Este estudo foi apoiado pelo grande projeto de inovação científica e tecnológica (2020CXGC010802).

NOTA: Preste atenção às medidas de segurança antes de capturar insetos migratórios selvagens, sugere-se o uso de equipamentos de segurança (luvas, camisas de manga comprida e óculos). Além disso, desligue a armadilha quando não estiver em uso para evitar outros riscos de segurança e superaquecimento da luz. É importante seguir os protocolos de segurança antes da dissecção, como o uso de luvas, óculos e jaleco para evitar a exposição a fluidos corporais e produtos químicos.
1. Captura de insetos migrantes
<ol><li>Comece este protocolo prendendo insetos usando a lâmpada do holofote. Neste protocolo, a fonte de inseto de teste é o distrito de Jiyang, cidade de Jinan, província de Shandong, China (36,977088° N, 116,982747° E).</li>
	<li>Use o corpo principal da lâmpada do holofote, que é feito de aço não enferrujado, a caixa, que é um corpo retangular, e o farol halógeno tipo GT75, com potência de 1000 W. Coloque o farol no meio como fonte de luz.</li>
	<li>Coloque um canal coletor de insetos em forma de funil dentro e no fundo da luz, coloque uma caixa para coleta de insetos com um diâmetro de 5 cm, seguida por um saco de rede de coleta de insetos de 60 ordens (0,5 m x 0,5 m), que é usado para coletar insetos presos pela luz. A projeção conhecida da luz está a cerca de 500 m acima do solo.</li>
	<li>Este protocolo enfatiza a dinâmica migratória de fêmeas selvagens e o desenvolvimento dos ovários; portanto, colete diferentes espécies de insetos (aqui a coleta foi feita de abril a agosto, durante 2021 a 2022). Evite coletar insetos de tamanho pequeno e feridos, selecione pragas grandes de tamanho semelhante para este experimento.</li>
</ol>2. Preparação de insetos
<ol><li>Transfira todos os insetos coletados do saco de rede (0,5 m) para a gaiola de rede (30 cm x 30 cm) e, em seguida, forneça uma placa de Petri contendo solução esterilizada de água de mel a 10% (a alimentação é opcional). Colocar a gaiola a 27 ± 2 °C, 65% ± 12% de humidade relativa, e manter no escuro durante 8-12 h.</li>
	<li>Selecione fêmeas selvagens que voaram dentro da gaiola no mesmo dia, transfira-as cuidadosamente para os tubos de frascos individuais e feche cada tubo com uma tampa de algodão. Evite o manuseio direto, que pode danificar ou ferir a praga devido à pressão excessiva. NOTA: Todas as fêmeas selvagens foram capturadas no período noturno e a dissecção foi realizada durante o dia. Assim, cada experimento foi realizado dentro de um dia.</li>
</ol>3. Preparação para o método de paralisação de insetos (Figura 1)
<ol><li>Coloque a praga fêmea selecionada individualmente em um tubo de frasco de mosca no meio e anestesiar a fêmea usando gás CO2 segurando a agulha da zarabatana para causar paralisia leve. Para confirmar se a praga está paralisada ou não, cutuque suavemente ou toque na praga usando uma escova macia. Nenhuma resposta a estímulos leves e imobilidade indica uma paralisia bem-sucedida. NOTA: A baixa temperatura (-20 °C) também pode ser usada como uma técnica alternativa para paralisar insetos.</li>
</ol>4. Dissecção de insetos
<ol><li>Colocar fêmea recém-paralisada na placa de Petri dissecante contendo etanol absoluto (10 mL). Para evitar a influência de pelos de escamas e pó de asas durante a dissecção, infiltre o inseto vivo ou paralisado com álcool absoluto e enxágue em água limpa.</li>
	<li>Separe as asas dorsais da junção do corpo do tórax e abdômen, utilizando dois pares de pinças.</li>
	<li>Transfira o abdome para uma nova placa de Petri descartável, contendo uma quantidade adequada de água (2-5 mm de profundidade), e descasque suavemente o exoesqueleto abdominal ao longo da linha ventral dorsal da boca pontiaguda até a cauda, usando pinça dissecante. Repita os mesmos passos do outro lado e, em seguida, coloque-o em água limpa para dispersar os tecidos intactos.</li>
	<li>Descasque cuidadosamente os tecidos gordurosos da epiderme usando pinças e puxe e solte suavemente os ovários.</li>
	<li>Use pinças dissecantes para remover suavemente partículas de gordura e outros órgãos ao redor dos ovários. Geralmente, os ovários da praga são principalmente dobrados para dentro em ambos os lados do abdômen, tente operar em um ambiente líquido enquanto desdobra os ovários, e lentamente descascar o saco de acasalamento do meio, e escolher as partículas de gordura ligadas às trompas ovarianas.</li>
	<li>Segure suavemente o ovário e o saco de acasalamento da extremidade posterior vertical e desdobre-o cuidadosamente para baixo. Para evitar danos durante o desdobramento, transfira o ovário para uma placa de Petri nova ou limpa contendo água. Segure a ponta do ovário e desdobre o ovário para dentro; Execute cuidadosamente esta etapa para evitar danos aos ovaríolos.</li>
</ol>5. Análise de dados de anatomia dos tecidos ovarianos
<ol><li>Nesta etapa avaliar o desenvolvimento dos ovos para cada inseto, seguindo a cor e o tamanho dos ovos, para julgar sua maturidade. Em seguida, julgue o grau ovariano de acordo com o desenvolvimento do óvulo. NOTA: A divisão dos vários níveis de desenvolvimento ovariano é dividida principalmente, seja antes da postura ou do desenvolvimento dos ovos com o nível de precipitação da gema. O desenvolvimento dos grãos de ovos dos insetos é dividido em estágios para maior clareza, tais como, estágio de ocorrência da gema, estágio de maturidade da gema e estágio de morte da gema. A maturidade do grão de ovo depende da plenitude, cor e tamanho do ovo para julgar sua maturação.</li>
	<li>Após a dissecção, certifique-se de separar os tecidos dos sacos de acasalamento fêmeas dos ovários intactos e observe a morfologia para distinguir a espécie, pois a anatomia da maioria dos sacos de acasalamento varia de espécie para espécie. Portanto, use sacos de acasalamento para distinguir entre as espécies.</li>
	<li>Nesta etapa, avalie a anatomia ovariana e analise a graduação do desenvolvimento ovariano. Divida os tecidos ovarianos em cinco graus (grau 1 a grau 5).<ol><li>Procure as seguintes alterações e estrutura para organizar o tecido: primeiro grau (1) é um estágio inicial de desenvolvimento (transparente leitoso), abdômen cheio, macio, corpo gorduroso fofo, cor clara, difícil de descascar. O segundo grau (2) é o estágio de deposição da gema e gradua os ovários separadamente, se necessário, após a observação do canal ovariano mais longo e espesso. O terceiro grau (3) tem menos corpos gordurosos e apenas alguns grânulos aderidos ao ovário. O quarto grau (4) parece menos elástico e fácil de quebrar, e alguns óvulos podem estar presentes no meio da tuba uterina. A quinta série (5) é de fácil identificação, com corpos menos ou nenhum corpo gorduroso, ovários atróficos e frágeis.</li>
	</ol></li>
	<li>Capture imagens usando uma câmera digital conforme a necessidade experimental.</li>
</ol>

Dissecção para identificação de insetos migratórios por meio da análise reprodutiva ovariana

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Métodos de análise ovariana são rotineiramente utilizados na proteção de plantas, para elucidar o movimento de voo e população de insetos para previsão 19,20,21 e para elaborar as variações fisiológicas em insetos. Tem-se notado que a migração única e a rápida capacidade de dispersão de pragas agrícolas comuns, como a lagarta-do-cartucho, a lagarta-do-cartucho, a lagarta-do-taro e a traça-da-beterraba, dificult...

A migração de insetos desempenha um papel vital na dinâmica populacional da distribuição global de insetos para insetos como Helicoverpa armigera - a lagarta-do-algodoeiro, Mythimna separada - lagarta-do-cartucho oriental, Spodoptera litura - lagarta-do-taro, Spodoptera exigua - lagarta-do-cartucho da beterraba, que têm sido relatados como pragas graves na China 1,2,3,4 . As longas distâncias percorridas, os movimentos sazonais, a alta fecundidade das pragas migratórias e os fatores ecológicos têm trazido grandes dificuldades na previsão, previsão e controle dessas pragas5. O monitoramento da migração de pragas é necessário para revelar a adaptabilidade e as mudanças comportamentais que facilitam as pragas migratórias de acordo com as mudanças ou ciclos climáticos6. Para sustentar seu crescimento, reprodução e sobrevivência, os insetos adquiriram adaptabilidade sequencial durante a evolução; Essa série de vida adaptativa tem gerado muitas mudanças no sistema reprodutivo, como a estratégia migratória que leva ao controle do desenvolvimento ovariano no longo processo migratório.
O desenvolvimento ovariano é comum em pragas migratórias, o que afeta o crescimento de sua população7. Portanto, o desenvolvimento ovariano tem sido um tópico quente de pesquisa de pragas migratórias por um longo tempo. Uma série de estudos levou a vários indicadores de desenvolvimento ovariano e estratégias de classificação. Até o momento, vários métodos têm sido utilizados para analisar o desenvolvimento ovariano, por exemplo, Loxostege sticticalis - a traça do prado - desenvolvimento do ovário que inclui o estágio inicial de penas, o período inicial de desova, o período de desova e o final da oviposição8. Alguns pesquisadores dividem os níveis ovarianos com base no desenvolvimento da cor da gema em pragas migratórias de lepidópteros, como S. exigua - lagarta-do-cartucho da beterraba, Pseudaletia unipuncta - lagarta-do-cartucho verdadeira, e Cnaphalocrocis medinalis- pasta-folha do arroz, etc.9,10,11,12. Em estudos anteriores, os níveis de desenvolvimento ovariano para pragas, como a lagarta-do-algodoeiro e o rolo-do-arroz, foram divididos em cinco estágios: estádio de deposição da gema, estádio de maturação do grão do ovo, espera madura para o nascimento, período de pico da ovogênese e fase final da desova13,14. O desenvolvimento ovariano da broca-do-milho europeu foi dividido em seis estágios de desenvolvimento: estádio de deposição da gema, maturação dos ovos, disposição pré-ovos, fase de pico de desova e estágio final de desova15.
Além disso, insetos do mesmo gênero apresentam diferentes estágios de desenvolvimento, como os níveis de desenvolvimento ovariano de Spodoptera frugiperda - lagarta-do-cartucho - que cai em quatro níveis: estágio de deposição de gema, espera madura para o parto, pico de positividade da ovipositividade e estágio final de desova16. Por outro lado, o desenvolvimento ovariano em Spodoptera exigua - a mariposa da beterraba - apresenta cinco níveis: transparente, vitelogênese, maturação dos ovos, liberação de ovos e níveis de oviposição tardia17.
Estudos anteriores só podem classificar o desenvolvimento de níveis de desenvolvimento ovariano único a múltiplo usando a maturidade de cor da gema, oviposição e desenvolvimento do ovo, mas a classificação não pode ser feita com base na anatomia do sistema reprodutivo. O desenvolvimento de um ovário baseado na anatomia da morfogênese é uma área menos estudada. Aqui, o método de dissecção foi projetado para prever fêmeas migratórias na população usando dois tipos de tecido ovariano, para elaborar sua dinâmica reprodutiva com base na morfogênese anatômica do estágio de desenvolvimento ovariano e saco de acasalamento, fornecendo evidências diretas para distinguir fêmeas migratórias selvagens.
Alguns estudos constataram que espécies de insetos Noctuidae migratórios eram frequentemente capturadas por holofotes18. O ovário da maioria das espécies de insetos Noctuidae migratórios está nos estágios iniciais de desenvolvimento durante o estágio inicial da migração e o nível ovariano aumenta com o progresso migratório. Neste estudo, descreve-se o método de dissecção para graus de desenvolvimento ovariano, para estudar os dois tecidos reprodutivos de diferentes populações femininas-praga, capturadas por luz de busca. Este método não só avança a pesquisa para entender a dinâmica migratória, mas também facilidades na classificação de insetos, estudo de fisiologia de insetos, previsão de pragas e previsão de espécies de pragas femininas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Digital camera</td>
			<td>Canon ( China ) co., LTD</td>
			<td>EOS 800D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dropper</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol absolute (99.7%)</td>
			<td>Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>&#160;Vetus Tools co., LTD</td>
			<td>ST-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GT75 type halogen headlamp (1000 W)</td>
			<td>Shanghai Yadeng Industry co., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua</td>
			<td>Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Measuring cylinder, beaker, flask</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Net bag&#160;</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td>0.5 m&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Net cages&#160;</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td>30 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td>&#160;60 mm diameter</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and grading of ovarian development in wild-type female insects

As pragas de insetos migratórios representam sérios desafios para a produção e segurança alimentar em todo o mundo. As pragas migratórias podem ser monitoradas e capturadas por meio de armadilhas para holofotes. Uma das técnicas mais importantes para a previsão de pragas migratórias é a identificação das espécies migratórias. No entanto, na maioria dos casos, é difícil obter a informação apenas pela aparência. Portanto, o uso do conhecimento adquirido pela análise sistemática do sistema reprodutor feminino pode ajudar a entender a morfologia anatômica combinada do saco reprodutivo ovariano e a graduação do desenvolvimento ovariano de insetos migratórios selvagens capturados com armadilhas de holofotes. Para demonstrar a aplicabilidade deste método, o estado de desenvolvimento ovariano e os estágios de desenvolvimento dos grãos de ovo foram avaliados diretamente em Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura e Spodoptera exigua para a anatomia ovariana, e os sacos reprodutivos ovarianos foram estudados em Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae e Spodoptera exigua, para explorar suas relações. Este trabalho mostra o método de dissecção específico para prever insetos migratórios selvagens, comparando o sistema reprodutivo único de diferentes insetos migratórios. Em seguida, ambos os tecidos, ou seja, o ovário e os sacos de acasalamento, foram investigados mais detalhadamente. Este método ajuda a prever a dinâmica e o desenvolvimento estrutural dos sistemas reprodutivos em fêmeas de insetos migratórios selvagens.

Migration of insects plays a vital role in population dynamics of global insect distribution for insects like Helicoverpa armigera - the cotton bollworm, Mythimna separate - the oriental armyworm, Spodoptera litura - the taro caterpillar, Spodoptera exigua - the beet armyworm, that have been reported as serious pests in China1,2,3,4. The long travel distances, seasonal movements, high fecundity of migratory pests, and ecological factors have brought great difficulties in the prediction, forecast, and control of these pests5. Pest migration monitoring is required to reveal the adaptability and behavioral changes that facilitate migratory pests according to climate changes or cycles6. To sustain their growth, reproduction, and survival, insects have acquired sequential adaptability during evolution; this series of adaptive life has generated many changes in the reproductive system, such as migratory strategy leading to control of ovarian development in the long migratory process.
Ovarian development is common in migratory pests, which affects the growth of their population7. Therefore, ovarian development has been a hot topic of migratory pest research for a long time. A series of studies have led to several ovarian development indicators and classification strategies. Until now, several methods have been used to analyze ovary development, e.g., Loxostege sticticalis - the meadow moth- ovary development which includes the initial feathering stage, the early spawning period, the spawning period, and the end of oviposition8. Some researchers divide ovarian levels on the bases of yolk color development in migratory Lepidopteran pests, such as S. exigua - the beet armyworm, Pseudaletia unipuncta - the true armyworm, and Cnaphalocrocis medinalis- the rice leaf-folder, etc.9,10,11,12. In previous studies, the ovarian development levels for pests, such as cotton bollworm and rice leaf roller, were divided into five stages: yolk deposition stage, egg grain maturity stage, mature waiting for birth, peak ovogenesis period, and end spawning stage13,14. The ovarian development of the European corn borer was divided into six developmental stages: yolk deposition stage, egg maturation, pre-eggs dispositioning, peak spawning stage, and end-spawning stage15.
Moreover, insects of the same genus have different stages of development, such as ovarian development levels of Spodoptera frugiperda - the fall armyworm - falls into four levels: yolk deposition stage, mature waiting for delivery, peak ovi-positivity, and end spawning stage16. On the other hand, ovarian development in Spodoptera exigua - the beet moth - has five levels: transparent, vitellogenesis, maturation of eggs, egg release, and late egg-laying levels17.
Former studies can only classify development from single to multiple ovarian development levels using color maturity of yolk, oviposition, and egg developments, but classification cannot be done based on anatomy of the reproductive system. The development of an ovary based on the morphogenesis anatomy is a less studied area. Here, the dissection method was designed to predict migratory females in the population using two ovarian tissue types, to elaborate their reproductive dynamics based on the anatomical morphogenesis of -ovarian development stage and mating sac- providing direct evidence to distinguish migratory wild-type females.
Some studies have found that, migratory Noctuidae insect species were frequently captured by searchlights18. The ovary of most migratory Noctuidae insect species is in the early stages of development during the initial stage of migration and the ovarian level increases with the migratory progress. In this study, the dissection method for ovarian development grades is described, to study the two reproductive tissues of different female population pests, captured by search light. This method not only advances the research to understand the migratory dynamics, but also facilities in insect classification, insect physiology study, pest prediction, and forecasting of female pest species.

Autor em destaque: Análise da anatomia ovariana em insetos migratórios para superar desafios experimentais 

Dissecção e classificação do desenvolvimento ovariano em fêmeas selvagens

We aim to apply easy and this newest method for migratory pest, in describing the ovarian anatomy of migratory females. This information will be useful to analyze similar individual species. To predict migratory female insects is pretty challenging.Therefore, visualization of ovarian anatomy is quite easy and very useful.

Desenvolvimento dos ovos O protocolo acima foi aplicado para analisar o desenvolvimento dos óvulos no ovário. Para este propósito, em primeiro lugar, os ovos foram classificados geralmente em quatro estágios para distinguir o estágio inicial e maduro do desenvolvimento dos ovos entre todas as espécies, por exemplo, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-cartucho e mariposa-da-beterraba. Aqui, o estágio inicial de penas (estágio branco leitoso transparente) foi observado. A Figura...

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O protocolo demonstra um método de dissecação simples e fácil, adequado para fêmeas de insetos migratórios selvagens capturadas com armadilhas de holofotes. Esta técnica pode esclarecer significativamente a mesma espécie comparando ambos os tecidos reprodutivos, ou seja, o saco de acasalamento e o desenvolvimento ovariano de fêmeas de insetos selvagens.

Migratory insect pests pose serious challenges to food production and security all over the world. The migratory pests can be monitored and captured using ...

Nosso objetivo é aplicar este método fácil e mais novo para pragas migratórias, na descrição da anatomia ovariana de fêmeas migratórias. Esta informação será útil para analisar espécies individuais semelhantes. Prever insetos fêmeas migratórias é bastante desafiador.Portanto, a visualização da anatomia ovariana é bastante fácil e muito útil.

dissection-grading-ovarian-development-wild-type-female

Research

JoVE Journal

Behavior

Dissection and Grading of Ovarian Development in Wild-Type Female Insects

954 visualizações.  Shandong Academy of Agricultural Sciences. Nosso objetivo é aplicar este método fácil e mais novo para pragas migratórias, na descrição da anatomia ovariana de fêmeas migratórias. Esta informação será útil para analisar espécies individuais semelhantes. Prever insetos fêmeas migratórias é bastante desafiador.Portanto, a visualização da anatomia ovariana é bastante fácil e muito útil.