, the formation of thrombi to seal vascular breaches. They are also involved in thrombosis, the ...

live-cell-imaging-of-platelet-degranulation-and-secretion-under-flow

Research

JoVE Journal

Biology

11.5K visualizações.  University Medical Center Utrecht.  Este trabalho descreve um método baseado em microscopia de fluorescência para o estudo da adesão, disseminação e secreção de plaquetas sob fluxo. Esta plataforma versátil permite a investigação da função plaquetária para pesquisas mecanicistas sobre trombose e hemostasia. 

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Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique advantage of FSM is its ability to capture the movement and turnover kinetics (assembly/disassembly) of the F-actin network within living cells. This technique is particularly useful in deriving quantitative measurements of F-actin dynamics when paired with computer vision software (qFSM).  We describe  the selection, microinjection and visualization of fluorescent actin probes in living cells. Importantly, similar procedures are applicable to visualizing other macomolecular assemblies. FSM has been demonstrated for microtubules, intermediate filaments, and adhesion complexes.  

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy FSM

Selection, microinjection, and imaging of fluorescently-labeled F-actin via fluorescent speckle microscopy (FSM).

Imagens de células vivas de F-actina Dynamics via Microscopia fluorescente Speckle (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique ...

Biologia

Platelet Adhesion and Aggregation Under Flow using Microfluidic Flow Cells

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions. Extracellular proteins, collagen I or von Willebrand factor are deposited within the microfluidic channel using active perfusion with a pneumatic pump. The matrix proteins are then washed with buffer and blocked to prepare the microfluidic channel for platelet interactions. Whole blood labeled with fluorescent dye is perfused through the channel at various flow rates in order to achieve platelet activation and aggregation. Inhibitors of platelet aggregation can be added prior to the flow cell experiment to generate IC50 dose response data.

The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions.

Adesão e agregação plaquetária sob fluxo usando células de fluxo microfluídicos

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion ...

Fluorescent Labeling of COS-7 Expressing SNAP-tag Fusion Proteins for Live Cell Imaging

SNAP-tag and CLIP-tag protein labeling systems enable the specific, covalent attachment of molecules, including fluorescent dyes, to a protein of interest in live cells. These systems offer a broad selection of fluorescent substrates optimized for a range of imaging instrumentation. Once cloned and expressed, the tagged protein can be used with a variety of substrates for numerous downstream applications without having to clone again. There are two steps to using this system: cloning and expression of the protein of interest as a SNAP-tag fusion, and labeling of the fusion with the SNAP-tag substrate of choice. The SNAP-tag is a small protein based on human O6-alkylguanine-DNA-alkyltransferase (hAGT), a DNA repair protein. SNAP-tag labels are dyes conjugated to guanine or chloropyrimidine leaving groups via a benzyl linker. In the labeling reaction, the substituted benzyl group of the substrate is covalently attached to the SNAP-tag. CLIP-tag is a modified version of SNAP-tag, engineered to react with benzylcytosine rather than benzylguanine derivatives. When used in conjunction with SNAP-tag, CLIP-tag enables the orthogonal and complementary labeling of two proteins simultaneously in the same cells.

SNAP-tag and CLIP-tag protein labeling systems enable the specific, covalent attachment of molecules, including fluorescent dyes, to a protein of interest in live cells. Once cloned and expressed, the tagged protein can be used with a variety of substrates for numerous downstream applications without having to clone again.

Labeling fluorescentes de COS-7 expressando as proteínas SNAP tag-Fusion para imagens de células vivas

SNAP-tag and CLIP-tag protein labeling systems enable the specific, covalent attachment of molecules, including fluorescent dyes, to a protein of interest ...

Live-cell Imaging and Quantitative Analysis of Embryonic Epithelial Cells in Xenopus laevis

Embryonic epithelial cells serve as an ideal model to study morphogenesis where multi-cellular tissues undergo changes in their geometry, such as changes in cell surface area and cell height, and where cells undergo mitosis and migrate. Furthermore, epithelial cells can also regulate morphogenetic movements in adjacent tissues1. A traditional method to study epithelial cells and tissues involve chemical fixation and histological methods to determine cell morphology or localization of particular proteins of interest. These approaches continue to be useful and provide "snapshots" of cell shapes and tissue architecture, however, much remains to be understood about how cells acquire specific shapes, how various proteins move or localize to specific positions, and what paths cells follow toward their final differentiated fate. High resolution live imaging complements traditional methods and also allows more direct investigation into the dynamic cellular processes involved in the formation, maintenance, and morphogenesis of multicellular epithelial sheets. Here we demonstrate experimental methods from the isolation of animal cap tissues from Xenopus laevis embryos to confocal imaging of epithelial cells and simple measurement approaches that together can augment molecular and cellular studies of epithelial morphogenesis.

Live-cell Imaging and Quantitative Analysis of Embryonic Epithelial Cells in Xenopus laevis

Xenopus embryonic epithelia are an ideal model system to study cell behaviors such as polarity development and shape change during epithelial morphogenesis. Traditional histology of fixed samples is increasingly being complemented by live-cell confocal imaging. Here we demonstrate methods to isolate frog tissues and visualize live epithelial cells and their cytoskeleton using live-cell confocal microscopy.

Em células vivas, Imagem e Análise Quantitativa de células embrionárias epiteliais em Xenopus laevis</em

Embryonic epithelial cells serve as an ideal model to study morphogenesis where multi-cellular tissues undergo changes in their geometry, such as changes ...

Two- and Three-Dimensional Live Cell Imaging of DNA Damage Response Proteins

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate mutations and chromosomal aberrations1. To prevent this trauma from catalyzing genomic instability, it is crucial for cells to detect DSBs, activate the DNA damage response (DDR), and repair the DNA. When stimulated, the DDR works to preserve genomic integrity by triggering cell cycle arrest to allow for repair to take place or force the cell to undergo apoptosis. The predominant mechanisms of DSB repair occur through nonhomologous end-joining (NHEJ) and homologous recombination repair (HRR) (reviewed in2). There are many proteins whose activities must be precisely orchestrated for the DDR to function properly. Herein, we describe a method for 2- and 3-dimensional (D) visualization of one of these proteins, 53BP1.
The p53-binding protein 1 (53BP1) localizes to areas of DSBs by binding to modified histones3,4, forming foci within 5-15 minutes5. The histone modifications and recruitment of 53BP1 and other DDR proteins to DSB sites are believed to facilitate the structural rearrangement of chromatin around areas of damage and contribute to DNA repair6. Beyond direct participation in repair, additional roles have been described for 53BP1 in the DDR, such as regulating an intra-S checkpoint, a G2/M checkpoint, and activating downstream DDR proteins7-9. Recently, it was discovered that 53BP1 does not form foci in response to DNA damage induced during mitosis, instead waiting for cells to enter G1 before localizing to the vicinity of DSBs6. DDR proteins such as 53BP1 have been found to associate with mitotic structures (such as kinetochores) during the progression through mitosis10.
In this protocol we describe the use of 2- and 3-D live cell imaging to visualize the formation of 53BP1 foci in response to the DNA damaging agent camptothecin (CPT), as well as 53BP1's behavior during mitosis. Camptothecin is a topoisomerase I inhibitor that primarily causes DSBs during DNA replication. To accomplish this, we used a previously described 53BP1-mCherry fluorescent fusion protein construct consisting of a 53BP1 protein domain able to bind DSBs11. In addition, we used a histone H2B-GFP fluorescent fusion protein construct able to monitor chromatin dynamics throughout the cell cycle but in particular during mitosis12. Live cell imaging in multiple dimensions is an excellent tool to deepen our understanding of the function of DDR proteins in eukaryotic cells.

This protocol describes a method for visualizing a DNA double-strand break signaling protein activated in response to DNA damage as well as its localization during mitosis.

Duas e três dimensões imagens de células vivas de Proteínas de DNA resposta a danos

Double-strand breaks (DSBs) are the most deleterious DNA lesions a cell can encounter. If left unrepaired, DSBs harbor great potential to generate ...

Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Autophagy is a cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of amino acids. Autophagy is defined by the formation of double membrane structures, called autophagosomes, that sequester cytoplasm, long-lived proteins and protein aggregates, defective organelles, and even viruses or bacteria. Autophagosomes eventually fuse with lysosomes leading to bulk degradation of their content, with the produced nutrients being recycled back to the cytoplasm. Therefore, autophagy is crucial for cell homeostasis, and dysregulation of autophagy can lead to disease, most notably neurodegeneration, ageing and cancer.	
	Autophagosome formation is a very elaborate process, for which cells have allocated a specific group of proteins, called the core autophagy machinery. The core autophagy machinery is functionally complemented by additional proteins involved in diverse cellular processes, e.g. in membrane trafficking, in mitochondrial and lysosomal biology. Coordination of these proteins for the formation and degradation of autophagosomes constitutes the highly dynamic and sophisticated response of autophagy. Live cell imaging allows one to follow the molecular contribution of each autophagy-related protein down to the level of a single autophagosome formation event and in real time, therefore this technique offers a high temporal and spatial resolution.	
	Here we use a cell line stably expressing GFP-DFCP1, to establish a spatial and temporal context for our analysis. DFCP1 marks omegasomes, which are precursor structures leading to autophagosomes formation. A protein of interest (POI) can be marked with either a red or cyan fluorescent tag. Different organelles, like the ER, mitochondria and lysosomes, are all involved in different steps of autophagosome formation, and can be marked using a specific tracker dye. Time-lapse microscopy of autophagy in this experimental set up, allows information to be extracted about the fourth dimension, i.e. time. Hence we can follow the contribution of the POI to autophagy in space and time.

Time-lapse microscopy of fluorescently labeled autophagy markers allows monitoring of the dynamic autophagy response with high temporal resolution. Using specific autophagy and organelle markers in a combination of 3 different colors, we can follow the contribution of a protein to autophagosome formation in a robust spatial and temporal context.

Imagens de células vivas dos primeiros autofagia Eventos: Omegasomes and Beyond

Autophagy is a  cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of  amino acids. Autophagy is defined by the formation of ...

Studying the Protein Quality Control System of D. discoideum Using Temperature-controlled Live Cell Imaging

The complex lifestyle of the social amoebae Dictyostelium discoideum makes it a valuable model for the study of various biological processes. Recently, we showed that D. discoideum is remarkably resilient to protein aggregation and can be used to gain insights into the cellular protein quality control system. However, the use of D. discoideum as a model system poses several challenges to microscopy-based experimental approaches, such as the high motility of the cells and their susceptibility to photo-toxicity. The latter proves to be especially challenging when studying protein homeostasis, as the phototoxic effects can induce a cellular stress response and thus alter to behavior of the protein quality control system. 
Temperature increase is a commonly used way to induce cellular stress. Here, we describe a temperature-controllable imaging protocol, which allows observing temperature-induced perturbations in D. discoideum. Moreover, when applied at normal growth temperature, this imaging protocol can also noticeably reduce photo-toxicity, thus allowing imaging with higher intensities. This can be particularly useful when imaging proteins with very low expression levels. Moreover, the high mobility of the cells often requires the acquisition of multiple fields of view to follow individual cells, and the number of fields needs to be balanced against the desired time interval and exposure time.

Studying the Protein Quality Control System of D. discoideum Using Temperature-controlled Live Cell Imaging

The social amoebae Dictyostelium discoideum has recently been established as a system to study protein misfolding and proteostasis. Here, we describe a new imaging-based methodology to study temperature-induced protein aggregation and the cellular stress response in D. discoideum.

Estudando a Proteína de Qualidade Sistema de Controle de<em&gt; D. discoideum</em&gt; Usando temperatura controlada Imagens ao vivo celular

The complex lifestyle of the social amoebae Dictyostelium discoideum makes it a valuable model for the study of various biological processes. Recently, we ...

Mixed Primary Cultures of Murine Small Intestine Intended for the Study of Gut Hormone Secretion and Live Cell Imaging of Enteroendocrine Cells

The gut is the largest endocrine organ of the body, with hormone-secreting enteroendocrine cells located along the length of the gastrointestinal epithelium. Despite their physiological importance, enteroendocrine cells represent only a small fraction of the epithelial cell population and in the past, their characterization has presented a considerable challenge resulting in a reliance on cell line models. Here, we provide a detailed protocol for the isolation and culture of mixed murine small intestinal cells. These primary cultures have been used to identify the signaling pathways underlying the stimulation and inhibition of gut peptide secretion in response to a number of nutrients and neuropeptides as well as pharmacological agents. Furthermore, in combination with the use of transgenic fluorescent reporter mice, we have demonstrated that these primary cultures become a powerful tool for the examination of fluorescently-tagged enteroendocrine cells at the intracellular level, using methods such as patch clamping and single-cell calcium and cAMP-FRET imaging.

This protocol describes the isolation and culture of mixed murine small intestinal cells. These primary intestinal cultures enable the investigation of signaling pathways underlying gut peptide secretion using a number of techniques.

Culturas primárias mistas de Murino Intestino Delgado destinadas ao estudo de Gut hormonal Secreção e imagens de células vivas de Células Enteroendócrinas

The gut is the largest endocrine organ of the body, with hormone-secreting enteroendocrine cells located along the length of the gastrointestinal ...

LDL Cholesterol Uptake Assay Using Live Cell Imaging Analysis with Cell Health Monitoring

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic disorder, cardiovascular disease, and kidney disease. Currently, there is no available method to assess LDL uptake while simultaneously monitoring for health of the cells. The current study presents a protocol, using a live cell imaging analysis system, to acquire serial measurements of LDL influx with concurrent monitoring for cell health. This novel technique is tested in three human cell lines (hepatic, renal tubular epithelial, and coronary artery endothelial cells) over a four-hour time course. Moreover, the sensitivity of this technique is validated with well-known LDL uptake inhibitors, Dynasore and recombinant PCSK9 protein, as well as by an LDL uptake promoter, Simvastatin. Taken together, this method provides a medium-to-high throughput platform for simultaneously screening pharmacological activity as well as monitoring of cell morphology, hence cytotoxicity of compounds regulating LDL influx. The analysis can be used with different imaging systems and analytical software.

This protocol provides an efficient approach to measuring LDL cholesterol uptake with real time influx rates using a live cell imaging system in various cell types. This technique provides a platform to screen the pharmacological activity of compounds affecting LDL influx while monitoring for cell morphology and hence potential cytotoxicity.

Ensaio de absorção de LDL colesterol usando célula viva análise com célula de imagem monitoramento de integridade

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic ...

Application of Membrane and Cell Wall Selective Fluorescent Dyes for Live-Cell Imaging of Filamentous Fungi

The application of membrane and cell wall selective fluorescent dyes for live-cell imaging analyses of organelle dynamics in fungal cells started two decades ago and since then continues to contribute greatly to our understanding of the filamentous fungal lifestyle. This paper provides a practical guide for the utilization of the two membrane dyes FM 1-43 and FM 4-64 and the four cell wall stains Calcofluor White M2R, Solophenyl Flavine 7GFE 500, Pontamine Fast Scarlet 48 and Congo Red. The focus is on their low-dose application to ascertain artefact-free staining, their co-imaging properties, and their quantitative evaluation. The presented methods are applicable to all filamentous fungal samples that can be prepared in the described ways. The fundamental staining approaches can serve as starting points for adaptations to species that might require different cultivation conditions. First, biophysical and biochemical properties are reviewed as their understanding is essential for using these dyes as truly vital fluorescent stains. Secondly, step-by-step protocols are presented that detail the preparation of various fungal sample types for fluorescent live-cell imaging. Finally, example experiments illustrate different approaches to: (1) identify defects in the spatio-temporal organization of endocytosis in genetic mutants, (2) comparatively characterize shared and distinct co-localization of GFP-labeled target proteins in the endocytic pathway, (3) identify morphogenetic cell wall defects in a genetic mutant, and (4) monitor cell wall biogenesis in real time.

Vital fluorescent dyes are essential tools for live-cell imaging analyses in modern fungal cell biology. This paper details the application of established and lesser-known fluorescent dyes for tracking plasma membrane dynamics, endo-/exocytosis and cell wall morphogenesis in filamentous fungi.

Aplicação de corantes fluorescentes seletivos da membrana e da parede de pilha para a imagem latente da Viver-pilha de fungos de Filamentous

The application of membrane and cell wall selective fluorescent dyes for live-cell imaging analyses of organelle dynamics in fungal cells started two ...