Este estudio contó con el apoyo del gran proyecto de innovación científica y tecnológica (2020CXGC010802).

NOTA: Preste atención a las medidas de seguridad antes de atrapar insectos migratorios de tipo silvestre, se sugiere usar equipo de seguridad (guantes, camisas de manga larga y gafas). Además, apague la trampa cuando no esté en uso para evitar otros peligros de seguridad y sobrecalentar la luz. Es importante seguir los protocolos de seguridad antes de la disección, como el uso de guantes, gafas y bata de laboratorio para evitar la exposición a fluidos corporales y productos químicos.
1. Captura de insectos migratorios
<ol><li>Comience este protocolo atrapando insectos con la lámpara del reflector. En este protocolo, la fuente del insecto de prueba es el distrito de Jiyang, ciudad de Jinan, provincia de Shandong, China (36.977088° N, 116.982747° E).</li>
	<li>Utilice el cuerpo principal de la lámpara del reflector, que está hecho de acero no oxidado, la caja, que es un cuerpo rectangular, y el faro halógeno tipo GT75, con una potencia de 1000 W. Coloque el faro en el medio como fuente de luz.</li>
	<li>Coloque un canal de recolección de insectos en forma de embudo en el interior y en la parte inferior de la luz, coloque una caja para la recolección de insectos con un diámetro de 5 cm, seguida de una bolsa de red de recolección de insectos de 60 pedidos (0,5 m x 0,5 m), que se usa para recolectar insectos atrapados por la luz. La proyección conocida de la luz está a unos 500 m sobre el suelo.</li>
	<li>Este protocolo hace énfasis en la dinámica migratoria de las hembras silvestres y el desarrollo de los ovarios; por lo tanto, recolectar diferentes especies de insectos (aquí la recolección se realizó de abril a agosto, durante 2021 a 2022). Evite recolectar insectos de tamaño pequeño y heridos, seleccione plagas grandes de tamaño similar para este experimento.</li>
</ol>2. Preparación de insectos
<ol><li>Transfiera todos los insectos recolectados de la bolsa de red (0,5 m) a la jaula de red (30 cm x 30 cm) y luego proporcione una placa de Petri que contenga una solución esterilizada de agua con miel al 10% (la alimentación es opcional). Colocar la jaula a 27 ± 2 °C, 65% ± 12% de humedad relativa y mantener en oscuridad durante 8-12 h.</li>
	<li>Seleccione hembras de tipo salvaje que hayan volado dentro de la jaula el mismo día, transfiéralas con cuidado a los tubos de viales individuales y cierre cada tubo con una tapa de algodón. Evite la manipulación directa, que podría dañar o lesionar a la plaga debido a una presión excesiva. NOTA: Todas las hembras de tipo salvaje fueron capturadas durante la noche y la disección se realizó durante el día. Por lo tanto, cada experimento se realizó en un día.</li>
</ol>3. Preparación para el método de parálisis de insectos (Figura 1)
<ol><li>Coloque la plaga hembra seleccionada individualmente en un tubo de vial para moscas en el medio y anestesiar a la hembra con gas CO2 sosteniendo la aguja de la pistola de cerbatana para causar una parálisis leve. Para confirmar si la plaga está paralizada o no, empuje suavemente o toque la plaga con un cepillo suave. La falta de respuesta a los estímulos blandos y la inmovilidad indican una parálisis exitosa. NOTA: La baja temperatura (-20 °C) también se puede utilizar como una técnica alternativa para paralizar insectos.</li>
</ol>4. Disección de insectos
<ol><li>Coloque la hembra recién paralizada en la placa de Petri de disección que contiene etanol absoluto (10 ml). Para evitar la influencia de los pelos de escamas y el polvo de las alas durante la disección, infiltre el insecto vivo o paralizado con alcohol absoluto y enjuague con agua limpia.</li>
	<li>Separe las alas dorsales de la unión del cuerpo del tórax y el abdomen, utilizando dos pares de fórceps.</li>
	<li>Transfiera el abdomen a una nueva placa de Petri desechable, que contenga una cantidad adecuada de agua (2-5 mm de profundidad), y pegue suavemente el exoesqueleto abdominal a lo largo de la línea ventral dorsal desde la boca puntiaguda hasta la cola, utilizando pinzas de disección. Repita los mismos pasos en el otro lado y luego póngalo en agua limpia para dispersar los tejidos intactos.</li>
	<li>Retire con cuidado los tejidos grasos de la epidermis con fórceps y tire y suelte suavemente los ovarios.</li>
	<li>Use pinzas de disección para eliminar suavemente las partículas de grasa y otros órganos alrededor de los ovarios. Generalmente, los ovarios de la plaga se pliegan principalmente hacia adentro a ambos lados del abdomen, intentan operar en un ambiente líquido mientras despliegan los ovarios, y lentamente despegan el saco de apareamiento desde el medio y recogen las partículas de grasa adheridas a las trompas ováricas.</li>
	<li>Sujete suavemente el ovario y el saco de acoplamiento desde el extremo posterior vertical y despliéguelo con cuidado hacia abajo. Para evitar daños durante el desdoblado, transfiera el ovario a una placa de Petri nueva o limpia que contenga agua. Sostenga la punta del ovario y despliegue el ovario hacia adentro; Realice este paso con cuidado para evitar daños en los ovarios.</li>
</ol>5. Análisis de datos para la anatomía de los tejidos ováricos
<ol><li>En este paso se evalúa el desarrollo de los huevos de cada insecto, siguiendo el color y el tamaño de los huevos, para juzgar su madurez. Luego, juzgue el grado ovárico de acuerdo con el desarrollo del óvulo. NOTA: La división de varios niveles de desarrollo ovárico se divide principalmente, ya sea antes de la puesta de huevos o el desarrollo de huevos con el nivel de precipitación de la yema. El desarrollo del grano de huevo de los insectos se divide en etapas para mayor claridad, como la etapa de ocurrencia de la yema, la etapa de madurez de la yema y la etapa de muerte de la yema. La madurez del grano de huevo depende de la plenitud, el color y el tamaño del huevo para juzgar su madurez.</li>
	<li>Después de la disección, asegúrese de separar los tejidos de los sacos de apareamiento de las hembras de los ovarios intactos y observe la morfología para distinguir la especie, ya que la anatomía de la mayoría de los sacos de apareamiento varía de una especie a otra. Por lo tanto, use sacos de apareamiento para distinguir entre especies.</li>
	<li>En este paso, evalúe la anatomía ovárica y analice la clasificación del desarrollo ovárico. Divida los tejidos ováricos en cinco grados (grado 1 a grado 5).<ol><li>Busque los siguientes cambios y estructura para organizar el tejido: primer grado (1) es una etapa temprana de desarrollo (lechoso transparente), abdomen lleno, cuerpo blando, graso, esponjoso, de color claro, difícil de pelar. El segundo grado (2) es la etapa de depósito de la yema y el grado de los ovarios por separado si es necesario después de observar el canal ovárico más largo y grueso. El tercer grado (3) tiene menos cuerpos grasos y solo unos pocos gránulos adheridos al ovario. El cuarto grado (4) parece menos elástico y fácil de romper, y algunos huevos pueden estar presentes en el medio de la trompa uterina. El quinto grado (5) es fácil de identificar con menos o ningún cuerpo graso, ovarios atróficos y frágiles.</li>
	</ol></li>
	<li>Captura imágenes con una cámara digital según las necesidades experimentales.</li>
</ol>

Disección para la identificación de insectos migratorios mediante análisis reproductivos ováricos

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Los métodos de análisis ovárico se utilizan de forma rutinaria en la protección de las plantas, para dilucidar el movimiento del vuelo y la población de insectos para pronosticar 19,20,21 y para profundizar en las variaciones fisiológicas de los insectos. Se ha observado que la migración única y la rápida capacidad de dispersión de las plagas agrícolas comunes, como el gusano cogollero, el gusano cogollero, la oruga d...

La migración de insectos juega un papel vital en la dinámica poblacional de la distribución mundial de insectos como Helicoverpa armigera - el gusano de la cápsula del algodón, Mythimna separada - el gusano cogollero oriental, Spodoptera litura - la oruga de la malanga, Spodoptera exigua - el gusano cogollero de la remolacha, que han sido reportados como plagas graves en China 1,2,3,4 . Las largas distancias de viaje, los movimientos estacionales, la alta fecundidad de las plagas migratorias y los factores ecológicos han traído grandes dificultades en la predicción, pronóstico y control de estas plagas5. El monitoreo de la migración de plagas es necesario para revelar la adaptabilidad y los cambios de comportamiento que facilitan la aparición de plagas migratorias de acuerdo con los cambios o ciclos climáticos6. Para mantener su crecimiento, reproducción y supervivencia, los insectos han adquirido adaptabilidad secuencial durante la evolución; Esta serie de vida adaptativa ha generado muchos cambios en el sistema reproductivo, como la estrategia migratoria que conduce al control del desarrollo ovárico en el largo proceso migratorio.
El desarrollo ovárico es común en las plagas migratorias, lo que afecta el crecimiento de su población7. Por lo tanto, el desarrollo ovárico ha sido un tema candente en la investigación de plagas migratorias durante mucho tiempo. Una serie de estudios han dado lugar a varios indicadores de desarrollo ovárico y estrategias de clasificación. Hasta ahora, se han utilizado varios métodos para analizar el desarrollo de los ovarios, por ejemplo, Loxostege sticticalis, el desarrollo del ovario de la polilla de la pradera, que incluye la etapa inicial de emplumado, el período de desove temprano, el período de desove y el final de la oviposición8. Algunos investigadores dividen los niveles ováricos en función del desarrollo del color de la yema en plagas migratorias de lepidópteros, como S. exigua - el gusano cogollero de la remolacha, Pseudaletia unipuncta - el gusano cogollero verdadero, y Cnaphalocrocis medinalis - la plegadora de hojas de arroz, etc.9,10,11,12. En estudios previos, los niveles de desarrollo ovárico de plagas, como el gusano del algodón y la carraca de la hoja de arroz, se dividieron en cinco etapas: etapa de depósito de yema, etapa de madurez del grano de huevo, espera madura para el nacimiento, período de ovogénesis máxima y etapa final de desove13,14. El desarrollo ovárico del barrenador europeo del maíz se dividió en seis etapas de desarrollo: etapa de deposición de la yema, maduración del huevo, disposición previa a los huevos, etapa de desove pico y etapa de desove final15.
Además, los insectos del mismo género tienen diferentes etapas de desarrollo, como los niveles de desarrollo ovárico de Spodoptera frugiperda , el gusano cogollero, que se dividen en cuatro niveles: etapa de deposición de la yema, espera madura para el parto, pico de ovipositividad y etapa final de desove16. Por otro lado, el desarrollo ovárico en Spodoptera exigua - la polilla de la remolacha - tiene cinco niveles: transparente, vitelogénesis, maduración de huevos, liberación de huevos y niveles de puesta tardíade huevos 17.
Los estudios anteriores solo pueden clasificar el desarrollo de niveles de desarrollo ovárico único a múltiples utilizando la madurez del color de la yema, la oviposición y el desarrollo de los huevos, pero la clasificación no se puede hacer en función de la anatomía del sistema reproductivo. El desarrollo de un ovario basado en la anatomía de la morfogénesis es un área menos estudiada. Aquí, el método de disección fue diseñado para predecir hembras migratorias en la población utilizando dos tipos de tejido ovárico, para elaborar su dinámica reproductiva basada en la morfogénesis anatómica de -etapa de desarrollo ovárico y saco de apareamiento- proporcionando evidencia directa para distinguir a las hembras migratorias de tipo silvestre.
Algunos estudios han encontrado que las especies migratorias de insectos Noctuidae fueron capturadas con frecuencia por reflectores18. El ovario de la mayoría de las especies migratorias de insectos Noctuidae se encuentra en las primeras etapas de desarrollo durante la etapa inicial de la migración y el nivel ovárico aumenta con el progreso migratorio. En este estudio se describe el método de disección para grados de desarrollo ovárico, para estudiar los dos tejidos reproductivos de diferentes plagas de la población femenina, captados por luz de búsqueda. Este método no solo avanza en la investigación para comprender la dinámica migratoria, sino que también facilita la clasificación de insectos, el estudio de la fisiología de los insectos, la predicción de plagas y el pronóstico de especies de plagas femeninas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Digital camera</td>
			<td>Canon ( China ) co., LTD</td>
			<td>EOS 800D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dropper</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol absolute (99.7%)</td>
			<td>Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>&#160;Vetus Tools co., LTD</td>
			<td>ST-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GT75 type halogen headlamp (1000 W)</td>
			<td>Shanghai Yadeng Industry co., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua</td>
			<td>Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Measuring cylinder, beaker, flask</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Net bag&#160;</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td>0.5 m&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Net cages&#160;</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td>30 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes</td>
			<td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td>
			<td></td>
			<td>&#160;60 mm diameter</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and grading of ovarian development in wild-type female insects

Las plagas de insectos migratorios plantean serios desafíos para la producción y la seguridad alimentaria en todo el mundo. Las plagas migratorias pueden ser monitoreadas y capturadas usando trampas de reflectores. Una de las técnicas más importantes para la predicción de plagas migratorias es la identificación de las especies migratorias. Sin embargo, en la mayoría de los casos, es difícil obtener la información solo por la apariencia. Por lo tanto, el uso de los conocimientos adquiridos mediante el análisis sistemático del sistema reproductor femenino puede ayudar a comprender la morfología anatómica combinada del saco de apareamiento ovárico y la clasificación del desarrollo ovárico de los insectos migratorios de tipo silvestre capturados con trampas de reflectores. Para demostrar la aplicabilidad de este método, se evaluó directamente el estado de desarrollo ovárico y las etapas de desarrollo del grano de huevo en Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura y Spodoptera exigua para la anatomía ovárica, y se estudiaron los sacos de apareamiento ovárico en Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae y Spodoptera exigua, para explorar sus relaciones. Este trabajo muestra el método de disección específico para predecir insectos migratorios de tipo silvestre, comparando el sistema reproductivo único de diferentes insectos migratorios. Luego, ambos tejidos, es decir, el ovario y los sacos de apareamiento, se investigaron más a fondo. Este método ayuda a predecir la dinámica y el desarrollo estructural de los sistemas reproductivos en insectos migratorios hembra de tipo silvestre.

Migration of insects plays a vital role in population dynamics of global insect distribution for insects like Helicoverpa armigera - the cotton bollworm, Mythimna separate - the oriental armyworm, Spodoptera litura - the taro caterpillar, Spodoptera exigua - the beet armyworm, that have been reported as serious pests in China1,2,3,4. The long travel distances, seasonal movements, high fecundity of migratory pests, and ecological factors have brought great difficulties in the prediction, forecast, and control of these pests5. Pest migration monitoring is required to reveal the adaptability and behavioral changes that facilitate migratory pests according to climate changes or cycles6. To sustain their growth, reproduction, and survival, insects have acquired sequential adaptability during evolution; this series of adaptive life has generated many changes in the reproductive system, such as migratory strategy leading to control of ovarian development in the long migratory process.
Ovarian development is common in migratory pests, which affects the growth of their population7. Therefore, ovarian development has been a hot topic of migratory pest research for a long time. A series of studies have led to several ovarian development indicators and classification strategies. Until now, several methods have been used to analyze ovary development, e.g., Loxostege sticticalis - the meadow moth- ovary development which includes the initial feathering stage, the early spawning period, the spawning period, and the end of oviposition8. Some researchers divide ovarian levels on the bases of yolk color development in migratory Lepidopteran pests, such as S. exigua - the beet armyworm, Pseudaletia unipuncta - the true armyworm, and Cnaphalocrocis medinalis- the rice leaf-folder, etc.9,10,11,12. In previous studies, the ovarian development levels for pests, such as cotton bollworm and rice leaf roller, were divided into five stages: yolk deposition stage, egg grain maturity stage, mature waiting for birth, peak ovogenesis period, and end spawning stage13,14. The ovarian development of the European corn borer was divided into six developmental stages: yolk deposition stage, egg maturation, pre-eggs dispositioning, peak spawning stage, and end-spawning stage15.
Moreover, insects of the same genus have different stages of development, such as ovarian development levels of Spodoptera frugiperda - the fall armyworm - falls into four levels: yolk deposition stage, mature waiting for delivery, peak ovi-positivity, and end spawning stage16. On the other hand, ovarian development in Spodoptera exigua - the beet moth - has five levels: transparent, vitellogenesis, maturation of eggs, egg release, and late egg-laying levels17.
Former studies can only classify development from single to multiple ovarian development levels using color maturity of yolk, oviposition, and egg developments, but classification cannot be done based on anatomy of the reproductive system. The development of an ovary based on the morphogenesis anatomy is a less studied area. Here, the dissection method was designed to predict migratory females in the population using two ovarian tissue types, to elaborate their reproductive dynamics based on the anatomical morphogenesis of -ovarian development stage and mating sac- providing direct evidence to distinguish migratory wild-type females.
Some studies have found that, migratory Noctuidae insect species were frequently captured by searchlights18. The ovary of most migratory Noctuidae insect species is in the early stages of development during the initial stage of migration and the ovarian level increases with the migratory progress. In this study, the dissection method for ovarian development grades is described, to study the two reproductive tissues of different female population pests, captured by search light. This method not only advances the research to understand the migratory dynamics, but also facilities in insect classification, insect physiology study, pest prediction, and forecasting of female pest species.

Autor destacado: Análisis de la anatomía ovárica en insectos migratorios para superar desafíos experimentales 

Disección y clasificación del desarrollo ovárico en insectos hembra de tipo silvestre

We aim to apply easy and this newest method for migratory pest, in describing the ovarian anatomy of migratory females. This information will be useful to analyze similar individual species. To predict migratory female insects is pretty challenging.Therefore, visualization of ovarian anatomy is quite easy and very useful.

Desarrollo de los huevos El protocolo anterior se aplicó para analizar el desarrollo de los óvulos en el ovario. Para este propósito, en primer lugar, los huevos se clasificaron generalmente en cuatro etapas para distinguir la etapa temprana y madura del desarrollo del huevo entre todas las especies, por ejemplo, el gusano cogollero, el gusano cogollero, la oruga del taro y la polilla de la remolacha. Aquí, se observó la etapa temprana de emplumado (etapa transparente de color blanco lechoso). <s...

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El protocolo demuestra un método de disección simple y fácil, adecuado para insectos hembra migratorios de tipo silvestre capturados con trampas de reflectores. Esta técnica puede aclarar significativamente la misma especie comparando ambos tejidos reproductivos, es decir, el saco de apareamiento y el desarrollo ovárico de insectos hembra de tipo salvaje.

Migratory insect pests pose serious challenges to food production and security all over the world. The migratory pests can be monitored and captured using ...

Nuestro objetivo es aplicar este método fácil y más nuevo para la plaga migratoria, en la descripción de la anatomía ovárica de las hembras migratorias. Esta información será útil para analizar especies individuales similares. Predecir los insectos hembra migratorios es todo un reto.Por lo tanto, la visualización de la anatomía ovárica es bastante fácil y muy útil.

dissection-grading-ovarian-development-wild-type-female

Research

JoVE Journal

Behavior

Dissection and Grading of Ovarian Development in Wild-Type Female Insects

937 vistas.  Shandong Academy of Agricultural Sciences. Nuestro objetivo es aplicar este método fácil y más nuevo para la plaga migratoria, en la descripción de la anatomía ovárica de las hembras migratorias. Esta información será útil para analizar especies individuales similares. Predecir los insectos hembra migratorios es todo un reto.Por lo tanto, la visualización de la anatomía ovárica es bastante fácil y muy útil.