АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Жировой производные стволовые клетки (ИСС) легко изолированы и заготавливаемым от жира нормальных крыс. ASC листы могут быть созданы с использованием клеток лист инженерии и может быть пересажены в Цукер Диабетическая жирных крыс, экспонируется полный толщина кожице с подвергаются кости и затем покрытые бислой искусственной кожи.

Аннотация

Искусственной кожи добилась значительных терапевтических результатов в клинической практике. Однако искусственной кожи лечение ран у больных сахарным диабетом с затрудненного кровотока или большие раны может быть продлен. На основе клеток терапии появились как новый метод для лечения диабетической язвы, и инженерии клетки лист повысилась эффективность трансплантации клеток. Ряд докладов полагают, что жировая производные стволовых клеток (ИСС), тип мезенхимальных стромальных клеток (MSC), exhibit терапевтический потенциал благодаря их относительное изобилие в жировой ткани и их доступность для коллекции по сравнению с MSCs из других тканей. Таким образом ИСС, как представляется, быть хорошим источником стволовых клеток для терапевтического использования. В этом исследовании ASC листы из эпидидимальных жировой жира нормальной Льюис крыс были успешно созданы с помощью температуры отзывчивым культуры блюда и нормальной питательной среды, содержащих аскорбиновую кислоту. ASC листы были пересажены в Цукер Диабетическая жирные (ZDF) крысы, крысы модель типа 2 диабета и ожирения, которые демонстрируют снижение заживление ран. Рана была создана на поверхности задней черепной, ASC листы были пересажены в рану, и бислой искусственной кожи была использована для покрытия листов. ZDF крыс, которые получили ASC листы лучше ранозаживляющие чем ZDF крыс без пересадки ASC листов. Этот подход был ограничен, потому что ASC листы чувствительны к сухих условиях, требующих поддержания рану влажной обстановки. Таким образом искусственная кожа была использована для покрытия листа ASC для предотвращения высыхания. Аллогенной трансплантации ASC листов в сочетании с искусственной кожи также могут быть применимы к другим неразрешимыми язвы или ожоги, например теми, которые наблюдались с периферийные артериальные заболевания и заболевания коллагена и могут назначаться пациентам, которые страдают от недоедания или при использовании стероидов. Таким образом это лечение может быть первым шагом в направлении улучшения лечебные варианты для диабетической раны исцеления.

Введение

Численность населения диабетических пациентов растет по всему миру и достиг 400 миллионов в 2015 году1; примерно 15-25% пациентов с диабетом подвержены прогрессирование диабетической язвы нижней конечности2. Диабетические язвы нижней конечности неразрешимыми и могут потребовать длительного терапевтического с реабилитации учебных после полного выздоровления. В течение длительной терапии часто приводит к значительным снижением качества жизни пациентов. Таким образом необходимо разработать новые методы лечения, которые уменьшить или предотвратить обострение для лечения диабетической раны. Для оценки Диабетическая заживление ран, мы оптимизировали Диабетическая язва-заживление модель крыс, которая имитирует практических клинических условиях, и оцениваются ли пересадка жировой производные стволовых клеток (ASC) листы, используя ячейку листа инженерных Ускоренное заживление ран.

Мезенхимальные стромальные клетки (Майкрософт) (MSCs) демонстрируют превосходный потенциал для ускорения заживления ран из-за их способности самообновления, их иммуномодулирующие эффекты и их способности дифференцироваться в различные ячейки линий3. ИСС типа КБМ, полученные из жировой ткани, и они обладают рядом преимуществ перед MSCs, полученных от других тканей, в том числе их ангиогенных потенциал и паракринными деятельности4,5. Жировая ткань относительно обильные в человеческом теле, и его доступность позволяет коллекции с использованием минимально инвазивных процедур. Таким образом ИСС были использованы экспериментально для заживления ран приложения6,7.

Предыдущие доклады показали, что прямого впрыска одноклеточных MSC суспензий в районах вокруг раны могут ускорить заживления ран8,9. Однако несмотря на сообщения о ускорение заживления ран в моделях диабетической язвы после инъекции одноклеточных суспензий, выживание время пересаженные клетки на месте раны не ясно.

В этом исследовании мы применили инженерных ячейки листа с помощью температуры отзывчивым культуры блюда. Эти блюда имеют ковалентно связанными на их поверхности10температура гибкой полимерной N- isopropylacrylamide. Привитые полимерный слой позволяет температуры клеточной адгезии к или отрыв от поверхности культуры блюдо. Поверхность блюдо становится гидрофобные при 37 ° C, позволяя клеток присоединиться и размножаться, тогда как клетки спонтанно отсоединить от поверхности, когда она становится гидрофильным при температурах ниже 32 ° C. Культивируемых клеток могут быть собраны как смежные ячейки листа с нетронутыми в ячейке развязок и внеклеточной матрицы (ECMs) просто путем снижения температуры; Таким образом Протеолитические ферменты, которые повреждают ECM, например трипсина, являются не требуется11. Таким образом клетки лист можно сохранять соединения к ячейке инженерно -повысить эффективность трансплантации клеток.

Кроме того трансплантации клеток лист увеличивает выживаемость клеток по сравнению с инъекции клеток12. В этом протоколе Цукер диабетической жирных крыс (ZDF) были отобраны как тип 2 диабет и ожирение модель с замедленного заживления ран. ZDF крысы спонтанно развиваться ожирения на около 4 недель. Они затем разработка диабета типа 2 с ожирением между 8 и 12 недель возраста, в какой момент они демонстрируют гипергликемии, связанные с инсулин сопротивление, дислипидемии и гипертриглицеридемия13. Замедленного заживления, снижением кровотока в периферических кровеносных сосудов и диабетической нефропатии наблюдаются14,,1516. Кроме того ZDF крысы может быть подходящей моделью для изучения исцеление неразрешимыми кожные язвы, таких как диабетические язвы.

Различия между людьми и грызунов в заживление механизмы, связанные с анатомические различия в коже. Заживления ран в нормальных крыс основана на рану сужением, тогда как заживление ран в организме человека основывается на образование грануляционной ткани и эпителизация. Как правило раны шинирование, используемые в моделях грызунов помогает свести к минимуму спад раневой и позволяет для постепенного формирования грануляционной ткани17, хотя ран в nondiabetic крысы почти полностью закрыт путем сжатия. Однако, диабетической раны сужением в ZDF крыс нарушается, и ранозаживляющее прежде всего происходит через эпителизация и образование грануляционной ткани; Таким образом этот процесс является больше похож на человека ранозаживляющее14.

Диабетической раны с подвергаются кости после того, как хирургическая часто встречаются клинически. Предыдущие исследования изучили диаметром 12-мм полная толщина кожи раны на спине Атинические мышей ню18,19 и диаметром 10-мм полная толщина кожи раны на спине обычных мышей20. Разработка клинических модели для тяжелых диабетической раны, большие дефекты полный толщина кожи (15 x 10 мм2) с подвергаются кости и без надкостницы были созданы, как описано выше21, крыс, ожирения и диабета типа 2.

Крыса ASC (РЦР) листы из ИСС нормальной Льюис крыс были созданы путем аллогенной трансплантации ASC листов. В клинической практике аутологичной трансплантации является невозможным, потому что диабетических пациентов с язвами часто exhibit тяжелых осложнений диабета, например неконтролируемым высоким глюкозы в крови и высокое тело массы индексов и эти осложнения причиной ранозаживляющим расстройств увеличивают сложность получения жировой ткани из этих пациентов. Кроме того ИСС от животных с диабетом экспонат изменены свойства и нарушениями функции22. Таким образом протокол, представленные здесь описывает аллогенной трансплантации РЦАУ листов от нормальных крыс и применение искусственной кожи для диабетической крысы.

Бислой искусственной кожи, используемые в настоящем Протоколе предотвращает спонтанное сужением РАН, способствует синтезу новой соединительной матрицы и напоминает истинный дермы23. В настоящем Протоколе искусственной кожи помещается на листе РЦУР и фиксированной с нитки капроновые предотвратить рану сжатие или расширение, вытекающие из кожи свободные крыса. Кроме того искусственной кожи обеспечивает трехмерную основу для листов ASC, поддерживает влажной среде для пересаженных ASC листов и раны и защищает раны от инфекции и внешних сил. Наконец не клей Туалетная помещается на рану, чтобы защитить его от внешнего воздействия, поддерживать рану влажной среде и поглощать экссудатом.

РЦУР листа тонкий, гибкий и деформируемых и может выполняться перемещение получателей сайтов, таких как биение сердца24. Инженерии клетки лист был использован для восстановления различных тканей и может создавать лечебные эффекты25,26. ASC листы, которые демонстрируют клинический терапевтический потенциал может ускорить заживление раны многих видов. Кроме того аллогенной трансплантации ASC листов, в сочетании с применением искусственной кожи, могут быть применимы для лечения сложных язвы или ожоги, например теми, которые наблюдались в периферийные артериальные заболевания или заболевания коллагена, или они могут назначаться пациентам, которые страдают от недоедания или при использовании стероидов. Такой подход увеличивает эффективность трансплантации ИСС. Заживление ран ZDF крысы модель производит тяжелые раны условие, что напоминает человека процесс заживления и имитирует клинических условий в малогабаритных экспериментальных животных.

протокол

All experimental protocols presented below were approved by the Animal Welfare Committee of Tokyo Women's Medical University School of Medicine and abided by all requirements of the Guidelines for Proper Conduct of Animal Experiments.

1. Preparation of Animals, Instruments, Culture Media, and Dishes

  1. Prepare complete culture medium using minimum essential medium alpha containing 20% fetal bovine serum (FBS) and 1% penicillin/streptomycin. Store this for several months at 4 °C until use.
  2. Use adult male ZDF rats as a type 2 diabetic obesity model. Use the fat pad of male Lewis rats to isolate adipose tissue to prepare the cell sheets.

2. Isolation and Culture of rASCs

  1. Obtain adipose tissue from Lewis rats (8 - 33 weeks old, male) under general anesthesia using isoflurane.
    1. Prepare a rodent mechanical ventilator and 4% isoflurane. Prepare several sterile cotton tips, clean gauzes, a scalpel, a needle holder, operating scissors, a pair of forceps, and a 5-0 nylon suture. Sterilize the surgical instruments and supplies.
    2. Prepare a 100-mm Petri dish with 10 mL of sterile phosphate-buffered saline (PBS) to temporarily preserve the obtained adipose tissue. Weigh the Petri dish with PBS using a balance before starting surgery to measure the collected adipose tissue. Lay out the surgical instruments and supplies on a sterile drape.
    3. Anesthetize the rats by using isoflurane at 3 - 4% via a rodent mechanical ventilator and maintain the rats at 2 - 3% isoflurane during surgery. Monitor the depth of anesthesia by observing the depth and rate of respiration of each rat.
    4. While wearing sterile gloves, position the rat in a supine position on a sterile drape. Shave the operative area with an electric razor and clean the abdominal section of the rat using sterile gauze soaked in 70% ethanol.
    5. Create an approximately 5 cm-long skin incision with a scalpel in the lateral lower abdomen of the rat. Expose and dissect the external oblique muscle. Then, expose the epididymal adipose tissue surrounding the epididymis. Gently pull the epididymal adipose tissue out.
      NOTE: The adipose tissue can be obtained on either side of the rat's abdomen.
    6. Excise only the epididymal adipose tissue, avoiding damage to the epididymis, testis, and epididymal blood vessels (Figure S1). Soak the excised adipose tissue in the PBS in the Petri dish to prevent dryness and weigh the tissue.
    7. Close the abdominal muscle with 5-0 VICRYL and the skin with a 5-0 nylon suture. Then, return each rat that has undergone surgery to a separate cage (one rat per cage).
      NOTE: Monitor the rats until they fully recover.
  2. Isolate rASCs from 2 - 3 g of adipose tissue (excised from a Lewis rat and processed according to a previously-reported method)27. Briefly, enzymatically digest the excised adipose tissue with 0.1% type A collagenase at 37 °C for 1 h to obtain the stromal-vascular fraction (SVF; Figure S2).
    1. Prepare several 100-µm cell strainers, several 50-mL tubes, several 15 mL tubes, and two scalpels on a biological clean bench. Turn on a centrifuge and warm up a water bath to 37 °C. In addition, prepare approximately 50 mL of sterile PBS in a 50 mL tube with 0.1% (final concentration) of type A collagenase.
    2. Mince the adipose tissue into small pieces using two scalpels.
    3. Move all minced adipose tissue to a 50-mL tube and add PBS to bring the total volume to 15 mL.
    4. Rest the 50-mL tube upright for 5 min. Discard the upper layer and collect the lower layer except for the debris.
    5. Add 0.1% of type A collagenase solution to the 50-mL tube with PBS containing the upper layer in order to enzymatically digest the adipose tissue.
      NOTE: Warm approximately 20 mL of PBS per 2 - 3 g of adipose tissue in a 37 °C water bath.
    6. Tilt and shake the 50 mL tube gently at 120 - 130 rpm for 1 h in a 37 °C water bath.
    7. Rest the 50 mL tube upright for 5 min after shaking.
    8. Filter the solution using a 100 µm cell strainer and pour the solution into a new 50 mL tube. Dispense the filtered solution into two 15 mL tubes.
    9. Centrifuge the solution in the 15 mL tubes for 5 min at 700 x g. Carefully remove the upper layer of supernatant and leave 5 mL of the lower layer of the solution. Do not aspirate the pellet.
    10. Add approximately 5 mL of complete culture medium to each 15 mL tube, up to 10 mL per 15 mL tube, and carefully re-suspend the pellet.
    11. Repeat steps 2.2.8 - 2.2.9. Then, obtain the SVF.
  3. Prepare two 60 cm2 culture dishes. Collect the SVF after two centrifugations at 700 × g for 5 min. Suspend the SVF and plate 10 mL of SVF solution on each 60-cm2 culture dish.
  4. Culture the dishes for 24 h at 37 °C in a 5% CO2 incubator.
  5. Prepare PBS and 0.25% trypsin-ethylenediamine tetraacetic acid (EDTA), storable for several months at 4 °C until use.
  6. After initial plating (24 h), wash the cells with PBS 3 times to remove unattached cells and debris. Add fresh complete medium.
  7. Passage the cells that are nearly sub-confluent on day 3. Add 1 mL of 0.25% trypsin-EDTA and incubate the cells at 37 °C in a 5% CO2 incubator for 3 - 5 min.
    NOTE: Complete the trypsinization step within 10 min to prevent cell damage.
  8. Observe the cells under a light microscope after trypsinization to confirm that all the cells have thoroughly detached from the dishes. Then, add 9 mL of complete culture medium to the dishes.
  9. Count the number of cells using a hemocytometer.
  10. Subculture the cells at a density of 1.7 x 103 cells/cm2 every 3 days until passage 3. Culture the subcultured cells at 37 °C in the humidified atmosphere of a 5% CO2 incubator.

3. Creation of rASC Sheets

  1. Prepare several 35-mm diameter temperature-responsive culture dishes. Pre-coat the dishes with FBS (or complete medium containing FBS) at 37 °C in a 5% CO2 incubator for more than 1 h.
    NOTE: A 35 mm diameter temperature-responsive culture dish is a commercially available product.
  2. Prepare a thermo-plate and incubate at 37 °C for the following experimental procedures.
    NOTE: Perform every procedure using temperature-responsive culture dishes on a 37 °C thermo-plate to prevent the cells from spontaneously detaching from the dish.
    1. Warm the complete culture medium used in the procedures to 37 °C prior to experimentation.
    2. Seed passage 3 rASCs derived from Lewis rats onto a 35 mm diameter temperature-responsive culture dish at a density of 1.5 x 105 cells/dish for 3 days using a 2 mL total volume of complete culture medium.
      NOTE: When rASCs are plated onto a new culture dish, the dish should be slowly rocked back and forth and left and right in an incubator to achieve uniform rASC seeding and a uniformly thick rASC sheet.
    3. Change 2 mL of the medium to 2 mL of complete culture medium containing 16.4 µg/mL L-ascorbic acid phosphate magnesium salt n-hydrate (AA) on day 3 after seeding to the temperature-responsive culture dishes incubated on a 37 °C thermo-plate.
      NOTE: Dissolved AA can be stored at -30 °C for months.
    4. Culture the cells for an additional 4 - 5 days and replace the medium every 2 days with fresh medium containing AA.
    5. Confirm the proliferation and generation of ASCs under a light microscope to determine whether gaps occurred between the cells in a contiguous cell sheet.
  3. Transfer the cell sheets from the incubator to the benchtop for 15 - 20 min to cool them to room temperature.; observe the cells spontaneously detach as a contiguous cell sheet. Harvest the rASC sheet from the dish surface with a pair of forceps.
    NOTE: Usually, rASC sheets can be handled with a pair of forceps. If necessary, a transfer membrane can be used to transfer a cell sheet from the culture dish to the wound site if the cell sheet is brittle and fragile.

4. Preparation of the Full-thickness Skin Defect Wound Model and Transplantation of rASC Sheets

  1. Prepare a rodent mechanical ventilator and 4% isoflurane. Prepare several sterile cotton tips, clean gauze, 5-0 nylon suture, a scalpel, a periosteal raspatory, a needle holder, operating scissors, and a pair of forceps. Sterilize the surgical instruments and supplies. Lay out the surgical instruments and supplies on a sterile drape.
  2. Prepare PBS and maintain it at room temperature, along with some artificial skin and a non-adhesive dressing. Precut the artificial skin (15 x 10 mm) and non-adhesive dressing (20 × 15 mm). Soak the inner collagen sponge layer of the artificial skin in saline before using the artificial skin.
    NOTE: The artificial skin is made of two layers: an outer silicone sheet layer and an inner collagen sponge.
  3. Use ZDF rats (16 - 18 weeks old, male, 500 - 600 g) as a wound-healing model for type 2 diabetes and obesity.
  4. Anesthetize the ZDF rats by inhalation of 4% isoflurane using a rodent mechanical ventilator. Induce anesthesia by using isoflurane at 4 - 5% via a rodent mechanical ventilator and maintain it at 3 - 4% during surgery. Monitor the depth of anesthesia by observing the depth and rate of respiration of each rat via a toe pinch.
  5. While wearing sterile gloves, position the rat in the prone position on a sterile drape. Clean the head of the rat using sterile gauze soaked in 70% ethanol, shave the operative area with an electric razor, and clean the skin after shaving using sterile gauze soaked in 70% ethanol.
  6. Create a squared full-thickness skin defect (15 x 10 mm2) on the head of the anesthetized ZDF rats by removing the cutaneous tissue from the epidermis to the periosteum. Excise the skin and cutaneous tissue with a scalpel and remove the periosteum with a periosteal raspatory.
  7. Move the rASCs on the 35 mm temperature-responsive culture dish from the incubator to a room-temperature environment immediately prior to transplantation.
  8. Observe the rASCs on the 35 mm temperature-responsive culture dish spontaneously detach as a sheet from the dish surface after the formation of a wound. Harvest the rASC sheets after 7 days of culturing on temperature-responsive culture dishes. Remove the cultured medium and wash the rASC sheet with PBS three times. Soak the rASC sheet in PBS until transplantation to prevent desiccation.
  9. Place the rASC sheet immediately over the skull defect using a pair of forceps. If the cell sheet is brittle and fragile, a membrane can be used as a scaffold for transferring the cell sheet from the culture dish to the wound site.
  10. Cover the rASC sheet and defect with the artificial skin (15 x 10 mm2) and close the wound with approximately 10 stiches using the 5-0 nylon suture. To protect the wound, place a non-adhesive dressing (20 x 15 mm2) over the artificial skin, using 5-0 nylon sutures to keep the wound environment moist and to absorb exudates.
    NOTE: The non-adhesive dressings will be removed by the ZDF rats within a few days after application. Therefore, it is necessary to regularly monitor the rats after transplantation. Usually, the non-adhesive dressing is replaced every 2 days under general anesthesia.
  11. Return each rat that has undergone surgery to a separate cage until they have fully recovered (one rat per cage). After an observation period, euthanize the rats using the approved method of isoflurane overdose.

Результаты

Этот протокол, пытались установить новый терапия на основе ячеек для неразрешимыми диабетической раны. Кратко (как показано на рис. 1) аллогенной РЦАУ листы были созданы из нормальных крыс с помощью инженерных ячейки листа и затем были пересажены с помощью бис...

Обсуждение

Наиболее важных шагов для успешного культивирования листа РЦАУ заключаются в следующем: 1) температура должна поддерживаться на приблизительно 37 ° C во время культивирования на блюда температуры отзывчивым культуры. В процессе создания листа РЦУР каждая процедура была выполнена на те?...

Раскрытие информации

Следующие Авторы раскрывают финансовых отношений, имеющих отношение к этой публикации: Теруо Окано является основателем и директором Совета клеток семян Inc., которая лицензирует технологии и патентов от Токио женщины медуниверситета, и Окано Теруо и Масаюки Ямато заинтересованных в клетки семян Inc. Токио женщины медуниверситета получает средства исследования от клеток семян Inc. Другие авторы заявляют, что они не имеют финансовых отношений, имеющих отношение к этой публикации.

Благодарности

Авторы благодарят доктор Юкико Koga отделение пластической и реконструктивной хирургии, Juntendo школа медицины при университете, за предоставление практических рекомендаций. Мы также благодарим г-н Hidekazu Murata диабетический центр Токио женщин медицинской школы медицины университета за отличную техническую поддержку. Это исследование было поддержано создание инновационных центров для передовых междисциплинарных исследований области программы проекта для развивающихся инновационных систем «ячейки листа ткани инженерного центра (CSTEC)» от министерства образования, культуры, спорта, науки и техники (МПКСНТ) из Японии.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
α-MEM glutamaxInvitrogen32571-036Carlsbad, CA
Fetal bovine serum (FBS)Japan Bioserum Co Ltd.S1650-500
Penicillin/streptomycinLife Technologies15140-122
Collagenase ARoche Diagnostics10 103 578 001Mannheim, Germany
60-cm2 Primaria tissue culture dishBD Biosciences353803Franklin Lakes, NJ
Dulbecco's Phosphate Buffer Saline (PBS)Life Technologies1490-144
0.25% Trypsin-ethylenediamine tetraacetic acid (EDTA)Life Technologies25200-056
L-ascorbic acid phosphate magnesium salt n-hydrateWako013-19641
35-mm temperature-responsive culture dish (UpcellTM)CellSeedNUNC-174904Tokyo, Japan
Microwarm plate (MP-1000)Kitazato Science Co., Ltd.1111
Rodent mechanical ventilatorStoelting#50206Wood Dale, IL
4% isofluranePfizer Japan114-13340-3Tokyo, Japan
Artificial skin (Pelnac®)Smith & NephewPN-R40060 Tokyo, Japan
Non-adhesive dressing (Hydrosite plus®)Smith & Nephew66800679Known as Allevyn non-adhessing® in the United State
5-0 nylon sutureAlfresaEP1105NB45-KF2
20 CELLSTAR TUBESgreiner bio-one227 261
15mL Centrifuge TubeCorning Incorporated430791
14 GOLDMAN-FOX PERIOSTEALHu-FriedyP14Chicago, IL

Ссылки

  1. Boulton, A. J., Vileikyte, L., Ragnarson-Tennvall, G., Apelqvist, J. The global burden of diabetic foot disease. Lancet. 366 (9498), 1719-1724 (2005).
  2. Zannettino, A. C., et al. Multipotential human adipose-derived stromal stem cells exhibit a perivascular phenotype in vitro and in vivo. J Cell Physiol. 214 (2), 413-421 (2008).
  3. Kern, S., Eichler, H., Stoeve, J., Kluter, H., Bieback, K. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells. 24 (5), 1294-1301 (2006).
  4. Casteilla, L., Planat-Benard, V., Laharrague, P., Cousin, B. Adipose-derived stromal cells: Their identity and uses in clinical trials, an update. World J Stem Cells. 3 (4), 25-33 (2011).
  5. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  6. Zuk, P. . The ASC: Critical Participants in Paracrine-Mediated Tissue Health and Function. , (2013).
  7. Nie, C., et al. Locally administered adipose-derived stem cells accelerate wound healing through differentiation and vasculogenesis. Cell Transplant. 20 (2), 205-216 (2011).
  8. Shin, L., Peterson, D. A. Human mesenchymal stem cell grafts enhance normal and impaired wound healing by recruiting existing endogenous tissue stem/progenitor cells. Stem Cells Transl Med. 2 (1), 33-42 (2013).
  9. Okano, T., Yamada, N., Sakai, H., Sakurai, Y. A novel recovery system for cultured cells using plasma-treated polystyrene dishes grafted with poly(N-isopropylacrylamide). J Biomed Mater Res. 27 (10), 1243-1251 (1993).
  10. Yamato, M., et al. Thermo-responsive culture dishes allow the intact harvest of multilayered keratinocyte sheets without dispase by reducing temperature. Tissue Eng. 7 (4), 473-480 (2001).
  11. Sekine, H., et al. Cardiac cell sheet transplantation improves damaged heart function via superior cell survival in comparison with dissociated cell injection. Tissue Engineering Part A. 17 (23-24), 2973-2980 (2011).
  12. Kuhlmann, J., et al. Intramyocellular lipid and insulin resistance: a longitudinal in vivo 1H-spectroscopic study in Zucker diabetic fatty rats. Diabetes. 52 (1), 138-144 (2003).
  13. Slavkovsky, R., et al. Zucker diabetic fatty rat: a new model of impaired cutaneous wound repair with type II diabetes mellitus and obesity. Wound Repair Regen. 19 (4), 515-525 (2011).
  14. Oltman, C. L., et al. Progression of vascular and neural dysfunction in sciatic nerves of Zucker diabetic fatty and Zucker rats. Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (1), E113-E122 (2005).
  15. Coppey, L. J., Gellett, J. S., Davidson, E. P., Dunlap, J. A., Yorek, M. A. Changes in endoneurial blood flow, motor nerve conduction velocity and vascular relaxation of epineurial arterioles of the sciatic nerve in ZDF-obese diabetic rats. Diabetes Metab Res Rev. 18 (1), 49-56 (2002).
  16. Galiano, R. D., Michaels, V., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen. 12 (4), 485-492 (2004).
  17. Lin, Y. C., et al. Evaluation of a multi-layer adipose-derived stem cell sheet in a full-thickness wound healing model. Acta Biomater. 9 (2), 5243-5250 (2013).
  18. McLaughlin, M. M., Marra, K. G. The use of adipose-derived stem cells as sheets for wound healing. Organogenesis. 9 (2), 79-81 (2013).
  19. Cerqueira, M. T., et al. Human adipose stem cells cell sheet constructs impact epidermal morphogenesis in full-thickness excisional wounds. Biomacromolecules. 14 (11), 3997-4008 (2013).
  20. Koga, Y., et al. Recovery course of full-thickness skin defects with exposed bone: an evaluation by a quantitative examination of new blood vessels. J Surg Res. 137 (1), 30-37 (2007).
  21. Cianfarani, F., et al. Diabetes impairs adipose tissue-derived stem cell function and efficiency in promoting wound healing. Wound Repair Regen. 21 (4), 545-553 (2013).
  22. Matsuda, K., Suzuki, S., Isshiki, N., Ikada, Y. Re-freeze dried bilayer artificial skin. Biomaterials. 14 (13), 1030-1035 (1993).
  23. Miyahara, Y., et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat Med. 12 (4), 459-465 (2006).
  24. Iwata, T., et al. Cell sheet engineering and its application for periodontal regeneration. J Tissue Eng Regen Med. , (2013).
  25. Elloumi-Hannachi, I., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering: a unique nanotechnology for scaffold-free tissue reconstruction with clinical applications in regenerative medicine. J Intern Med. 267 (1), 54-70 (2010).
  26. Watanabe, N., et al. Genetically modified adipose tissue-derived stem/stromal cells, using simian immunodeficiency virus-based lentiviral vectors, in the treatment of hemophilia. B. Hum Gene Ther. 24 (3), 283-294 (2013).
  27. Kim, W. S., et al. Wound healing effect of adipose-derived stem cells: a critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts. J Dermatol Sci. 48 (1), 15-24 (2007).
  28. Nakagami, H., et al. Novel autologous cell therapy in ischemic limb disease through growth factor secretion by cultured adipose tissue-derived stromal cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (12), 2542-2547 (2005).
  29. Asahara, T., et al. VEGF contributes to postnatal neovascularization by mobilizing bone marrow-derived endothelial progenitor cells. EMBO J. 18 (14), 3964-3972 (1999).
  30. Kato, Y., et al. Allogeneic transplantation of an adipose-derived stem cell (ASC) sheet combined with artificial skin accelerates wound healing in a rat wound model of type 2 diabetes and obesity. Diabetes. , db141133 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

126

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены