АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

The fenestrated liver sinusoidal endothelial cell is a biologically important filter system that is highly influenced by various diseases, toxins, and physiological states. These changes significantly impact on liver function. We describe methods for the standardisation of the measurement of the size and number of fenestrations in these cells.

Аннотация

Liver sinusoidal endothelial cells are the gateway to the liver, their transcellular fenestrations allow the unimpeded transfer of small and dissolved substances from the blood into the liver parenchyma for metabolism and processing. Fenestrations are dynamic structures - both their size and/or number can be altered in response to various physiological states, drugs, and disease, making them an important target for modulation. An understanding of how LSEC morphology is influenced by various disease, toxic, and physiological states and how these changes impact on liver function requires accurate measurement of the size and number of fenestrations. In this paper, we describe scanning electron microscopy fixation and processing techniques used in our laboratory to ensure reproducible specimen preparation and accurate interpretation. The methods include perfusion fixation, secondary fixation and dehydration, preparation for the scanning electron microscope and analysis. Finally, we provide a step by step method for standardized image analysis which will benefit all researchers in the field.

Введение

Печень синусоидальные эндотелиальные клетки (LSECs) весьма дифференцированные эндотелиальные клетки, которые выстилают стенки печеночной синусоиды. LSECs перфорируют с фенестраций, которые недиафрагмированном, трансцеллюлярного поры 50-250 нм в диаметре. До 20% поверхности LSECs покрыта фенестраций, которые, как правило, в группах от десятков до сотен называемых сито пластины 1-3 (Рисунок 1). Фенестраций разрешить передачу плазмы и nanosubstrates между кровью и гепатоцитами, создания эффективной системы ультрафильтрации. Фенестраций являются динамические структуры - как их размер и / или номер может быть изменен в ответ на различные физиологических состояниях, наркотиков и болезней. Например, Фенестрации больше в голодном, чем в сытом состоянии 4; 2-ди-iodoamphetamine увеличивает количество оконных 5,6 и уменьшение размера и количества фенестраций за клеток происходит в процессе старения, и многие болезненных состояний 7-13 . Точное измерение размера и количества фенестраций важно для понимания того, как LSEC морфология влияют различные болезни, токсический и физиологических состояний; их влияние на функции печени; а также для разработки фенестрацию-модуляции терапевтических вмешательств 1.

Изучение фенестраций трудно. Диаметр фенестраций лежит ниже разрешением обычного светового микроскопа, так ранее только наблюдение с помощью электронного микроскопа и в интактных тканей печени или культивированного LSECs удалось. Сканирующий электронный микроскоп (SEM), была наиболее часто используется для изучения размеров оконных, частоту и пористость (процент от LSEC мембраны, перфорированный фенестраций), потому что СЭМ позволяет для наблюдения больших участков поверхности эндотелия и измерения тысяч, если не десятки тысяч фенестраций. Несмотря на полезность, результаты, которые сообщили из SEM на основе исследований дляLSEC параметры, такие как размер оконной, количества, частоты и пористости широко варьировать в литературе (таблица 1).

Фенестраций и сита пластины являются хрупкими структуры, что контракт, разорвать, расширяют или сливаются в ходе подготовки образца, таким образом, осторожны обработка необходима, чтобы сохранить их целостность. Повышенное давление перфузии 14; неверно осмолярность фиксатора и буферов 15; недостаточно фиксация или фиксация времени; и скорость после фиксации обезвоживания и сушки все области обработки для SEM, которые могут вызывать артефакты, которые мешают сохранению ультраструктуры (рис 2). Потеря фенестраций ('дефенестрация') и оконных усадки может возникнуть в результате плохой фиксации, в результате уменьшенного диаметра оконных и пористостью. Методы повышения сохранности образцов для анализа СЭМ были описаны ранее 15-17 и будет обсуждатьсяздесь с дополнительные советы о том, как улучшить сохранение образца. Основными задачами являются сохранение образца, чтобы удалить кровь из синусоид, так что поверхность LSEC могут быть визуализированы и избежать повреждения от LSEC либо высоким давлением или задержки фиксации. Всего перфузии печени фиксатора через воротную вену является предпочтительным методом для фиксации печени. Как описано подробно в другом месте 16,18 перфузии должны быть предприняты при низком давлении (например, 10 см H 2 0), чтобы избежать давления, связанных перфузии артефакты и повреждение LSEC, обычно проявляется в виде больших зазоров в пределах клеточной мембраны. Тем не менее, разумно фиксации часто могут быть получены с помощью иглы перфузию биопсии печени от человека и животных, как описано подробно в другом месте 19. Этот метод включает в себя непосредственно инъекционных фиксатором в ткани, пока кровь не смывается образца и ткани является твердой и фиксированной. Фиксация образцов для электронной микроскопии должна быть перфорацияormed как можно быстрее после прекращения кровотока для предотвращения ультраструктурным изменения, происходящие в результате печени крайне быстрые процессы автолитических.

Мы также представляем метод анализа изображений, что сводит к минимуму включение артефактов, и стандартизирует измерение фенестраций. Изменение в выборе синусоиды для микрофотографии, анализ изображений артефактов и измерение площади ячейки для пористости и оконных частоты привели к существенному расхождений в опубликованных результатах. Стандартизированный подход для оценки и измерения фенестраций и минимальных требований для представления данных не были четко рассмотрены в литературе ранее 4,10,20-31.

протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Все процедуры, связанные с использованием животных осуществляется в соответствии с местным законодательством. Наша работа была утверждена Комитетом по Сидней местного здравоохранения районного защиты животных от. Допустимые процедуры описаны в документации проекта и лицензии следовать рекомендациям, которые обеспечивают благосостояние животного на все времена. Обеспечить соблюдение законодательства о животном экспериментов страны, где проводится работа.

1. Протокол Подготовка EM Fixative

  1. Для 100 мл фиксатора, подготовки параформальдегида путем добавления 2 г параформальдегида порошка к 25 мл дистиллированной воды в конической колбе, тепло до 65 ° С, постоянно перемешивании магнитной мешалкой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Глутаральдегид, параформальдегидную буфер какодилат натрия все опасные вещества и должны всегда быть обработаны в fumehood.
  2. Тепло в 65 ° С в течение 2 минут, затем дать остыть. При необходимости добавить dropw раствор гидроксида натрияISE при перемешивании, чтобы полностью прозрачный раствор.
    ПРИМЕЧАНИЕ: гидроксид натрия является опасным, обращаться с осторожностью.
  3. Добавьте 10 мл ЭМ класса фондовой глутарового альдегида 50 мл буфера 0,2 М какодилата натрия и 2 г сахарозы и перемешать с магнитной мешалкой. Добавить 2 мл 1,0 М CaCl 2.
  4. Доведения рН до 7,4 до принятия решения до 100 мл дистиллированной водой. Конечный фиксатор содержит 2,5% глутарового альдегида, 2% параформальдегида, 2 ммоль CaCl 2, 2% сахарозы в 0,1 М какодилатный буфер. Убедитесь, что общая осмолярность 440 мОсм / л. Использовать в течение 24 часов подготовки.

2. перфузии Фиксация печени

  1. Теплый буфер перфузии и фиксатор 35 - 37 ° C. Правильная температура буфера обескровливания и фиксатором помогает обеспечить целостность тканей.
  2. Анестезировать животное с одной внутрибрюшинной инъекции 50 мг / кг кетамина и 5 мг / кг ксилазина.
  3. После того, как животное находится подглубокого наркоза, оценивается путем изъятия задних конечностей и хвоста крайнем случае, Y надрез с тупыми ножницами в животе животного, чтобы разоблачить печени и воротной вены.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что оборудование в чистоте, чтобы избежать загрязнения образцов с микроорганизмами и общего мусора, который будет легко увидеть на SEM.
  4. Tie два очень свободно швов вокруг воротной вены проксимальнее один печени, а другой более дистально в печень.
  5. Иглу в портальную вену с соответствующего размера IV канюли (18 г для крыс, 22 г для мышей) .Tighten швы, чтобы обеспечить канюли.
  6. Начать перфузии забуференным фосфатом физиологическим раствором нагревают до 37 ° С, и при давлении 10 см H 2 0. От 5 до 20 мл PBS, как правило, требуется, чтобы обескровить печень.
    Примечание: Не чтобы пузырьки воздуха, чтобы войти в печень через трубы, соединенных с канюлей, как они вызывают артефакты вторичные эмболизации и давления; Повреждение гепатоцитов, сиnusoids и LSEC Фенестрации происходит, если перфузионное давление слишком высоко.
  7. Север брюшной и грудной полой вены, чтобы буфер свободно выйти из печени. Это предотвращает повреждение высокой спинкой давления на LSECs.
  8. После того, как печень бесплатно крови, заменить PBS с Е.М. фиксатором и заливать в течение примерно 5 минут, пока печень не закаленные и очень бледный.
  9. Прекратите перфузии и сократить фиксированную печень в 1 - 2 мм 3 блоков, используя острый скальпель.
  10. После исправления ткани в EM фиксатором для 24 - 72 ч при 4 ° С.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В общем, underfixation вызывает больше артефактов, чем overfixation.
  11. Изменить фиксатор Следующий пост-Fix период до 0,1 буфера какодилатном М натрия для хранения при 4 ° С.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Образцы, хранящиеся на этом пути будут сохранены в течение значительного периода времени (до 12 месяцев), однако своевременное вторичной фиксации и экспертиза рекомендуется для лучших результатов.

3. Игла Рerfusion

ПРИМЕЧАНИЕ: Игла фиксация вариант перфузии фиксации, который включает введение фиксатора непосредственно в биопсии ткани печени. Цель состоит в том, чтобы фиксатор промыть через кровеносные сосуды, чтобы обескровить их и выставить все блока ткани для фиксаж. Уход должны быть приняты, чтобы сохранить давление инъекционным низко, чтобы избежать травм давления 18,19.

  1. Удалить маленький кусочек печени от животного или предмета и промыть в солевом растворе, чтобы удалить кровь и грязь.
  2. Draw в физиологический раствор в шприц, снабженный тонкой иглой (как правило, инсулиновый шприц).
  3. Вводите раствор медленно в печени, пока кровь не вымываются из ткани. Множественные инъекции могут потребоваться.
  4. Draw фиксатором EM в другой шприц, снабженный тонкой иглой (как правило, инсулиновый шприц).
  5. Внедрить закрепитель очень медленно в печени, пока не станет трудно, и загар в цвете. Несколько инъекцийс может потребоваться.
  6. Вырезать фиксированный печень в 1 - 2 мм 3 блоки, используя острый скальпель. Инкубируют в EM фиксатором для 24 - 72 ч 4 ° С. Промыть 3 раза в 0,1 буфера какодилатном М натрий перед началом вторичного фиксацию.

4. Подготовка к сканирующей электронной микроскопии

  1. Промыть образец 3 раза в буфере 0,1 М какодилата натрия. Чтобы исправить липидов, после зафиксировать образец в 2% осмия в буфер какодилатном 0,1 М натрия в течение 2 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Полный стиральная очень важно, так как крест глютаральдегид и осмий осмия реагировать и создавать артефакты на SEM.
  2. Промыть образцов в возрастающих концентрациях этанола, чтобы начать обезвоживание. Вначале промыть в 50% этаноле в течение 5 минут; затем 3 раза в течение 5 мин с 70% -ным этанолом; промойте 3 раза в течение 5 мин с 90% этанола; промойте 2 раза в течение 5 мин в 100% этаноле; и, наконец, ополоснуть 2 раза в течение 10 мин в 100% этаноле (молекулярное сито).
  3. Удалить все этанола из образцов и заменить гексаметилдисилазаном (HMDS) в fumehood и оставить на 10 мин. Удалить из HMDS образцов тканей и позволяют испаряться.
    ПРИМЕЧАНИЕ: ГМДС обладает высокой гигроскопичностью, когда холодно, поэтому позволяют достичь RT перед использованием для конечной стадии дегидратации.
  4. При желании, установить образцы немедленно или не поместить их в эксикаторе до готовности крепление для SEM.

5. Монтаж

ПРИМЕЧАНИЕ: Правильный образец монтаж будет максимизировать количество четко определенных синусоиды, доступных для анализа под РЭМ.

  1. Этикетка базу металлических SEM заглушки и применять двухстороннюю проводящую ленту углерода в верхней части заглушки.
  2. Визуализация образцы с использованием рассекает микроскопом, чтобы определить поверхность с лучшими синусоид для последующего SEM. Поместите эту поверхность вверх на углеродную ленту поверхности заглушки.
  3. Придерживайтесь образцы твердо заглушки, образцы готовы к распыления покрытия.
ove_title "> 6. Покрытие

ПРИМЕЧАНИЕ: Покрытие образца с тонкой пленкой проводящего металла (золота или платины) в напыления для нанесения покрытий оснований образца и защищает его от повреждений от электронного пучка. Если покрытие слишком толстый структуры интереса может быть скрыта.

  1. Место заглушки в вакуумной камере автоматической тонкой распыления для нанесения покрытия, установить режим вращения и автоматической распылением покрытие в течение 45 сек. Используйте платины покрытие для тоньше подробно, однако золото подходит.
  2. Нанесите тонкий слой углерода краски наружных поверхностей смонтированных образцов печени, заботясь, чтобы не покрыть синусоидальные поверхности.
  3. После того, как образцы с покрытием платиной и углерод краска высохла они готовы к Анализ на СЭМ. Образцы могут храниться в эксикаторе.

7. Использование сканирующего электронного микроскопа

  1. Место образцов в сканирующем электронном микроскопе и возврата микроскопа вакууме.
  2. Используя стандартные операционные процедуры микроскоп для визуализации образцов, начав в малом увеличении, постепенно увеличивая масштаб.
  3. Убедитесь, микроскоп регулируется соответствующим образом для работы расстояние, размер пятна и астигматизм.
  4. Проверьте целостность фиксации. Если LSEC в основном свободен от пробелов и содержит фенестраций измерения 30 - 250 нм диаметр этого, как правило, указывают, что подготовка образца была успешной.
  5. Если синусоиды полны пробелов или лишены фенестраций подготовка образца не была успешной, или существует значительный патологии. В этом случае, нарезать образца с очень тонкой бритвой, и разрезанные поверхности перекрываться и анализировали на фиксированных успешно синусоид.
  6. Примерно 15,000-20,000 кратном увеличении выбора плоских поверхностей LSEC, которые свободны от мусора с хорошей фиксацией и где Фенестрации четко видны (как правило, содержащего по меньшей мере 10 фенестраций).
  7. Сохранение изображений не менее 10 синусоид в печени, из разных областей блоков, с использованием по меньшей мере двух блоков в печени. Отбор проб 10 микрофотографии при 15000 - 20000-кратном увеличении на животное, как правило, достаточно для количественное фенестраций быть представителем всей печени.

8. Анализ

ПРИМЕЧАНИЕ: ImageJ программное обеспечение, которое можно загрузить с НИЗ бесплатно используется для количественного диаметр Fenestration и частоты ( www.imagej.nih.gov/ij ).

  1. Открыть изображение J и установите шкалу с помощью масштабной линейки, внедренный в изображения (Снимок экрана 1).
  2. Используя инструмент многоугольник в ImageJ, след вокруг всей плоской области LSEC в том числе и Фенестрированные defenestrated областях. Не просто проследить сетчатыми тарелками, как это будет ложно завышать пористость. Исключить любые крупные куски мусора, которые находятся на поверхности клеток, которые могут быть Obscuriнг Фенестрации.
  3. Для измерения диаметра Fenestration, проследить линию через самый большой диаметр каждого оконных, выбрав инструмент линии, и нажать кнопку «М» для измерения линии, и "d" (ничья) постоянно рисовать линии на рисунке. Эта линия определяется как диаметр оконных. Длина линии теперь будут доступны в окне результатов в ImageJ (Снимок экрана 2).
  4. Измерьте все пробелы, которые крупные отверстия в цитоплазме LSEC более 250 нм, а также Фенестрации. Пробелы часто артефакты, отражающие плохой перфузии или фиксацию, однако пробелы могут также возникнуть в результате болезни и токсичности. Данные пробелы будут исключены из расчета параметров светопрозрачных позже в анализе.
  5. Площадь пробелы, которые не круглую должна быть рассчитана путем отслеживания вокруг пробелов и расчета их площади на ImageJ.
  6. Вставить данные из коробки результатов в ImageJ в таблицу EXCEL для furtheг анализ.

9. Расчеты

  1. Средняя фенестрация диаметр = средний всех диаметров светопрозрачных (не включая пробелы, где пробелы являются ≥ 250 нм).
  2. Fenestration площадь = πr 2, где г, радиус, рассчитывается исходя из индивидуального диаметром фенестраций (R = D / 2), не включая пробелы.
  3. Пористость (%) = (Σ (πr 2) / общая площадь анализировали - Σ (площадь зазоров =)) (мкм 2)) × 100.
  4. Частота Fenestration = общее количество фенестраций / (общая площадь проанализированы-Σ (площадь зазоров) (мкм 2).

10. Представление данных Fenestration

ПРИМЕЧАНИЕ: Каждый раз, когда это возможно, в том числе публикации количественного данных светопрозрачных должны включать следующую информацию

  1. Диаметр Fenestration, с заявлением, подтверждающие, что граничные диаметры, где используются, чтобы определить фенестраций (как правило,от 50 - 250 нм), Fenestration частоты (число / мкм 2) и пористость (%).
  2. Документ, подтверждающий, были ли пробелы были включены в анализ, распределение частот граф диаметра оконных и количества печени, блоков, изображений и фенестраций должны быть включены в анализ.

Результаты

Начальное визуализации при малом увеличении с помощью сканирующего электронного микроскопа показывает плоскую поверхность образца печени с открытой площади, достаточно большой, чтобы наблюдать много крупных сосудов печени и синусоиды (рис 1а). Обеспечение правильного разме...

Обсуждение

Способность точно и воспроизводимо измерять состояние печени синусоидальной эндотелия является важным шагом в понимании биологии этих узкоспециализированных клеток. Новые методы, такие как структурированной подсветки микроскопии 32, атомно-силовой микроскопии 33 и Д-STORM (?...

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

The authors have no acknowledgements.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Name of materialCompanyCatalogue NumberComments
EM grade GlutaraldehydeProSciTechC001Store stock at -20 C until needed, avoid refreeze
Paraformaldehyde powderSigma Aldrich158127Always prepare Paraformaldehyde fresh
Sodium Cacodylate powderSigma AldrichC0250Prepare 0.2 M stock, pH 7.4 by dissolving powder in dH2O, used mostly at 0.1 M by preparing 1:2 dilution
Calcium ChlorideSigma AldrichC1016Prepare 1 M CaCl2by dissolving powder in dH2O
Osmium tretroxideProSciTechC011Wash ampoules in weak acid prior to use to avoid contamination. Prepare 2 % stock in glass bottle
Ethanol- AbsoluteSigma Aldrich459836 100 % Ethanol must be high grade and stored with Molecular Sieve
Other grades of EthanolLabtechEL5Prepare graded Ethanols with dH2O
HexamethyldisilazaneSigma Aldrich52619 Allow to reach room temperature before use
CannulasTerumoTSROX1832C, TSROX2225C, TSROX2419C18 G is suitable for most rats, 22 G is suitable for most mice, but it is good to have a few 24 G on hand in case of very small mice
Conductive Carbon tapeProSciTechIA0201
Carbon PaintProSciTechI003
KetamineMust be optained under licence
XylazineMust be obtained under licence
Molecular SieveSigma Aldrich208647Removes water from the 100 % Ethanol

Ссылки

  1. Cogger, V. C., Le Couteur, D. G., Arias, I. M. . The Liver: Biology and Pathobiology. , 387-404 (2009).
  2. Fraser, R., Dobbs, B. R., Rogers, G. W. Lipoproteins and the liver sieve: the role of fenestrated sinusoidal endothelium in lipoprotein metabolism, atherosclerosis, and cirrhosis. Hepatology. 21, 863-874 (1995).
  3. Wisse, W., De Zanger, R. B., Charels, K., Van Der Smissen, P., McCuskey, R. S. The liver sieve: considerations concerning the structure and function of endothelial fenestrae, the sinusoidal wall and the space of Disse. Hepatology. 5 (4), 683-692 (1985).
  4. Reilly, J. N., Cogger, V. C., Fraser, R., Le Couteur, D. G. The effect of feeding and fasting on fenestrations in the liver sinusoidal endothelial cell. Pathology. 42 (3), 255-258 (2010).
  5. Tian, Y., et al. Activation of serotonin receptor-2B rescues small-for-size liver graft failure in mice. Hepatology. 53 (1), 253-262 (2011).
  6. Cogger, V. C., Mitchell, S. J., Warren, A., de Cabo, R., Le Couteur, D. G. Age-Related Loss of Responsiveness to 2,5-Dimethoxy-4-Iodoamphetamine in Liver Sinusoidal Endothelial Cells. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (5), 514-518 (2013).
  7. Reilly, J. N., Cogger, V. C., Le Couteur, D. G. Old age is associated with ultrastructural changes in isolated rat liver sinusoidal endothelial cells. J Electron Microsc. 59 (1), 65-69 (2010).
  8. Le Couteur, D. G., Rattan, A. E., Le Couteur, D. G., de Cabo, R. . Calorie Restriction, Aging and Longevity. , 191-216 (2010).
  9. McLean, A. J., et al. Age-related pseudocapillarization of the human liver. J Pathol. 200 (1), 112-117 (2003).
  10. Le Couteur, D. G., et al. Pseudocapillarization and associated energy limitation in the aged rat liver. Hepatology. 33 (3), 537-543 (2001).
  11. Cogger, V. C., et al. The effect of acute oxidative stress on the ultrastructure of the perfused rat liver. Pharmacol Toxicol. 89 (6), 306-311 (2001).
  12. Horn, T., Christoffersen, P., Henriksen, J. H. Alcoholic liver injury: defenestration in noncirrhotic livers-a scanning electron microscopic study. Hepatology. 7 (1), 77-82 (1987).
  13. Jamieson, H. A., et al. Alterations in liver sinusoidal endothelium in a baboon model of type 1 diabetes. Diabetologia. 50 (9), 1969-1976 (2007).
  14. Fraser, R., et al. High perfusion pressure damages the sieving ability of sinusoidal endothelium in rat livers. Br J Exp Pathol. 61 (2), 222-228 (1980).
  15. Wisse, E. An electron microscopic study of the fenestrated endothelial lining of rat liver sinusoids. J Ultrastruct Res. 31 (1), 125-150 (1970).
  16. Wisse, E. An ultrastructural characterization of the endothelial cell in the rat liver sinusoid under normal and various experimental conditions, as a contribution to the distinction between endothelial and Kupffer cells. J Ultrastruct Res. 38 (5), 528-562 (1972).
  17. Fahimi, H. D. Perfusion and immersion fixation of rat liver with glutaraldehyde. Lab Invest. 16 (5), 736-750 (1967).
  18. Wisse, E., et al. Fixation methods for electron microscopy of human and other liver. World J Gastroenterol. 16 (23), 2851-2866 (2010).
  19. Vreuls, C., et al. Jet-fixation: a novel method to improve microscopy of human liver needle biopsies. Hepatology. 59 (2), 737-739 (2014).
  20. Furrer, K., et al. Serotonin reverts age-related capillarization and failure of regeneration in the liver through a VEGF-dependent pathway. Proc Natl Acad Sci U. S. A. 108 (7), 2945-2950 (2011).
  21. Zhang, Q., et al. OxLDL induced injury and defenestration of HLSECs via LOX-1. J Mol Endocrinol. , (2014).
  22. May, D., et al. A transgenic model for conditional induction and rescue of portal hypertension reveals a role of VEGF-mediated regulation of sinusoidal fenestrations. PLoS One. 6 (7), e21478 (2011).
  23. Funyu, J., Mochida, S., Inao, M., Matsui, A., Fujiwara, K. VEGF can act as vascular permeability factor in the hepatic sinusoids through upregulation of porosity of endothelial cells. Biochem Biophys Res Commun. 280 (2), 481-485 (2001).
  24. Venkatraman, L., Tucker-Kellogg, L. The CD47-binding peptide of thrombospondin-1 induces defenestration of liver sinusoidal endothelial cells. Liver Int. 33 (9), 1386-1397 (2013).
  25. Wack, K. E., et al. Sinusoidal ultrastructure evaluated during the revascularization of regenerating rat liver. Hepatology. 33 (9), 363-378 (2001).
  26. Morsiani, E., Mazzoni, M., Aleotti, A., Gorini, P., Ricci, D. Increased sinusoidal wall permeability and liver fatty change after two-thirds hepatectomy: An ultrastructural study in the rat. Hepatology. 21 (2), 539-544 (1995).
  27. Straub, A. C., et al. Arsenic-stimulated liver sinusoidal capillarization in mice requires NADPH oxidase–generated superoxide. J Clin Invest. 118 (12), 3980-3989 (2008).
  28. Barberá-Guillem, E., Arrue, J. M., Ballesteros, J., Vidal-Vanaclocha, F. Structural changes in endothelial cells of developing rat liver in the transition from fetal to postnatal life. JJ Ultrastruct Mol Struct Res. 97 (1-3), 197-206 (1986).
  29. Jamieson, H. A., et al. Caloric restriction reduces age-related pseudocapillarization of the hepatic sinusoid. Exp Gerontol. 42 (4), 374-378 (2007).
  30. Cogger, V. C., et al. Hyperlipidemia and surfactants: the liver sieve is a link. Atherosclerosis. 189 (2), 273-281 (2006).
  31. Cogger, V. C., et al. The effects of oxidative stress on the liver sieve. J Hepatol. 41 (3), 370-376 (2004).
  32. Cogger, V. C., et al. Three-dimensional structured illumination microscopy of liver sinusoidal endothelial cell fenestrations. J Struct Biol. 171 (3), 382-388 (2010).
  33. Braet, F., de Zanger, R., Seynaeve, C., Baekeland, M., Wisse, E. A comparative atomic force microscopy study on living skin fibroblasts and liver endothelial cells. J Electron Microsc. 50 (4), 283-290 (2001).
  34. Monkemoller, V., et al. Imaging fenestrations in liver sinusoidal endothelial cells by optical localization microscopy. Phys Chem Chem Phys. 16 (24), 12576-12581 (2014).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

98JFenestrae

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены