Agradecemos Bryne Ulmschneider contribuições para o protocolo e Diane Barber para sugestões sobre o manuscrito. Este trabalho foi financiado por um Instituto Nacional de subvenção de saúde GM116384 ao Nystul de T.G. e D.L. Barber.

Nota: para medir pHi na linhagem FSC, podemos calcular a relação das intensidades de fluorescência da pHluorin para mCherry em células de folículo em condições fisiológicas, pFCs e FSCs e converter os rácios em valores de pHi com padrão as curvas de calibração para cada célula tipo 7. Primeiras, viver experiências de imagem são realizadas para medir intensidades de fluorescência de pHluorin e mCherry em germaria dissecado em um buffer que contém NaHCO 3, que imita condições fisiológicas 1 , 7. curvas padrão, próxima são geradas por medir intensidades de fluorescência pHluorin e mCherry em um at +-livre, K + tampão contendo o ionóforo nigericin ajustado para dois valores de pH diferentes, 6,5 e 7,5. Na presença de nigericin, pHi se equilibra o pH da reserva através da membrana de plasma, causando pHi coincidir com o pH extracelular. Por último, as curvas padrão são usadas para converter pHluorin para mCherry rácios para valores estimados pHi.
 1. pré-julgamento: preparação antes de medição pHi In Vivo Nota: para medir pHi na vivo, o transgene mCherry::pHluorin deve ser expressos no tipo de célula de interesse. Abaixo estão algumas maneiras comuns para gerar pHluorin transgénico voa na linhagem do FSC. A geração de clones mCherry::pHluorin é particularmente útil para identificar FSCs, que estão localizados na extremidade anterior de um clone do FSC. Tecido mCherry::pHluorin específicos expressão é útil para medir pHi em todo o tecido inteiro e também é mais conveniente quando se combina com a expressão de um RNAi ou transgene.
<ol><li>Geração de transgênico pHluorin voa <ol><li>mCherry::pHluorin-rotulados FSC clones <ol><li>tornar mCherry::pHluorin FSC clones, cruzar UAS-mCherry::pHluorin 1 para um ato-Gal4 flipout ações ou outro o estoque com um Gal4 inducible Flp/FRT.</li>
			<li>Para fazer heatshock clones inducible, heatshock adultos F1s para 2 dias pós eclosão em frascos vazios para 1 h em um banho de água de 37 ° C, quatro vezes aproximadamente cada 12 h.</li>
			<li>Para garantir o crescimento normal e taxas máximas de oogénese durante este período, manter moscas fornecendo molhado de fermento fresco (aproximadamente partes iguais secar padeiro &#39; s fermento e água) diariamente pelo menos 6 dias após a indução de clone.</li>
		</ol></li> <li>Expressão de mCherry::pHluorin específicas de tecido</li> <li>Cruz UAS-mCherry::pHluorin 1 de um folículo celular driver específico, y 1 w *; P {GawB} 10930/CyO (Bloomington ID: 7023).</li>
		<li>3 dias depois que moscas começam eclosing, coletar e colocá-los em frascos contendo fermento molhado, pelo menos 24 h antes da dissecação.</li>
	</ol></li> <li>Fazendo soluções Nota: é importante preparar os buffers de seguintes no dia do experimento, porque as concentrações de pH e soluto no buffer podem mudar ao longo do tempo.
	<ol><li>Buffers de bicarbonato, nigericin e dissecação de preparar. Adicione os componentes na ordem listada para evitar formação de precipitados (consulte a tabela 1, tabela 2 e tabela 3).</li>
	</ol></li></ol> 2. Julgamento: Medição pHi na linhagem FSC Nota: A dissecação, montagem e ao vivo de imagens as etapas para o tampão de bicarbonato e as condições de reserva de nigericin dois talvez precise ser executada duas vezes: uma vez para determinar o microscópio configurações e uma segunda vez para coletar dados experimentais. Consulte a seção 2.2 abaixo para obter mais informações.
<ol><li>, Dissecção e montagem Nota: para materiais necessários para executar este passo, consulte a Figura 1 e Tabela de materiais. Para câmaras 3D montagem de impressos, arquivos de impressora 3D são fornecidos como arquivo suplementar 1 e 2 de arquivo suplementar.
	<ol><li>Dissecação: <ol><li>câmaras de montagem Prepare aplicando uma fina camada de graxa de vácuo para o lado mais liso da 3D impresso câmara de montagem. Coloque esse lado sobre uma lamela de 22 x 40 mM para selar a lamela para a câmara de montagem.</li>
		</ol></li> <li>Dissecar os ovários da fêmeas adultas moscas no buffer de dissecação 500 µ l (tampão bicarbonato ou nigericin, tabela 3) <ol><li>anestesiar moscas de 3-4 usando gás de CO 2 e transferência voa sobre uma placa mosca perfundida com CO 2 gás.</li>
			<li>Pegar uma mosca anestesiada com pinça e coloque na mídia dissecação.</li>
			<li>Beliscar o tórax de uma mosca com uma pinça, enquanto puxando a ponta de seu abdômen até que seus ovários estão expostos.</li>
			<li>Depois de descolar os ovários de outros órgãos, arreliar distante o ovarioles usando 22 1/2 agulhas de seringa. Cuidadosamente separada do músculo da bainha dos ovários e ovarioles individuais separadas do cluster de ovarioles. Uma técnica eficiente para isolar a bainha do músculo é usar uma agulha de seringa para segurar o cluster de ovarioles no lugar em sua extremidade anterior e curso para baixo ao longo do comprimento do único ovarioles.</li>
			<li>Incubar os ovários dissecados na mídia de dissecação por exatamente 10 min antes de prosseguir para a etapa de montagem, para que haja tempo suficiente para o pHi de células totalmente equilibrar o pH dos meios de comunicação dissecação nigericin. 
			Nota: Certifique-se que a bainha do músculo é removida o ovarioles. A bainha do músculo pode atenuar o sinal de fluorescência, o que torna difícil identificar células individuais usando Concanavilin-A e pode causar ovarioles mover-se espontaneamente durante a geração de imagens ao vivo.</li>
		</ol></li> <li>De montagem <ol><li>colocar uma pequena gota de mídia de dissecação no sentido da lamela de vidro no interior da câmara de montagem.</li>
			<li>Transferência separada ovarioles usando fórceps.</li>
			<li>Separar câmaras de ovo de fase posteriores do germaria associado com câmaras de ovo de fase anteriores e tentar garantir que o germaria dissecado são colocados no centro da gota mídia dissecação.</li>
			<li>Adicionar duas pequenas gotas de esmalte para lados opostos de uma lamela de 12mm redonda e deixe secar por cerca de 10 s.</li>
			<li>Lugar a rodada lamela sobre a entrega de mídia de dissecação contendo separados germaria tal que daquele lado com esmaltes virado para baixo e entra em contato com a mídia de dissecação. Pressione as partes da borda com os esmaltes para achatar e fixar o germaria em posição. Nós recomendamos usar esmaltes mais velho porque ele mancha menos sobre a superfície da lamela como está sendo segura no lugar.</li>
			<li>Encha a câmara de montagem com meios adicionais de dissecação. Buffer de condição específica que não contenha Concanavalina-A tintura pode ser usado para encher a câmara de. 
			Nota: O tempo total gasto dissecando e montagem não deve exceder 15 min. Isto é importante para minimizar os efeitos do dano tecidual e morte da pilha.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Imagens ao vivo: Nota: nesta etapa, primeiro recolher imagens da condição de bicarbonato e as duas condições de nigericin para determinar as configurações de microscópio apropriado; ajustar as configurações de microscópio, se necessário, e coletar imagens para os dados experimentais. Usar um microscópio confocal capaz de imagem em 3 canais: GFP (emissão de excitação 475/509), mCherry (emissão de excitação/610 575) e far-red (633 emissão de excitação/647). 
	Nota: Definir configurações de microscópio: as intensidades pixel das imagens coletadas irão ser quantificadas para determinar as estimativas de pHi, por isso é importante que os valores de intensidade do sinal em cada conjunto de imagem é muito baixa nem saturados. A gama de intensidades que podem ser capturados em uma imagem é definida pela profundidade de bits da imagem. Em muitos casos, imagens de 8 bits são geradas por padrão, mas recomendamos adquirir os dados como imagens de 16 bits, que têm um alcance dinâmico mais amplo. É importante assegurar que a interferência entre canais fluorescentes é minimizada, então as configurações devem ser ajustadas para que o espectro de emissão coletados de cada fluoróforo não se sobreponha. Para testar essas configurações, pegue uma imagem de amostra utilizando o espectro de excitação para as boas práticas agrícolas e recolher no espectro de emissão para mCherry e vice versa. Se as configurações foram ajustadas corretamente, não deve haver nenhum sinal em ambos os casos. Defina as configurações de microscópio (i.e., configurações de tensão em uma varredura a laser confocal, tamanho poder e pinhole de laser) para que as intensidades de pixel do sinal em todos os conjuntos de três imagens estão dentro da faixa dinâmica do arquivo de imagem. Para todas as nossas experiências, foi utilizado um laser de luz branco microscópio confocal com um objectivo de 40x para adquirir imagens de 16 bits em formato de × 1.024 1.024, enquanto nós aperfeiçoamos o ganho de tensão para cada experimento, conforme necessário. Por exemplo, em um experimento, podemos definir o ganho de tensão de GFP, mCherry e far-red como 37,8% 72,9% e 260%, respectivamente.
	<ol><li>Imagem ovarioles no buffer de dissecação nigericin a pH 6,5 e ajustar as configurações, tais que as intensidades pixel das imagens pHluorin e mCherry são baixas, mas não abaixo os limites de detecção da câmera.</li>
		<li>Imagem um outro conjunto de ovarioles no buffer de dissecação nigericin a pH 7,5 e ajustar as configurações de tal forma que as intensidades de pixel das imagens pHluorin e mCherry são altas, mas não saturados.</li>
		Ovários de imagem <li>na dissecação de bicarbonato buffer e certifique-se de que as intensidades de pixel das imagens pHluorin e mCherry não estão saturadas com as configurações escolhidas. Se os pixels são saturados, ajuste as configurações conforme necessário. 
		Nota: Microscópio parâmetros de configuração podem diferir com base na configuração do microscópio exata sendo usada e deve ser otimizado para cada experimento. Depois de microscópio configurações foram definidas, não alterá-los para o restante do experimento. As configurações devem coadunar-se através de controle e condições experimentais. Em nossos experimentos iniciais pHi, geramos 2 e 3 curvas de calibração de ponto nigericin e não encontrada nenhuma diferença significativa entre pHi calculado usando qualquer método. No entanto, em geral, a adição de mais pontos na curva de calibração seria esperada para melhorar a precisão. Portanto, é recomendável gerar curvas com diferentes números de pontos para determinar quantas são necessárias para um determinado conjunto de condições experimentais.</li>
	</ol></li> <li>Coleta de dados: <ol><li>faz dissecação, montagem e a imagem das amostras nas condições tampão bicarbonato e nigericin. Depois de dissecção e montagem, o tempo máximo de um conjunto de amostras de imagens não devem exceder 45 min para garantir que as medições de intensidade de fluorescência são feitas em tecido vivo, saudável.</li>
		<li>Para cada condição, adquirir imagens pelo menos 5 germaria.</li>
	</ol></li></ol> 3. Pós-julgamento: Análise de imagem <ol><li>intensidades de fluorescência medida em células de folículo, PFC e FSCs <ol><li>fundo subtração: <ol><li>Open in natura imagens em FIJI com cada canal em uma janela separada ( a Figura 4).</li>
			<li>Usar a ferramenta retângulo para desenhar uma região de interesse (ROI) na janela do canal pHluorin em uma parte da imagem sem sinal.</li>
			<li>Opcional passo: definir o limite inferior do limiar para que os pixels com valores de intensidade abaixo de fundo são excluídas e definir o limite superior do limiar máximo. Quando o limite é definido desta forma, as áreas da imagem sem sinal em sua maioria são azuis e o sinal é claramente visível ( Figura 4A).</li>
			<li>Medir a intensidade de fluorescência média no ROI. Se o limite foi definido na etapa 3, certifique-se de verificar o &#34; limite de limiar &#34; caixa na caixa de diálogo Definir medições.</li>
			<li>Subtrair a intensidade de fundo medido de cada canal e fatia da imagem usando a função Subtract, encontrada no processo de &#8594; menu matemática.</li>
			<li>3.1.1.2-6 passos de repetição para a janela de canal mCherry exceto que, na etapa 3.1.1.2, em vez de desenhar um novo retângulo com a ferramenta retângulo, use a função de seleção de restauração, encontrado no editar &#8594; menu de seleção, adicionar um retângulo com o mesmo dimensões e posição na imagem.</li>
		</ol></li> <li>FSCs identificar, pFCs e células de folículo: <ol><li>identificar a FSCs, pFCs e células do folículo por morfologia e localização usando o Concanavalina-A coloração para encontrar os limites da célula ( Figura 2).</li>
			<li>FSCs são finas células triangulares localizadas na borda do germarium na fronteira região 2a/2b. Se o mCherry::pHluorin é expresso em um clone do FSC, FSC também pode ser identificado como a célula mais anterior do clone.</li>
			<li>PFC é células de forma irregulares na região 2b, imediatamente adjacente e a jusante da FSCs.</li>
			<li>Folículo são células quadradas ou colunares que cercam o cisto de células germinativas na região 3.</li>
		</ol></li> <li>Obtenção rácios de intensidade de fluorescência <ol><li>escolher uma ou mais fatias no qual a célula de interesse tem maior intensidade de fluorescência no canal de mCherry e certifique-se que a coloração Concanavalina-A, vi no canal de far-red, é em foc Nós dentro da fatia selecionada.</li>
			<li>Desenhar ROI em torno de cada medida a intensidade de fluorescência média de pHluorin e mCherry em todos os gomos escolhida para medições e FSC.</li>
			<li>Dividir a intensidade média de fluorescência do canal pHluorin pela intensidade média de fluorescência do canal mCherry para calcular a proporção de pHluorin para mCherry fluorescência.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>PHi derivar valores e gerar imagens pseudocolored <ol><li>derivar valores de pHi <ol><li>em todos os casos, a curva de regressão linear deve ser gerada usando ovários de moscas com o mesmo genótipo para ambos experimental e controlar as condições. Gere uma curva de regressão linear para cada tipo de célula, usando os dados de duas condições de reserva nigericin ( Figura 3). No Excel, isso pode ser feito plotando os dados em um gráfico e adicionando uma linha de tendência linear. Como alternativa, consulte:</li> <li>uso a inclinação e a interseção y da curva de regressão linear calculados a partir das condições de nigericin e a equação de uma linha (y = mx + b) converter o pHluorin de mCherry relação valores calculados das amostras no bicarbonato de condição para valores de pH. Nesta equação, substituir a forma de inclinação (a intercepção de y) para b, colocar o valor em relação x e resolver para y.</li>
		</ol></li> <li>Gerar uma imagem pseudocolored, refletindo os valores de relação em FIJI.
		<ol><li>, Siga o procedimento acima para subtração de fundo (etapa 3.1.1 e Figura 4).</li>
			<li>Dividir o canal de pHluorin do canal mCherry usando a função de calculadora de imagem, no menu processo. Certifique-se o &#34; criar nova janela &#34; e &#34; resultado de 32-bit (flutuar) &#34; as caixas de seleção são ambos verificadas. Alterar a tabela de pesquisa (LUT), encontrado no menu imagem, térmica ou LUT de escolha. Consulte a Figura 4 para outras opções apropriadas.</li>
			<li>Na caixa de diálogo ajustar brilho e contraste (imagem &#8594; ajuste &#8594; brilho/contraste), clique o &#34; definido &#34; botão. Conjunto o mínimo exibido o valor como 0 e o máximo exibido valor para uma relação que melhor capta os dados, geralmente 1.0-2.0 ( Figura 5).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
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Os autores não têm nada para divulgar.

Aqui, descrevemos um método para medir o pHi de células na linhagem FSC dentro sua tecido. Este protocolo foi desenvolvido e refinado nos últimos cinco anos, desde que primeiro começamos a estudar pHi em tecido ovariano de Drosophila . Durante esse tempo, o protocolo tem sido usado com sucesso por vários investigadores em nosso laboratório e em pelo menos quatro diferentes girando disco e microscópios de exploração do laser. Reprodutibilidade da nossa observação original, que aumenta de pHi como célu...

Estudos recentes revelaram um papel para alterações em pHi durante celular diferenciação e displasia na vivo1,2. Estes estudos encontraram que pHi é notavelmente consistente nas células do mesmo tipo na mesma fase de diferenciação, mas que muda como células de transição de uma fase para outra. Em alguns casos, bloquear as mudanças na pHi parcialmente interrompe a diferenciação, sugerindo que a mudança na pHi não é apenas uma consequência de alterações no destino da célula, mas em vez disso, ajuda a promover a mudança no destino da célula, talvez através de efeitos no pH sensíveis à regulamentação proteínas ou reações químicas necessárias para diferenciação. Futuros estudos têm o potencial para revelar mais a introspecção as muitos papéis diferentes do pHi dinâmica na vivo. No entanto, um dos desafios de estudar pHi durante a diferenciação na vivo é a obtenção de medições precisas de pHi. Ao contrário de outras características de diferenciação, tais como alterações na morfologia celular e expressão gênica, pHi é uma propriedade química lábil da célula que não é preservada em células que foram fixadas e permeabilizadas com métodos padrão. Além disso, pHi pode não ser estável em células que estão estressadas ou morrendo como resultado de manipulação experimental. Assim, é importante manter as células viva e mais saudável possível quando se mede o pHi. Vários corantes vitais estão disponíveis que funcionam bem para medir o pHi de células em cultura3, mas em muitos casos eles não são adequados na vivo estuda porque eles não penetram o tecido profundamente ou uniformemente o suficiente para fornecer medições precisas .
Para contornar o problema da penetração de corantes pobre, nós e os outros usaram uma sonda geneticamente codificada, mCherry::pHluorin4,5,6,7, que pode ser expressa especificamente na célula tipos de interesse e imagem em tecido vivo. pHluorin é uma variante do GFP com uma mais elevada pKa (~ 7.0 vs ~ 4.0) que dobra mais facilmente em um pH mais elevado; Então, a intensidade de fluorescência total emitida por uma população de moléculas de pHluorin na célula aumenta com o aumento de pHi8. Importante, a fluorescência é linear dentro da normalidade citosólica dos valores de pHi. Em contraste, a fluorescência de mCherry (pKa ~ 4.5) é insensível a mudanças de pH dentro do intervalo citosólica. Estes dois repórteres estão covalentemente ligados juntos como uma única proteína quimérico, codificada por um frame de leitura aberto único, para que eles sempre estão presentes em quantidades iguais. Portanto, a relação de pHluorin para mCherry intensidade de fluorescência fornece uma medida da pHi que é normalizado para a concentração de sonda em cada célula. Os rácios podem ser então convertidos a estimativas de valores de pHi usando uma curva padrão que é gerada, obtendo o pHluorin mCherry rácios de tecidos que tenham sido incubados para valores de pH conhecido.
Aqui, descrevemos os métodos para usar o mCherry::pHluorin para medir o pHi da linhagem epitelial de FSC no ovário drosófila . Este tecido bem caracterizado tem sido usado para modelar diversos aspectos da biologia epitelial, tais como células-tronco auto-renovação e diferenciação9,10,11, migração celular coletiva12 , o desenvolvimento e a manutenção da célula polaridade13,14. O epitélio do folículo é produzido por dois FSCs que residem na borda anterior do tecido em uma estrutura chamada de15,o germarium16. Estas células se dividem regularmente durante a vida adulta para auto renovar e produzir descendência, chamadas células prefollicle (PFC), que podem re-introduzir o nicho e se tornar um FSC ou se diferenciar em um dos três tipos de células do folículo diferentes: as células polares, células do caule, ou células do folículo do corpo principal. Mostramos anteriormente que no tecido de sua, o pHi aumenta progressivamente durante os primeiros estágios de diferenciação, de um pHi de aproximadamente 6,8 na FSCs para 7.0 no PFC, para 7,3 em células de folículo2. Bloquear este aumento por RNAi nocaute de um trocador de sódio/próton ubiquitously expressa, DNhe2, severamente prejudica a diferenciação de pFC, Considerando que aumentando pHi superexpressão de DNhe2 provoca uma leve diferenciação em excesso fenótipo. Estes resultados demonstram que pHi estàvel é mantida na linhagem precoce do FSC e experimentalmente que pode ser aumentado ou diminuído na vivo. Os métodos descritos aqui podem ser usados para medir pHi em sua tecido ou várias formas de tecidos mutantes, incluindo knockdown RNAi ou superexpressão usando um Gal4 de interesse e clones mitóticas.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Fly Stocks&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-mCherry::pHluorin[1]</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>y1 w*;P{GawB}10930/CyO</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>7023</td><td></td></tr><tr><td>Act-Gal4 flipout stock</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>4409</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Chemicals for Buffer preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-3911</td><td></td></tr><tr><td>glucose</td><td>Mallinckrodt</td><td>4912</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP310</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>M63</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C-5080</td><td></td></tr><tr><td>HCO3</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S-5761</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-9272</td><td></td></tr><tr><td>NMDG+</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-2004</td><td></td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Mallinckrodt</td><td>7088</td><td>Use to Make KHPO4 pH 7.4</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP362</td><td>Use to Make KHPO4 pH 7.4</td></tr><tr><td>Concanavalin A, Alexa Fluor 647 Conjugate</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C21421</td><td>0.25 mg/ml dilution</td></tr><tr><td>Nigericin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>N1495</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Dissection and mounting tools&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Dumont Inox forceps (Size 5)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>NC9473431</td><td></td></tr><tr><td>2 23-gauge syringe needles</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z192457</td><td></td></tr><tr><td>9-well glass dissecting dish</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13-748B</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum Grease</td><td>Dow Corning</td><td>1018817</td><td></td></tr><tr><td>22 X 40 mM glass coverslips</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12545C</td><td></td></tr><tr><td>Round Glass Coverslips, 12mm diameter, 0.13-0.16mm thickness</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>26023</td><td></td></tr><tr><td>3-D mounting chamber</td><td>custom manufactured</td><td></td><td>.stl and .ipt files for 3-D printer included as supplemental files</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Other equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pH meter</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13-620-183A</td><td>Model: Accumet AB15</td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>0H11436</td><td>Model: SZ2-ST</td></tr><tr><td>Confocal Microscope</td><td>Leica Biosystems</td><td></td><td>SP5 or SP8 laser-scanning confocal microscope with a 40&amp;times; objective with a numerical aperture of 1.3</td></tr></tbody></table>

methods for imaging intracellular ph of the follicle stem cell lineage in live drosophila ovarian tissue

Mudanças no pH intracelular (pHi) desempenham um papel importante na regulação de muitas funções celulares, incluindo o metabolismo, proliferação e diferenciação. Normalmente, pHi dinâmica é determinada em culturas de células, que são passíveis de medição e manipular experimentalmente pHi. No entanto, o recente desenvolvimento de novas ferramentas e metodologias tornou possível estudar a dinâmica de pHi no tecido intacto, ao vivo. Para a investigação de Drosophila , um desenvolvimento importante foi a geração de uma linha de transgénica carregando um biossensor pHi, mCherry::pHluorin. Aqui, descrevemos um protocolo que usamos rotineiramente para imagem ao vivo Drosophila ovarioles para medir pHi na linhagem de células-tronco (FSC) folículo epiteliais em linhas transgénicas tipo selvagem de mCherry::pHluorin; no entanto, os métodos descritos aqui podem ser facilmente adaptados para outros tecidos, incluindo os discos de asa e o epitélio do olho. Descrevemos técnicas para expressar mCherry::pHluorin na linhagem FSC, mantendo o tecido ovariano durante a imagem latente, ao vivo e aquisição e analisando imagens para obter valores de pHi.

Aqui descrevemos o processo de medição pHi no epitélio do folículo, que envolve várias etapas. Primeiro, os ovários são dissecados de moscas do genótipo apropriado usando ferramentas para dissecar e montagem (Figura 1). Os ovarioles são então fotografadas usando microscopia de fluorescência quantitativa e as imagens são analisadas para obter medições de pHi. Para cada imagem, os tipos de células de interesse são identificados conforme descrito...

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Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

Métodos para o pH intracelular Imaging da linhagem de células-tronco do folículo em tecido ovariano de Drosophila

Nós fornecemos um protocolo para o pH intracelular de uma linhagem de células-tronco epiteliais em tecido ovariano de Drosophila vivo de imagem. Descrevemos a métodos para gerar moscas transgênicas expressando um biosensor pH, mCherry::pHluorin, imagem o biosensor utilizando imagens de fluorescência quantitativa, gerar curvas padrão e converter valores de intensidade de fluorescência para valores de pH.

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and ...

methods-for-imaging-intracellular-ph-follicle-stem-cell-lineage-live

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

6.8K visualizações.  University of California, San Francisco. Nós fornecemos um protocolo para o pH intracelular de uma linhagem de células-tronco epiteliais em tecido ovariano de Drosophila vivo de imagem. Descrevemos a métodos para gerar moscas transgênicas expressando um biosensor pH, mCherry::pHluorin, imagem o biosensor utilizando imagens de fluorescência quantitativa, gerar curvas padrão e converter valores de intensidade de fluorescência para valores de pH.

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Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Vivo-imaging da<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Biologia do Desenvolvimento

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Imagens ao vivo de Drosophila melanogaster Embrionárias Migrações hemócitos

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Biologia

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

Imagens ao vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; larval Neuroblastos

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Neurociência

Nuclear Migration in the Drosophila Oocyte

Live cell imaging is particularly necessary to understand the cellular and molecular mechanisms that regulate organelle movements, cytoskeleton rearrangements, or polarity patterning within the cells. When studying oocyte nucleus positioning, live-imaging techniques are essential to capture the dynamic events of this process. The Drosophila egg chamber is a multicellular structure and an excellent model system to study this phenomenon because of its large size and availability of numerous genetic tools. During Drosophila mid-oogenesis, the nucleus migrates from a central position within the oocyte to adopt an asymmetric position mediated by microtubule-generated forces. This migration and positioning of the nucleus are necessary to determine the polarity axes of the embryo and the subsequent adult fly. One characteristic of this migration is that it occurs in three dimensions (3D), creating a necessity for live imaging. Thus, to study the mechanisms that regulate nuclear migration, we have developed a protocol to culture the dissected egg chambers and perform live imaging for 12 h by time-lapse acquisitions using spinning-disk confocal microscopy. Overall, our conditions allow us to preserve Drosophila egg chambers alive for a long period of time, thereby enabling the completion of nuclear migration to be visualized in a large number of samples in 3D.

Nuclear Migration in the Drosophila Oocyte

In Drosophila, the oocyte nucleus undergoes microtubule-dependent migration during oogenesis. Here, we describe a protocol that was developed to follow the migration by performing live imaging on egg chambers ex-vivo. Our procedure maintains egg chambers alive for 12 h to acquire multi-position 3D time-lapse movies using spinning-disk confocal microscopy.

Migração Nuclear no Oócito de Drosophila

Live cell imaging is particularly necessary to understand the cellular and molecular mechanisms that regulate organelle movements, cytoskeleton ...

Confocal and Super-Resolution Imaging of Polarized Intracellular Trafficking and Secretion of Basement Membrane Proteins During Drosophila Oogenesis

The basement membrane (BM) - a specialized sheet of extracellular matrix present at the basal side of epithelial cells - is critical for the establishment and maintenance of epithelial tissue morphology and organ morphogenesis. Moreover, the BM is essential for tissue modeling, serving as a signaling platform, and providing external forces to shape tissues and organs. Despite the many important roles that the BM plays during normal development and pathological conditions, the biological pathways controlling the intracellular trafficking of BM-containing vesicles and how basal secretion leads to the polarized deposition of BM proteins are poorly understood. The follicular epithelium of the Drosophila ovary is an excellent model system to study the basal deposition of BM membrane proteins, as it produces and secretes all major components of the BM. Confocal and super-resolution imaging combined with image processing in fixed tissues allows for the identification and characterization of cellular factors specifically involved in the intracellular trafficking and deposition of BM proteins. This article presents a detailed protocol for staining and imaging BM-containing vesicles and deposited BM using endogenously tagged proteins in the follicular epithelium of the Drosophila ovary. This protocol can be applied to address both qualitative and quantitative questions and it was developed to accommodate high-throughput screening, allowing for the rapid and efficient identification of factors involved in the polarized intracellular trafficking and secretion of vesicles during epithelial tissue development.

Confocal and Super-Resolution Imaging of Polarized Intracellular Trafficking and Secretion of Basement Membrane Proteins During Drosophila Oogenesis

The basement membrane is essential for tissue and organ morphogenesis during development. To better understand the mechanisms leading to proper placement of this structure, the protocol presented describes methods to visualize and characterize the intracellular trafficking and secretion of basement membrane proteins in epithelial cells using confocal and super-resolution microscopy.

Imagem confocal e super-resolução de tráfico intracelular polarizado e secreção de proteínas de membrana de porão durante Drosophila Oogenesis

The basement membrane (BM) - a specialized sheet of extracellular matrix present at the basal side of epithelial cells - is critical for the establishment ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Dissecção e coloração de Drosophila Larval Ovários

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Real-Time Imaging of Germline Stem Cells in Drosophila Ex Vivo Germaria Culture

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to explore the dynamics of a myriad of developmental processes, such as cell division, stemness, differentiation, migration, apoptosis, autophagy, cellular adhesion, etc., over time. Recently, we have implemented an extended ex vivo culture and live imaging of the female Drosophila GSC niche. Using a Drosophila line harboring a GFP::Par-1 transgene as an example, this method allows the visualization of the GSCs&#39; asymmetric division within their niche and the description of the changes in the spectrosome morphology along the cell cycle. Here, we present a detailed protocol for the ex vivo culture of Drosophila germaria, enabling prolonged visualization of the female GSC niche. Importantly, this protocol is broadly applicable to live imaging GSCs with multiple fluorescently tagged proteins of interest that are available in stock centers and/or in the Drosophila research community.

Here, we provide a detailed protocol to perform live imaging of the asymmetric division of germline stem cells (GSCs) in the Drosophila ovarian niche. We use a transgenic line that ubiquitously expresses a green fluorescent protein (GFP) fusion of the spectrosome protein Par-1.

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to ...

Preparing Individual Drosophila Egg Chambers for Live Imaging

Live cell imaging is an important technique applied to a number of Drosophila tissues used as models to investigate topics such as axis specification, cell differentiation and organogenesis 1. Correct preparation of the experimental samples is a crucial, often neglected, step. The goal of preparation is to ensure physiological relevance and to establish optimal imaging conditions. To maintain tissue viability, it is critical to avoid dehydration, hypoxia, overheating or medium deterioration 2. 
 The Drosophila egg chamber is a well established system for examining questions relating, but not limited, to body patterning, mRNA localization and cytoskeletal organization 3,4. For early- and mid-stage egg chambers, mounting in halocarbon oil is good for survival in that it allows free diffusion of oxygen, prevents dehydration and hypoxia and has superb optical properties for microscopy. Imaging of fluorescent proteins is possible through the introduction of transgenes into the egg chamber or physical injection of labeled RNA, protein or antibodies 5-7. For example, addition of MS2 constructs to the genome of animals enables real time observation of mRNAs in the oocyte 8. These constructs allow for in vivo labeling of mRNA through utilization of the MS2 bacteriophage RNA stem loop interaction with its coat protein 9. 
 Here, we present a protocol for the extraction of ovaries as well as isolating individual ovarioles and egg chambers from the female Drosophila. For a detailed description of Drosophila oogenesis see Allan C. Spradling (1993, reprinted 2009) 10.

Preparing Individual Drosophila Egg Chambers for Live Imaging

The Drosophila egg chamber is an excellent model for studying the mechanisms of mRNA localization. In order to capture the dynamic events that underpin the processes of localization, rapid high resolution imaging of live tissue is required. Here, we present a protocol for dissection and imaging of live samples with minimal disruption.

Preparação Individual Drosophila Ovos Câmaras de imagens ao vivo

Live cell imaging is an important technique applied to a number of Drosophila tissues used as models to investigate topics such as axis specification, ...

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

The Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating fundamental questions such as cytoskeletal function, cell organization, and organelle structure and function. The availability of various GFP-tagged proteins means that many cellular processes can be monitored in living cells over the course of minutes or hours, and using this technique, processes such as RNP transport, epithelial morphogenesis, and tissue remodeling have been described in great detail in Drosophila oocytes1,2.
The ability to perform video imaging combined with a rich repertoire of mutants allows an enormous variety of genes and processes to be examined in incredible detail. One such example is the process of ooplasmic streaming, which initiates at mid-oogenesis3,4. This vigorous movement of cytoplasmic vesicles is microtubule and kinesin-dependent5 and provides a useful system for investigating cytoskeleton function at these stages.
Here I present a protocol for time lapse imaging of living oocytes using virtually any confocal microscopy setup.

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

A protocol for live imaging of GFP-tagged proteins or autofluorescent structures in individual Drosophila oocytes is described.

Imagens ao vivo de Proteínas GFP-rotulados em<em&gt; Drosophila</em&gt; Oócitos

The  Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating  fundamental questions such as cytoskeletal function, cell ...

The Utility of Stage-specific Mid-to-late Drosophila Follicle Isolation

Drosophila oogenesis or follicle development has been widely used to advance the understanding of complex developmental and cell biologic processes. This methods paper describes how to isolate mid-to-late stage follicles (Stage 10B-14) and utilize them to provide new insights into the molecular and morphologic events occurring during tight windows of developmental time. Isolated follicles can be used for a variety of experimental techniques, including in vitro development assays, live imaging, mRNA expression analysis and western blot analysis of proteins. Follicles at Stage 10B (S10B) or later will complete development in culture; this allows one to combine genetic or pharmacologic perturbations with in vitro development to define the effects of such manipulations on the processes occurring during specific periods of development. Additionally, because these follicles develop in culture, they are ideally suited for live imaging studies, which often reveal new mechanisms that mediate morphological events. Isolated follicles can also be used for molecular analyses. For example, changes in gene expression that result from genetic perturbations can be defined for specific developmental windows. Additionally, protein level, stability, and/or posttranslational modification state during a particular stage of follicle development can be examined through western blot analyses. Thus, stage-specific isolation of Drosophila follicles provides a rich source of information into widely conserved processes of development and morphogenesis.

The Utility of Stage-specific Mid-to-late Drosophila Follicle Isolation

Stage-specific isolation of mid-to-late Drosophila follicles is useful for a variety of purposes. Such follicles develop in culture, which allows for genetic and/or pharmacologic manipulations to be coupled with in vitro development assays and live imaging. Additionally, follicles can be used for molecular studies, such as isolating mRNA and protein.

O Utilitário de Estágio específico-Mid-de-final<em&gt; Drosophila</em&gt; Folículo Isolamento

Drosophila oogenesis or follicle development has been widely used to advance the understanding of complex developmental and cell biologic processes. This ...

Métodos para o pH intracelular Imaging da linhagem de células-tronco do folículo em tecido ovariano de Drosophila

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Imagens ao vivo de Drosophila melanogaster Embrionárias Migrações hemócitos

Imagens ao vivo de

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