Este estudo foi financiado pela Fundação Provincial de Ciências Naturais de Zhejiang da China (Grant No: LY17H270016), pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (Grant No: 81774331, 81873049 e 81673997) e pelo Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (Grant No: 2013ZQ007 e 2016ZZ011).

Os procedimentos envolvendo animais foram aprovados pelo Comitê de Normas Médicas e Ética da Universidade Médica Chinesa de Zhejiang e estão de acordo com a legislação da China sobre o uso e cuidado de animais de laboratório.
1. Injeção intra-articular de mono-iodoacetato no joelho
<ol><li>Após uma semana de aclimatação, divida aleatoriamente e igualmente 40 ratos Sprague-Dawley machos pesando 180-200 g (4-5 semanas de idade) em quatro grupos (n = 10 ratos / grupo). NOTA: Os ratos do grupo controle serão injetados intra-articularmente com 50 μL de solução salina, enquanto os ratos dos grupos experimentais serão tratados com 0,5, 1,5 ou 3 mg de MIA dissolvidos em 50 μL de solução salina, respectivamente.</li>
	<li>No dia da injeção, preparar recentemente a solução de MIA em solução salina estéril (NaCl a 0,9%) na concentração de 15, 30 e 60 mg/ml e solução de pentobarbital a 10% em solução salina estéril (NaCl a 0,9%). CUIDADO: MIA tem um efeito extremamente destrutivo sobre a membrana mucosa, o trato respiratório superior, o olho e a pele e outros tecidos. Portanto, máscara e luvas são recomendadas ao preparar uma solução.</li>
	<li>Anestesiar ratos por injeção intraperitoneal de cetamina a 60 mg/kg e xilazina a 5 mg/kg (ambas preparadas em solução salina). Prenda suavemente os dedos dos pés do rato com uma pinça para confirmar a anestesia.</li>
	<li>Coloque o rato com as costas voltadas para baixo. Raspe o joelho e limpe a área ao redor da articulação do joelho com álcool.</li>
	<li>Mantenha o joelho em um ângulo de 90° e revele o tendão patelar branco abaixo da patela. Pressione o tendão patelar com a ponta do dedo para encontrar a lacuna abaixo da patela.</li>
	<li>Escolha a junção do espaço e do tendão patelar lateral como local de injeção. Em seguida, insira a agulha 26 G verticalmente no local cerca de 5 mm. Nenhuma resistência deve ser sentida quando a agulha está no espaço articular. NOTA: É importante manter a agulha perpendicular ao local da injeção.</li>
	<li>Injete 50 μL de solução salina ou MIA na cavidade articular. Puxe lentamente a agulha e enrole um pedaço de gaze ao redor do local da injeção para minimizar o refluxo e o vazamento. Após a recuperação da anestesia, remova a gaze.</li>
	<li>Teste o comportamento relacionado com a dor aos 1, 7, 14, 21, 28 e 35 dias após as injeções, conforme descrito na secção 2.</li>
</ol>2. Avaliações comportamentais
<ol><li>Limiar de retirada mecânica (MWT) NOTA: O TCM foi medido pelo teste de von Frey13 e o observador ficou cego para as injeções que os animais haviam recebido.<ol><li>Coloque um rato em uma gaiola de plástico elevada (17 cm x 11 cm x 13 cm) com uma base de malha de arame suspensa 50 cm acima de uma mesa. Certifique-se de que o ambiente de teste seja silencioso e dê ao rato 30 minutos para se adaptar ao ambiente.</li>
		<li>Pressione a agulha de von Frey perpendicularmente na superfície plantar da pata traseira de cada rato. Aumente a pressão gradualmente (aproximadamente 20 g/s) e linearmente até que ocorra o levantamento da pata ou a lambida da pata.</li>
		<li>Use uma força inferior ao limite anterior para garantir que o limite seja a força mínima de retirada. Teste cada rato mais de três vezes, com pelo menos 3 a 5 minutos de intervalo.</li>
		<li>Registre a força mínima que provoca um reflexo de retirada da pata. Média dos dados como o TCM de ratos.</li>
	</ol></li>
	<li>Latência de retirada térmica (TWL) NOTA: A TWL foi medida utilizando-se o aparelho de teste plantar (Tabela de Materiais) e o observador foi cegado para as injeções que os animais haviam recebido.<ol><li>Coloque uma caixa de plexiglass (60 cm x 20 cm x 14 cm, dividida em 6 compartimentos) em uma placa de vidro de 3 mm de espessura e coloque ratos na caixa (um em cada compartimento). Certifique-se de que o ambiente esteja silencioso e que a temperatura ambiente seja constante.</li>
		<li>Dê aos ratos 30 minutos para se adaptarem ao ambiente de teste.</li>
		<li>Calibre o estímulo térmico através do radiômetro infravermelho. Defina a intensidade infravermelha desejada em 70 unidades.</li>
		<li>Coloque o emissor/detector infravermelho no recipiente diretamente sob o centro da pata que está sendo testada.</li>
		<li>Pressionando o botão START . O temporizador será iniciado automaticamente. O controlador desligará automaticamente a luz infravermelha e interromperá completamente o temporizador assim que o movimento da pata ocorrer.</li>
		<li>Registre o tempo de reação quando o aparecimento de retirada da pata e lamber a pata. NOTA: Uma resposta positiva para o teste é considerada como retirada da pata e lambida da pata. Se apenas a retirada da pata ocorrer, deve ser considerada como um movimento voluntário do rato, em vez de uma resposta positiva.</li>
		<li>Repita o teste mais de três vezes. Média dos dados como o TWL de ratos. NOTA: Cada exposição de calor radiante não deve exceder 20 s. As estimulações infravermelhas na mesma pata traseira devem ter pelo menos 3 a 5 minutos de intervalo.</li>
	</ol></li>
	<li>Análise do padrão de marcha NOTA: As análises do padrão de marcha foram medidas por meio de um sistema de imagem (Tabela de Materiais) e o observador ficou cego para as injeções que os animais haviam recebido.<ol><li>Ajuste o comprimento do compartimento de caminhada usando os botões em ambas as extremidades do compartimento de caminhada para um comprimento adequado para ratos (por exemplo, 61 cm).</li>
		<li>Coloque um rato no compartimento de caminhada e treine ratos para fazer corridas ininterruptas por pelo menos 5 ciclos de passos a uma velocidade de 18 cm/s antes do experimento formal. NOTA: Quando um rato é colocado pela primeira vez no compartimento de caminhada, a velocidade pode ser ajustada para cerca de 20 cm / s e desligada ao correr em torno de 2 s. Em seguida, defina a velocidade para 18 cm/s. Bata suavemente na parte de trás do rato com a divisória, se o rato parar ou recuar durante a caminhada. Tente reduzir a velocidade gradualmente de 18 cm/s para 10 cm/s. Se o rato eventualmente não conseguir realizar o teste, é aceitável escolher outro rato para o teste.</li>
		<li>Aumente lentamente a velocidade da esteira até atingir a velocidade alvo (18 cm/s). Capture pelo menos 5 s de vídeo de movimento contínuo do rato com a câmera de vídeo digital de alta velocidade montada abaixo da correia transparente da esteira.</li>
		<li>Teste cada rato com pelo menos 5 minutos de intervalo para obter pelo menos três corridas ininterruptas.</li>
		<li>Desenhe uma "caixa delimitadora" para definir o limite da imagem de caminhada de animais no software de imagem e insira a velocidade de execução de cada vídeo. Selecione vídeos como um grupo e processe vídeos automaticamente pelo software. Após o processamento dos vídeos, o software produzirá várias planilhas para relatar índices de marcha, incluindo postura, balanço, frenagem, propulsão, cadência, sequência de passos, etc.</li>
		<li>Calcule a área total da pata (cm2), o comprimento médio da passada (cm) e o comprimento da passada unite. NOTA: A área total da pata é a média da área total de quatro patas de cada grupo de ratos e a área da pata é definida como a área máxima da pata em contato com a esteira durante a fase de postura do ciclo de passos. O comprimento da passada é a distância entre os contatos iniciais da mesma pata em uma passada completa. Comprimento unitário da passada = comprimento médio da passada (cm)/comprimento do corpo (cm).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Análises histopatológicas e imuno-histoquímicas
<ol><li>Eutanasiar ratos por injeção intraperitoneal de pentobarbital sódico a 150 mg/kg (preparado em solução salina). Ressecar as articulações do joelho imediatamente para as análises histológicas.</li>
	<li>Fixe as articulações em formalina a 10% por 24 h, descalcifique com EDTA a 10% em solução salina tamponada com fosfato (PBS) por 8 semanas e, em seguida, incorpore as articulações em parafina. CUIDADO: A formalina pode causar irritação nos olhos, pele e trato respiratório. Deve ser manuseado em um exaustor.</li>
	<li>Secção das juntas embutidas em parafina com um micrótomo de 3 mm de espessura e flutuar num banho-maria a 40 °C contendo água destilada.</li>
	<li>Transfira seções para lâminas de vidro. Seque as lâminas durante a noite e armazene as lâminas à temperatura ambiente (RT) para continuar a coloração seguinte.</li>
	<li>Coloque as lâminas em forno a 60 °C por 4 h para desparafinizar.</li>
	<li>Imergir as lâminas sucessivamente em xileno, xileno, 100% etanol, 100% etanol, 95% etanol, 80% etanol e 75% etanol por 5 min, respectivamente, no RT.</li>
	<li>Cortes de coloração com hematoxilina e eosina (H&E), safranina-O (SO) e hematoxilina azul de Alcian (ABH), bem como anticorpos contra colágeno tipo II de rato (Col2), colágeno tipo X (Col10) e metaloproteinase de matriz 13 (MMP13), conforme descrito nas etapas 3.8 a 3.12.</li>
	<li>Coloração H&E<ol><li>Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min. Lâminas de coloração com hematoxilina por 3 a 5 min.</li>
		<li>Enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça hematoxilina na superfície.</li>
		<li>Escorregas de coloração com eosina por 30 s. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça nenhuma eosina na superfície.</li>
		<li>Mergulhe slides em 0,1% de amônia por 10 a 20 s. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.</li>
		<li>Deslize as lâminas por resina neutra.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloração SO<ol><li>Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min. Lâminas de coloração com hematoxilina por 3 a 5 min.</li>
		<li>Diferencie rapidamente em 1% de álcool ácido (cerca de 3 s). Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça hematoxilina na superfície.</li>
		<li>Lâminas de coloração com solução Fast Green (FCF) por 5 min. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.</li>
		<li>Escorregas de coloração com SO por 1 a 2 min. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.</li>
		<li>Enxaguar as lâminas com ácido acético a 1% por 1 a 2 min para remover o FCF residual. Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 1 min.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.</li>
		<li>Deslize as lâminas por resina neutra.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloração ABH<ol><li>Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min. Mergulhe as lâminas em álcool ácido a 1% por 30 s e escorra brevemente em um papel toalha (não enxágue).</li>
		<li>Mergulhe slides em ABH por 1 h. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça ABH na superfície.</li>
		<li>Diferencie rapidamente em 1% de álcool ácido (cerca de 3 s). Enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas em água de amônio a 0,5% por 15 s. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas em etanol a 95% por 1 min. Mergulhe as lâminas em solução de eosina/laranja G por 1,5 min.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.</li>
		<li>Deslize as lâminas por resina neutra.</li>
	</ol></li>
	<li>Examinar todas as lâminas ao microscópio e classificar estatisticamente em uma escala de 0−13 por observação duplo-cega, de acordo com o sistema de pontuação de Mankin14.</li>
	<li>Imuno-histoquímica<ol><li>Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min.</li>
		<li>Imergir as lâminas em citrato de sódio 0,1 M e colocar as lâminas num forno a 60 °C durante 4 h para obter o antigénio.</li>
		<li>Mergulhe slides em Triton X-100 a 0,3% em PBS por 10 min. Em seguida, enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.</li>
		<li>Incubar seções em solução de H 2 O2a 3% em metanol em RT por 10 min para bloqueara atividade da peroxidase endógena. Enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.</li>
		<li>Incubar seções com soro de cabra a 5% em PBS por 30 min no RT para bloquear qualquer ligação não específica. Enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.</li>
		<li>Incubar cortes durante a noite a 4 °C com 100 μL de anticorpos primários diluídos em PBS (1:1.000) contra colágeno tipo II (Col2), colágeno tipo X (Col10) e metaloproteinase de matriz 13 (MMP13). Enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.</li>
		<li>Incubar seções com 100 μL de anticorpo secundário diluído em PBS (1:1.000) (cabra anti-camundongo secundário ou cabra anti-camundongo secundário) por 20 min no RT. Enxaguar lâminas com PBS 2x, 3 min cada.</li>
		<li>Incubar secções com 100 μL de solução de trabalho de 3,3′-diaminobenzidina (DAB). Monitore a reação à medida que a reação cromogênica torna os locais do epítopo marrons. CUIDADO: DAB é um carcinógeno. Sempre use luvas e trabalhe em um exaustor ao trabalhar com DAB. NOTA: O tempo de desenvolvimento de cores pode variar de alguns segundos a 10 minutos.</li>
		<li>Assim que uma cor marrom se desenvolver nas seções, enxágue as lâminas com H 2 O2xdeionizado, 3 min cada.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas em hematoxilina por 1 a 2 minutos para contra-manchar as lâminas. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.</li>
		<li>Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.</li>
		<li>Deslize as lâminas por resina neutra.</li>
		<li>Observe a cor da coloração do anticorpo nas seções sob um microscópio.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+and+socioeconomic+impact+of+osteoarthritis.">The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis.</a> Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 437-441 (2014).</li><li>Neogi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epidemiology+and+impact+of+pain+in+osteoarthritis.">The epidemiology and impact of pain in osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 21 (9), 1145-1153 (2013).</li><li>Teeple, E., Jay, G. D., Elsaid, K. A., Fleming, B. 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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+that+the+vasoactive+intestinal+peptide+receptor+antagonist+VIP6-28+reduces+nociception+in+an+animal+model+of+osteoarthritis.">Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).</li><li>Lee, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choline,+an+alpha7+nicotinic+acetylcholine+receptor+agonist,+alleviates+hyperalgesia+in+a+rat+osteoarthritis+model.">Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model.</a> Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).</li><li>Piesla, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+gait,+due+to+inflammation+but+not+nerve+injury,+reflects+enhanced+nociception+in+preclinical+pain+models.">Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models.</a> Brain Research. 1295, 89-98 (2009).</li><li>Udo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monoiodoacetic+acid+induces+arthritis+and+synovitis+in+rats+in+a+dose-+and+time-dependent+manner:+proposed+model-specific+scoring+systems.">Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).</li><li>Guingamp, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mono-iodoacetate-induced+experimental+osteoarthritis:+a+dose-response+study+of+loss+of+mobility,+morphology,+and+biochemistry.">Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry.</a> Arthritis &amp; Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).</li><li>Jeong, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eupatilin+Exerts+Antinociceptive+and+Chondroprotective+Properties+in+a+Rat+Model+of+Osteoarthritis+by+Downregulating+Oxidative+Damage+and+Catabolic+Activity+in+Chondrocytes.">Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes.</a> PLoS ONE. 10 (6), 0130882 (2015).</li><li>Cook, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cartilage+repair.">Animal models of cartilage repair.</a> Bone &amp; Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).</li><li>Little, C. B., Zaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+constitutes+an+"animal+model+of+osteoarthritis"--the+need+for+consensus.">What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O modelo de OA de rato induzido por MIA é um modelo bem estabelecido e amplamente utilizado. A injeção intra-articular de AIM causa inicialmente inflamação grave e aguda, o que dá origem à fase mais longa e degenerativa da OA17,18. Nesta pesquisa, medimos a sensibilidade nociceptiva por TCM e TWL e avaliamos as alterações da marcha com um sistema de imagem. Relatos prévios constataram que a injeção de AIM poderia elevar a sensibilidade das fibras arti...

A osteoartrite (OA) é a doença articular mais comum no mundo, afetando cerca de 10-12% da população em adultos1. A articulação mais geralmente envolvida é o joelho, e a OA tem maior incidência em idosos, especialmente mulheres2. Como doença crônica, a OA desenvolve-se progressivamente ao longo de décadas em falência articular com sintomas como perda de cartilagem, inflamação sinovial, osteofitose, diminuição da função e dor crônica3. De acordo com a Organização Mundial da Saúde (OMS), a OA é a quarta doença mais prevalente no sexo feminino e a oitava doença mais prevalente no sexo masculino. Até 2020, a OA pode se tornar a quarta doença mais incapacitante em humanos4. No entanto, as terapias atualmente disponíveis de OA abordam apenas os sintomas e estendem o tempo até a cirurgia de substituição articular5.
A OA espontânea em pacientes humanos muitas vezes leva muito tempo para produzir sintomas clínicos, como dor relacionada às articulações6. Nos estágios iniciais da OA, a dor geralmente é intermitente e torna-se mais frequente e grave à medida que a doença progride, tornando-se a queixa predominante dos pacientes7. Portanto, extensos modelos animais para a dor da OA foram desenvolvidos ao longo do último meio século para promover a terapia de alívio da dor. Os modelos de OA foram classicamente divididos em modelos espontâneos e induzidos. Os modelos espontâneos incluem modelos naturais e modelos geneticamente modificados, que podem simular mais de perto o curso da OA primária em humanos8. Os modelos induzidos geralmente podem ser divididos em duas categorias: 1) OA pós-traumática induzida por cirurgia ou outro trauma; ou 2) injeção intra-articular de substâncias condrotóxicas ou pró-inflamatórias3. Esses modelos estabelecem uma base para o estudo fisiopatológico da OA e contribuem muito para o desenvolvimento de drogas para reduzir a dor e aumentar a função.
Recentemente, o indutor mais utilizado para a modelagem da OA é o mono-iodoacetato (MIA). A AIM, inibidora da gliceraldeído-3-fosfato desidrogenase, pode causar alterações na matriz cartilaginosa, degradação, perda de cartilagem, sinovite e outras alterações, que são semelhantes às alterações patológicas da osteoartrite humana9. Observou-se que a injeção intra-articular de AIM induziu dor contínua aos 28 dias após a administração da AIM, indicando que o modelo de AIM pode ser útil para investigar a dor nociceptiva crônica10,11,12. Neste estudo, ratos machos de Sprague-Dawley receberam injeções intra-articulares com 0,5, 1,5 ou 3 mg de MIA nas articulações do joelho. A gravidade da dor articular induzida por MIA foi medida pela avaliação da sensibilidade mecânica e térmica aos 1, 7, 14, 21, 28 e 35 dias após as injeções. Com base nisso, 1,5 mg de AIM foi selecionado como concentração final para avaliar os padrões de marcha e as alterações histológicas aos 28 dias após as injeções.

<table><tbody><tr><td>Anti-Collagen II antibody</td><td>Abcam(UK)</td><td>34712</td><td>Primary antibody for immunohistochemistry (IHC)</td></tr><tr><td>Anti-Collagen X (Col10) antibody</td><td>Abcam(UK)</td><td>49945</td><td>Primary antibody for IHC</td></tr><tr><td>DigiGait Imaging System</td><td>Mouse Specifics (Boston, MA, USA)</td><td></td><td>Equipment for gait patterns analyses</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861006</td><td>The dye for HE staining</td></tr><tr><td>Fast Green FCF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7252</td><td>The dye for SO staining</td></tr><tr><td>Goat anti-mouse antibody</td><td>ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td><td>PV-9002</td><td>Secondary antibody for IHC</td></tr><tr><td>Goat anti-rabbit antibody</td><td>ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td><td>PV-9001</td><td>Secondary antibody for IHC</td></tr><tr><td>Hematoxylin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3163</td><td>The dye for HE staining</td></tr><tr><td>MIA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I4386-10G</td><td>powder</td></tr><tr><td>MMP13</td><td>Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>69926</td><td>Primary antibody for IHC</td></tr><tr><td>Modular tissue embedding center</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>EC 350</td><td>Produce paraffin blocks.</td></tr><tr><td>Plantar Test apparatus</td><td>UgoBasile (Italy)</td><td>37370</td><td>Equipment for TWL assay</td></tr><tr><td>PrimeScript RT reagent Kit (Perfect Real Time)</td><td>TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China)</td><td>RR037A</td><td>Extracte total RNA from cultured cells</td></tr><tr><td>Rotary and Sliding Microtomes</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>HM325</td><td>Precise paraffin sections.</td></tr><tr><td>Safranin-O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2255</td><td>The dye for SO staining</td></tr><tr><td>Tissue-Tek VIP 5 Jr</td><td>Sakura (Japan)</td><td></td><td>Vacuum Infiltration Processor</td></tr></tbody></table>

osteoarthritis pain model induced by intra-articular injection of mono-iodoacetate in rats

Os modelos animais atuais de osteoartrite (OA) podem ser divididos em modelos espontâneos e modelos induzidos, ambos com o objetivo de simular as alterações fisiopatológicas da OA humana. No entanto, como principal sintoma na fase tardia da OA, a dor afeta a vida diária dos pacientes, não havendo muitos modelos disponíveis. O modelo induzido por monoiodoacetato (MIA) é o modelo de dor de OA mais utilizado, utilizado principalmente em roedores. A AIM é um inibidor da gliceraldeído-3-fosfato desidrogenase, que causa morte por condrócitos, degeneração da cartilagem, osteófito e alterações mensuráveis no comportamento animal. Além disso, alterações de expressão da metaloproteinase da matriz (MMP) e citocinas pró-inflamatórias (IL1 β e TNF α) podem ser detectadas no modelo induzido por MIA. Essas alterações são consistentes com as condições fisiopatológicas da OA em humanos, indicando que a AIM pode induzir um modelo de dor da OA mensurável e bem-sucedido. Este estudo tem como objetivo descrever a metodologia de injeção intra-articular de MIA em ratos e discutir os comportamentos relacionados à dor resultantes e as alterações histopatológicas.

Com essa metodologia, estabelecemos um modelo de dor da OA no rato e detectamos as alterações resultantes. O TCM e a TWL refletiram alodinia mecânica e hiperalgesia térmica, respectivamente. Como mostra a Figura 1, a AIM induziu alodinia mecânica e hiperalgesia térmica presentes de forma dose-dependente. Notavelmente, a diminuição do TCM atingiu um pico de 21 dias para 28 dias, e depois se recuperou, sugerindo que o reparo articular pode ocorrer nesta fase, mas o TCM do grupo MIA de ...

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Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

Este estudo descreve o método de injeção intra-articular de mono-iodoacetato em ratos e discute os comportamentos relacionados à dor resultantes e as alterações histopatológicas, que fornecem referências para futuras aplicações.

Modelo de Dor da Osteoartrite Induzida pela Injeção Intra-Articular de Mono-Iodoacetato em Ratos

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the ...

osteoarthritis-pain-model-induced-intra-articular-injection-mono

Research

JoVE Journal

Medicine

8.0K visualizações.  Zhejiang Chinese Medical University. Este estudo descreve o método de injeção intra-articular de mono-iodoacetato em ratos e discute os comportamentos relacionados à dor resultantes e as alterações histopatológicas, que fornecem referências para futuras aplicações.

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Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

Constrição crônica do nervo ciático e Teste de Hipersensibilidade dor em ratos

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

Medicina

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

Descolamento de Retina modelo em roedores por injeção sub-retiniana de hialuronato de sódio

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present here a protocol for elevating intraocular pressure (IOP) in the rat, by injecting magnetic microspheres into the anterior chamber of the eye. The use of magnetic particles allows the user to manipulate the beads into the iridocorneal angle, thus providing a very effective blockade of fluid outflow from the trabecular meshwork. This leads to long-lasting IOP rises, and eventually neuronal death in the ganglion cell layer (GCL) as well as optic nerve pathology, as seen in patients with the disease. This method is simple to perform, as it does not require machinery, specialist surgical skills, or many hours of practice to perfect. Furthermore, the pressure elevations are very robust, and reinjection of the magnetic microspheres is not usually required unlike in some other models using plastic beads. Additionally, we believe this method is suitable for adaptation for the mouse eye.

We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

Experimental Glaucoma induzida pela injeção de microesferas magnéticas Ocular

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present ...

Inflammatory TMJ Pain Mouse Model: Bite Force and Von Frey Filament Assessments

Temporomandibular Joint Pain Measurement by Bite Force and Von Frey Filament Assays in Mice

Temporomandibular joint (TMJ) pain and osteoarthritis (OA) are common and debilitating disorders that impair patients' quality of life. The mechanisms driving diseases-related pain are poorly understood, and current treatments fail to provide effective and long-term therapeutic effects. Additionally, pain assessment in research, particularly orofacial pain, poses several challenges that complicate studies in both clinical and basic science settings. Therefore, we have established an inflammatory TMJ pain mouse model via intra-articular injection of CFA (Complete Freund's Adjuvant) and evaluated pain behaviors by bite force measurement and the von Frey filament test. Mice with CFA injection exhibited orofacial pain behaviors compared to PBS injection, including reduced bite force and head withdrawal threshold in the von Frey filament test. These methods are relatively easy to execute to have reproducible results and can be potentially extended to pain studies for other disease models related to TMJ disorders. Together, bite force, and the von Frey filament tests are reliable in measuring orofacial pain, as demonstrated in CFA injection-induced painful TMJOA mouse models.

This protocol describes how measuring bite force and head withdrawal threshold can capture pain behavior in Complete Freund's Adjuvant (CFA)-induced inflammatory temporomandibular joint (TMJ) pain.

Temporomandibular joint (TMJ) pain and osteoarthritis (OA) are common and debilitating disorders that impair patients' quality of life. The mechanisms ...

Comportamento

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

O Modelo Monoiodoacetate da osteoartrite Dor no mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Um modelo de Glaucoma induzido por sutura Circumlimbal em ratos e camundongos

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

Spontaneous and Evoked Measures of Pain in Murine Models of Monoarticular Knee Pain

Pain is the main cause of disability from arthritis. There is currently an unmet need for adequate treatments for arthritis pain. Pre-clinical models are necessary and useful for studying the mechanisms of pain and for evaluating efficacy of arthritis therapies. Measuring pain in animal models of arthritis is challenging. We have developed methods for measuring evoked and spontaneous pain in three models of murine arthritis. We quantitate the evoked pain responses of mice subjected to firm palpation of a painful knee. We also evaluate spontaneous pain by the proportion of weight and the amount of time placed on each of their 4 limbs after induction of arthritis pain in one knee. Joint pain in these mouse models produces a significant increase in evoked pain responses and an alteration in weight bearing. Since mice are quadrupeds, they offload the painful limb to the contralateral limb, to the forelimbs, or some combination. These methods are simple, require minimal equipment, and are reproducible and sensitive for detecting pain. They are useful for studying both disease-modifying arthritis treatments and analgesics in mice.

We have developed an evoked measure of arthritis pain and coupled it with a standardized method for measuring spontaneous pain in different murine models of chemically induced arthritis. These measures are sensitive and reproducible for different types of joint pain.

Espontâneas e evocadas medidas de dor em modelos murino de dor no joelho monoarticulares

Pain is the main cause of disability from arthritis. There is currently an unmet need for adequate treatments for arthritis pain. Pre-clinical models are ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

A esteira de pressão positiva do corpo inferior para a reabilitação da osteoartrite do joelho

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

Estabelecimento do modelo KOA em coelhos usando o método Videman modificado

Application of Acupotomy in a Knee Osteoarthritis Model in Rabbit

Knee osteoarthritis (KOA) is one of the most frequently encountered diseases in the orthopedic department, which seriously reduces the quality of life of people with KOA. Among several pathogenic factors, the biomechanical imbalance of the knee joint is one of the main causes of KOA. Acupotomology believes that restoring the mechanical balance of the knee joint is the key to treating KOA. Clinical studies have shown that acupotomy can effectively reduce pain and improve knee mobility by reducing adhesion, contracture of soft tissues, and stress concentration points in muscles and tendons around the knee joint. 
In this protocol, we used the modified Videman method to establish a KOA model by immobilizing the left hindlimb in a straight position. We have outlined the method of operation and the precautions related to acupotomy in detail and evaluated the efficacy of acupotomy in conjunction with the theory of "Modulating Muscles and Tendons to Treat Bone Disorders" through the detection of the mechanical properties of quadriceps femoris and tendon, as well as cartilage mechanics and morphology. The results show that acupotomy has a protective effect on cartilage by adjusting the mechanical properties of the soft tissues around the knee joint, improving the cartilage stress environment, and delaying cartilage degeneration.

Autor em destaque: Investigando o mecanismo de ação da acupotomia no tratamento da osteoartrite do joelho

In this protocol, a knee osteoarthritis model was prepared using the modified Videman method, and the operation procedures and precautions of acupotomy are detailed. The effectiveness of acupotomy has been demonstrated by testing the mechanical properties of quadriceps femoris and tendon and the mechanical and morphological properties of cartilage.

Aplicação de Acupotomia em Modelo de Osteoartrite de Joelho em Coelhos

Knee osteoarthritis (KOA) is one of the most frequently encountered diseases in the orthopedic department, which seriously reduces the quality of life of ...

Modelo de Dor da Osteoartrite Induzida pela Injeção Intra-Articular de Mono-Iodoacetato em Ratos

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Constrição crônica do nervo ciático e Teste de Hipersensibilidade dor em ratos

Descolamento de Retina modelo em roedores por injeção sub-retiniana de hialuronato de sódio

Experimental Glaucoma induzida pela injeção de microesferas magnéticas Ocular

Temporomandibular Joint Pain Measurement by Bite Force and Von Frey Filament Assays in Mice

O Modelo Monoiodoacetate da osteoartrite Dor no mouse

Um modelo de Glaucoma induzido por sutura Circumlimbal em ratos e camundongos

Espontâneas e evocadas medidas de dor em modelos murino de dor no joelho monoarticulares

A esteira de pressão positiva do corpo inferior para a reabilitação da osteoartrite do joelho

Aplicação de Acupotomia em Modelo de Osteoartrite de Joelho em Coelhos

Aplicação de Acupotomia em Modelo de Osteoartrite de Joelho em Coelhos