JoVE Logo
Autores
Entre em contato

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Células-tronco adiposo-derivado (ASCs) são facilmente isoladas e colhidas a partir da gordura de ratos normais. ASC as folhas podem ser criadas usando a célula-folha engenharia e podem ser transplantadas Zucker ratos diabéticos gordos, exibindo a espessura total da pele defeitos com osso exposto e então coberto com uma BICAMADA de pele artificial.

Resumo

Pele artificial tem alcançado resultados terapêuticos consideráveis na prática clínica. No entanto, tratamentos de pele artificial para feridas em pacientes diabéticos com fluxo sanguíneo impedido ou com grandes feridas podem ser prolongados. Terapias baseadas em células surgiram como uma nova técnica para o tratamento de úlceras diabéticas e célula-folha engenharia melhorou a eficácia do transplante de células. Um número de relatórios sugeriram que derivado de adiposo as células-tronco (ASCs), um tipo de células estromais mesenquimais (MSC), apresentam potencial terapêutico devido a sua abundância relativa no tecido adiposo e sua acessibilidade para coleção quando comparados com MSCs de outros tecidos. Portanto, ASCs parecem ser uma boa fonte de células-tronco para uso terapêutico. Neste estudo, folhas ASC do epidídimo gordura adiposa de ratos normais de Lewis foram criadas com êxito usando pratos de cultura temperatura-responsiva e normal meio de cultura contendo ácido ascórbico. As folhas do ASC foram transplantadas em ratos diabéticos gordos (ZDF) de Zucker, um modelo do rato de diabetes tipo 2 e obesidade, que apresentam diminuição de cicatrização. Uma ferida foi criada na superfície craniana posterior, folhas do ASC foram transplantadas para a ferida, e uma pele artificial de BICAMADA foi utilizada para cobrir as folhas. Ratos ZDF que receberam folhas ASC tinham melhor cicatrização de feridas que ratos ZDF sem o transplante de folhas ASC. Esta abordagem foi limitada porque folhas ASC são sensíveis às condições de seca, que exigem a manutenção de um ambiente de ferida húmido. Portanto, pele artificial foi usada para cobrir a folha ASC para impedir a secagem. O transplante alogênico de folhas ASC em combinação com pele artificial pode também ser aplicável a outras úlceras intratáveis ou queimaduras, tais como os observados com a doença arterial periférica e doença do colágeno e pode ser administrado a pacientes que estão desnutridos ou estiver usando esteroides. Assim, este tratamento pode ser o primeiro passo para melhorar as opções terapêuticas para diabético ferida cura.

Introdução

A população de pacientes diabéticos está aumentando em todo o mundo e chegou a 400 milhões em 20151; um estimado de 15-25% dos pacientes com diabetes estão em risco da progressão de uma úlcera diabética de extremidade inferior2. Baixo-extremidade úlceras diabéticas são intratáveis e podem exigir um período prolongado de terapêutico com treinamento de reabilitação após a completa recuperação. Um período de tempo terapia muitas vezes resulta em uma redução significativa no paciente qualidade de vida. Assim, novas terapias que diminuem ou evitar o agravamento devem ser desenvolvidas para o tratamento de feridas diabéticas. Para avaliar a cicatrização de feridas diabéticas, nós aperfeiçoamos um úlcera diabética cicatrização modelo em ratos, que imita condições práticas clínicas, e avaliada se transplante de células-tronco adiposo-derivado (ASC) folhas usando célula-folha engenharia acelerado cicatrização de feridas.

Células estromais mesenquimais (MSCs) apresentam um potencial excelente para acelerar a cicatrização de feridas por causa de sua capacidade de auto-renovação, seus efeitos imunomoduladores e sua capacidade de se diferenciar em várias linhagens de célula3. ASCs são um tipo de MSC derivada de tecido adiposo, e eles apresentam várias vantagens sobre o MSCs derivadas de outros tecidos, incluindo o seu potencial angiogênico e parácrina atividade4,5. Tecido adiposo é relativamente abundante no corpo humano, e sua acessibilidade permite coleção usando procedimentos minimamente invasivos. Portanto, ASCs foram usados experimentalmente para cicatrização da ferida aplicações6,7.

Relatórios anteriores mostraram que a injeção direta de suspensões de célula única MSC em áreas ao redor de feridas pode acelerar8,9de cicatrização de feridas. No entanto, apesar dos relatos da aceleração da cicatrização de feridas em modelos de úlcera diabética após a injeção de suspensões de célula única, o tempo de sobrevida das células transplantadas no local da ferida não é claro.

Neste estudo, aplicamos engenharia de celular-folha usando pratos de cultura temperatura-responsivo. Estes pratos têm a temperatura-responsivo polímero de N- isopropylacrylamide ligados covalentemente em sua superfície10. A camada de polímero transplantado permite aderência de célula de temperatura controlada de ou o destacamento da superfície do prato cultura. A superfície do prato se torna hidrofóbica a 37 ° C, permitindo que as células para aderir e proliferar, Considerando que as células espontaneamente desanexar da superfície quando se torna hidrofílica em temperaturas abaixo de 32 ° C. Culturas de células podem ser colhidas como uma folha de células contíguas com cruzamentos de célula para célula intactos e matrizes extracelulares (ECMs) simplesmente reduzindo a temperatura; assim, as enzimas proteolíticas que danificam o ECM, tais como a tripsina, não são necessários11. Portanto, célula-folha engenharia pode preservar ligações de celular para celular e melhorar a eficácia do transplante de células.

Além disso, transplante de células-folha aumenta as taxas de sobrevivência de células quando comparado com injeção de célula12. Neste protocolo, Zucker ratos diabéticos do gordo (ZDF) foram selecionados como um modelo de obesidade e diabetes tipo 2 com cicatrização retardada. Ratos ZDF espontaneamente desenvolvem obesidade em aproximadamente 4 semanas. Eles então desenvolver diabetes tipo 2 com obesidade entre 8 e 12 semanas de idade, altura em que eles apresentam hiperglicemia associada com insulina resistência, dislipidemia e hipertrigliceridemia13. Retardada ferida cura, redução do fluxo sanguíneo nos vasos sanguíneos periféricos e nefropatia diabética são também observadas14,15,16. Além disso, ratos ZDF podem ser um modelo adequado para estudar a cicatrização de úlceras cutâneas intratáveis, tais como úlceras diabéticas.

As diferenças entre os seres humanos e roedores em mecanismos de cicatrização de feridas são associadas com diferenças anatômicas na pele. Ferida em ratos normais de cura baseia-se na contração da ferida, Considerando que a cicatrização de feridas em humanos baseia-se na formação de tecido de granulação e re epitelização. Normalmente, ferida imobilização usado em modelos de roedores ajuda a minimizar a contração da ferida e permite a formação gradual do tecido de granulação17, apesar de feridas em ratos não-diabéticos são quase completamente fechadas pela contração. No entanto, diabético ferida contração na ZDF ratos é prejudicada, e ferida cura principalmente ocorre através de re-epitelização e a formação de tecido de granulação; assim, este processo é mais semelhante à humana ferida cura14.

Feridas diabéticas com osso exposto após desbridamento são frequentemente encontrados clinicamente. Estudos prévios examinaram, feridas de pele de espessura total de 12 mm de diâmetro nas costas do modelo camundongos18,19 e feridas de pele de espessura total de 10 mm de diâmetro nas costas dos ratos normais20. Para desenvolver um modelo clínico para feridas diabéticos graves, maiores defeitos de pele de espessura total (15 x 10 mm2) com expostos osso e sem o periósteo foram criados, como descrito anteriormente,21, em ratos com diabetes tipo 2 e obesidade.

Folhas ASC (rASC) rato das ASCs de ratos normais de Lewis foram criadas através do transplante alogênico de folhas ASC. Na prática clínica, o transplante autólogo é inviável porque pacientes diabéticos com úlceras, muitas vezes, apresentam graves complicações do diabético, como glicemia alta não controlada e os índices de massa corporal elevada e estes distúrbios cicatrização de causa complicações que aumentam a dificuldade de obtenção de tecido adiposo destes pacientes. Além disso, ASCs de animais com exposição de diabetes alteraram Propriedades e prejudicada a função22. Portanto, o protocolo aqui apresentado descreve o transplante alogênico de rASC folhas de ratos normais e a aplicação de pele artificial para ratos diabéticos.

A pele artificial de BICAMADA utilizada neste protocolo impede a contração espontânea das feridas, promove a síntese de uma nova matriz de tecido conjuntivo e assemelha-se a derme verdadeiro23. Neste protocolo, pele artificial é colocado sobre uma folha de rASC e fixado com fios de nylon para evitar a contração da ferida ou alargamento resultantes de pele de rato solto. Além disso, a pele artificial fornece uma estrutura tridimensional para as folhas ASC, mantém um ambiente úmido para o transplantado folhas ASC e feridas e protege as feridas de infecção e forças externas. Finalmente, um curativo não-adesivo é colocado sobre a ferida para protegê-lo contra impacto externo, manter um ambiente de ferida húmido e absorver o exsudato.

Uma folha de rASC é fino, flexível e deformável e pode ser aderida a mover sites destinatários, como uma batida de coração24. Célula-folha engenharia tem sido usada para a reconstrução de vários tecidos e pode gerar efeitos curativos25,26. Folhas ASC que apresentam potencial clínico terapêutico podem acelerar a cicatrização de muitos tipos de feridas. Além disso, o transplante alogênico de folhas ASC, combinado com o uso de pele artificial, pode ser aplicável para o tratamento de úlceras intratáveis ou queimaduras, tais como aquelas observadas na doença arterial periférica ou doença do colágeno, ou eles podem ser administrados a pacientes que estão desnutridos ou estiver usando esteroides. Esta abordagem aumenta a eficiência do transplante de ASCs. O modelo de rato ZDF-cicatrização produz uma condição de ferimento grave que se assemelha a ferida humana, processo de cura e imita condições clínicas em um animal experimental de pequeno porte.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

All experimental protocols presented below were approved by the Animal Welfare Committee of Tokyo Women's Medical University School of Medicine and abided by all requirements of the Guidelines for Proper Conduct of Animal Experiments.

1. Preparation of Animals, Instruments, Culture Media, and Dishes

  1. Prepare complete culture medium using minimum essential medium alpha containing 20% fetal bovine serum (FBS) and 1% penicillin/streptomycin. Store this for several months at 4 °C until use.
  2. Use adult male ZDF rats as a type 2 diabetic obesity model. Use the fat pad of male Lewis rats to isolate adipose tissue to prepare the cell sheets.

2. Isolation and Culture of rASCs

  1. Obtain adipose tissue from Lewis rats (8 - 33 weeks old, male) under general anesthesia using isoflurane.
    1. Prepare a rodent mechanical ventilator and 4% isoflurane. Prepare several sterile cotton tips, clean gauzes, a scalpel, a needle holder, operating scissors, a pair of forceps, and a 5-0 nylon suture. Sterilize the surgical instruments and supplies.
    2. Prepare a 100-mm Petri dish with 10 mL of sterile phosphate-buffered saline (PBS) to temporarily preserve the obtained adipose tissue. Weigh the Petri dish with PBS using a balance before starting surgery to measure the collected adipose tissue. Lay out the surgical instruments and supplies on a sterile drape.
    3. Anesthetize the rats by using isoflurane at 3 - 4% via a rodent mechanical ventilator and maintain the rats at 2 - 3% isoflurane during surgery. Monitor the depth of anesthesia by observing the depth and rate of respiration of each rat.
    4. While wearing sterile gloves, position the rat in a supine position on a sterile drape. Shave the operative area with an electric razor and clean the abdominal section of the rat using sterile gauze soaked in 70% ethanol.
    5. Create an approximately 5 cm-long skin incision with a scalpel in the lateral lower abdomen of the rat. Expose and dissect the external oblique muscle. Then, expose the epididymal adipose tissue surrounding the epididymis. Gently pull the epididymal adipose tissue out.
      NOTE: The adipose tissue can be obtained on either side of the rat's abdomen.
    6. Excise only the epididymal adipose tissue, avoiding damage to the epididymis, testis, and epididymal blood vessels (Figure S1). Soak the excised adipose tissue in the PBS in the Petri dish to prevent dryness and weigh the tissue.
    7. Close the abdominal muscle with 5-0 VICRYL and the skin with a 5-0 nylon suture. Then, return each rat that has undergone surgery to a separate cage (one rat per cage).
      NOTE: Monitor the rats until they fully recover.
  2. Isolate rASCs from 2 - 3 g of adipose tissue (excised from a Lewis rat and processed according to a previously-reported method)27. Briefly, enzymatically digest the excised adipose tissue with 0.1% type A collagenase at 37 °C for 1 h to obtain the stromal-vascular fraction (SVF; Figure S2).
    1. Prepare several 100-µm cell strainers, several 50-mL tubes, several 15 mL tubes, and two scalpels on a biological clean bench. Turn on a centrifuge and warm up a water bath to 37 °C. In addition, prepare approximately 50 mL of sterile PBS in a 50 mL tube with 0.1% (final concentration) of type A collagenase.
    2. Mince the adipose tissue into small pieces using two scalpels.
    3. Move all minced adipose tissue to a 50-mL tube and add PBS to bring the total volume to 15 mL.
    4. Rest the 50-mL tube upright for 5 min. Discard the upper layer and collect the lower layer except for the debris.
    5. Add 0.1% of type A collagenase solution to the 50-mL tube with PBS containing the upper layer in order to enzymatically digest the adipose tissue.
      NOTE: Warm approximately 20 mL of PBS per 2 - 3 g of adipose tissue in a 37 °C water bath.
    6. Tilt and shake the 50 mL tube gently at 120 - 130 rpm for 1 h in a 37 °C water bath.
    7. Rest the 50 mL tube upright for 5 min after shaking.
    8. Filter the solution using a 100 µm cell strainer and pour the solution into a new 50 mL tube. Dispense the filtered solution into two 15 mL tubes.
    9. Centrifuge the solution in the 15 mL tubes for 5 min at 700 x g. Carefully remove the upper layer of supernatant and leave 5 mL of the lower layer of the solution. Do not aspirate the pellet.
    10. Add approximately 5 mL of complete culture medium to each 15 mL tube, up to 10 mL per 15 mL tube, and carefully re-suspend the pellet.
    11. Repeat steps 2.2.8 - 2.2.9. Then, obtain the SVF.
  3. Prepare two 60 cm2 culture dishes. Collect the SVF after two centrifugations at 700 × g for 5 min. Suspend the SVF and plate 10 mL of SVF solution on each 60-cm2 culture dish.
  4. Culture the dishes for 24 h at 37 °C in a 5% CO2 incubator.
  5. Prepare PBS and 0.25% trypsin-ethylenediamine tetraacetic acid (EDTA), storable for several months at 4 °C until use.
  6. After initial plating (24 h), wash the cells with PBS 3 times to remove unattached cells and debris. Add fresh complete medium.
  7. Passage the cells that are nearly sub-confluent on day 3. Add 1 mL of 0.25% trypsin-EDTA and incubate the cells at 37 °C in a 5% CO2 incubator for 3 - 5 min.
    NOTE: Complete the trypsinization step within 10 min to prevent cell damage.
  8. Observe the cells under a light microscope after trypsinization to confirm that all the cells have thoroughly detached from the dishes. Then, add 9 mL of complete culture medium to the dishes.
  9. Count the number of cells using a hemocytometer.
  10. Subculture the cells at a density of 1.7 x 103 cells/cm2 every 3 days until passage 3. Culture the subcultured cells at 37 °C in the humidified atmosphere of a 5% CO2 incubator.

3. Creation of rASC Sheets

  1. Prepare several 35-mm diameter temperature-responsive culture dishes. Pre-coat the dishes with FBS (or complete medium containing FBS) at 37 °C in a 5% CO2 incubator for more than 1 h.
    NOTE: A 35 mm diameter temperature-responsive culture dish is a commercially available product.
  2. Prepare a thermo-plate and incubate at 37 °C for the following experimental procedures.
    NOTE: Perform every procedure using temperature-responsive culture dishes on a 37 °C thermo-plate to prevent the cells from spontaneously detaching from the dish.
    1. Warm the complete culture medium used in the procedures to 37 °C prior to experimentation.
    2. Seed passage 3 rASCs derived from Lewis rats onto a 35 mm diameter temperature-responsive culture dish at a density of 1.5 x 105 cells/dish for 3 days using a 2 mL total volume of complete culture medium.
      NOTE: When rASCs are plated onto a new culture dish, the dish should be slowly rocked back and forth and left and right in an incubator to achieve uniform rASC seeding and a uniformly thick rASC sheet.
    3. Change 2 mL of the medium to 2 mL of complete culture medium containing 16.4 µg/mL L-ascorbic acid phosphate magnesium salt n-hydrate (AA) on day 3 after seeding to the temperature-responsive culture dishes incubated on a 37 °C thermo-plate.
      NOTE: Dissolved AA can be stored at -30 °C for months.
    4. Culture the cells for an additional 4 - 5 days and replace the medium every 2 days with fresh medium containing AA.
    5. Confirm the proliferation and generation of ASCs under a light microscope to determine whether gaps occurred between the cells in a contiguous cell sheet.
  3. Transfer the cell sheets from the incubator to the benchtop for 15 - 20 min to cool them to room temperature.; observe the cells spontaneously detach as a contiguous cell sheet. Harvest the rASC sheet from the dish surface with a pair of forceps.
    NOTE: Usually, rASC sheets can be handled with a pair of forceps. If necessary, a transfer membrane can be used to transfer a cell sheet from the culture dish to the wound site if the cell sheet is brittle and fragile.

4. Preparation of the Full-thickness Skin Defect Wound Model and Transplantation of rASC Sheets

  1. Prepare a rodent mechanical ventilator and 4% isoflurane. Prepare several sterile cotton tips, clean gauze, 5-0 nylon suture, a scalpel, a periosteal raspatory, a needle holder, operating scissors, and a pair of forceps. Sterilize the surgical instruments and supplies. Lay out the surgical instruments and supplies on a sterile drape.
  2. Prepare PBS and maintain it at room temperature, along with some artificial skin and a non-adhesive dressing. Precut the artificial skin (15 x 10 mm) and non-adhesive dressing (20 × 15 mm). Soak the inner collagen sponge layer of the artificial skin in saline before using the artificial skin.
    NOTE: The artificial skin is made of two layers: an outer silicone sheet layer and an inner collagen sponge.
  3. Use ZDF rats (16 - 18 weeks old, male, 500 - 600 g) as a wound-healing model for type 2 diabetes and obesity.
  4. Anesthetize the ZDF rats by inhalation of 4% isoflurane using a rodent mechanical ventilator. Induce anesthesia by using isoflurane at 4 - 5% via a rodent mechanical ventilator and maintain it at 3 - 4% during surgery. Monitor the depth of anesthesia by observing the depth and rate of respiration of each rat via a toe pinch.
  5. While wearing sterile gloves, position the rat in the prone position on a sterile drape. Clean the head of the rat using sterile gauze soaked in 70% ethanol, shave the operative area with an electric razor, and clean the skin after shaving using sterile gauze soaked in 70% ethanol.
  6. Create a squared full-thickness skin defect (15 x 10 mm2) on the head of the anesthetized ZDF rats by removing the cutaneous tissue from the epidermis to the periosteum. Excise the skin and cutaneous tissue with a scalpel and remove the periosteum with a periosteal raspatory.
  7. Move the rASCs on the 35 mm temperature-responsive culture dish from the incubator to a room-temperature environment immediately prior to transplantation.
  8. Observe the rASCs on the 35 mm temperature-responsive culture dish spontaneously detach as a sheet from the dish surface after the formation of a wound. Harvest the rASC sheets after 7 days of culturing on temperature-responsive culture dishes. Remove the cultured medium and wash the rASC sheet with PBS three times. Soak the rASC sheet in PBS until transplantation to prevent desiccation.
  9. Place the rASC sheet immediately over the skull defect using a pair of forceps. If the cell sheet is brittle and fragile, a membrane can be used as a scaffold for transferring the cell sheet from the culture dish to the wound site.
  10. Cover the rASC sheet and defect with the artificial skin (15 x 10 mm2) and close the wound with approximately 10 stiches using the 5-0 nylon suture. To protect the wound, place a non-adhesive dressing (20 x 15 mm2) over the artificial skin, using 5-0 nylon sutures to keep the wound environment moist and to absorb exudates.
    NOTE: The non-adhesive dressings will be removed by the ZDF rats within a few days after application. Therefore, it is necessary to regularly monitor the rats after transplantation. Usually, the non-adhesive dressing is replaced every 2 days under general anesthesia.
  11. Return each rat that has undergone surgery to a separate cage until they have fully recovered (one rat per cage). After an observation period, euthanize the rats using the approved method of isoflurane overdose.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Este protocolo tentou estabelecer uma nova terapia baseada em células para feridas diabéticas intratáveis. Brevemente (como ilustrado na Figura 1), folhas de rASC alogênico foram criadas a partir de ratos normais usando a célula-folha engenharia e então foram transplantadas usando uma BICAMADA de pele artificial para um defeito de pele de espessura total em um rato diabético. Imagens de microscópio de luz de um bom exemplo de uma folha de rASC (Figura 2A

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussão

Os passos mais críticos para cultivo com sucesso uma folha rASC são as seguintes: 1) a temperatura deve ser mantida a aproximadamente 37 ° C durante o cultivo sobre os pratos de cultura temperatura-responsivo. Durante a criação de uma folha de rASC, cada procedimento foi realizado em um thermo-prato de 37 ° C, e cada reagente foi aquecido a 37 ° C, para impedir que as células espontaneamente desanexação do prato31. 2) os destinatários ratos ZDF devem ser monitorados para evitar a remoç...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgações

Os seguintes autores divulgar relações financeiras relevantes para esta publicação: Teruo Okano é fundador e diretor do Conselho da célula Seed Inc., que licencia a tecnologia e patentes da universidade médica de Tokyo feminino, e Teruo Okano e Masayuki Yamato são partes interessadas na Universidade de medicina de célula semente Inc. Tokyo feminino recebe fundos de pesquisa de célula semente Inc. Outros autores a declaram que não têm relações financeiras relevantes para essa publicação.

Agradecimentos

Os autores agradecer Dr. Yukiko Koga do departamento de plástico e cirurgia reconstrutiva, Juntendo University School of Medicine, fornecendo conselhos práticos. Agradecemos também o Sr. Hidekazu Murata do centro de Tóquio diabéticas do Medical University School of Medicine para excelente suporte técnico. Este estudo foi suportado pela criação de centros de inovação para avançado programa de áreas de investigação interdisciplinar do projeto em desenvolvimento para sistemas de inovação "célula folha de tecido Engineering Center (CSTEC)" do Ministério da educação, cultura, esportes, ciência e tecnologia (MEXT) do Japão.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
α-MEM glutamaxInvitrogen32571-036Carlsbad, CA
Fetal bovine serum (FBS)Japan Bioserum Co Ltd.S1650-500
Penicillin/streptomycinLife Technologies15140-122
Collagenase ARoche Diagnostics10 103 578 001Mannheim, Germany
60 cm2 Primaria tissue culture dishBD Biosciences353803Franklin Lakes, NJ
Dulbecco's Phosphate Buffer Saline (PBS)Life Technologies1490-144
0.25% Trypsin-ethylenediamine tetraacetic acid (EDTA)Life Technologies25200-056
L-ascorbic acid phosphate magnesium salt n-hydrateWako013-19641
35-mm temperature-responsive culture dish (UpcellTM)CellSeedNUNC-174904Tokyo, Japan
Microwarm plate (MP-1000)Kitazato Science Co., Ltd.1111
Rodent mechanical ventilatorStoelting#50206Wood Dale, IL
4% isofluranePfizer Japan114-13340-3Tokyo, Japan
Artificial skin (Pelnac®)Smith & NephewPN-R40060 Tokyo, Japan
Non-adhesive dressing (Hydrosite plus®)Smith & Nephew66800679Known as Allevyn non-adhessing® in the United State
5-0 nylon sutureAlfresaEP1105NB45-KF2
20 CELLSTAR TUBESgreiner bio-one227 261
15 mL Centrifuge TubeCorning Incorporated430791
14 GOLDMAN-FOX PERIOSTEALHu-FriedyP14Chicago, IL

Referências

  1. International Diabetes Federation. IDF Diabetes Atlas, 7 ed.. , International Diabetes Federation. Brussels, Belgium. Available from: http://www.diabetesatlas.org/ (2015).
  2. Boulton, A. J., Vileikyte, L., Ragnarson-Tennvall, G., Apelqvist, J. The global burden of diabetic foot disease. Lancet. 366 (9498), 1719-1724 (2005).
  3. Zannettino, A. C., et al. Multipotential human adipose-derived stromal stem cells exhibit a perivascular phenotype in vitro and in vivo. J Cell Physiol. 214 (2), 413-421 (2008).
  4. Kern, S., Eichler, H., Stoeve, J., Kluter, H., Bieback, K. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells. 24 (5), 1294-1301 (2006).
  5. Casteilla, L., Planat-Benard, V., Laharrague, P., Cousin, B. Adipose-derived stromal cells: Their identity and uses in clinical trials, an update. World J Stem Cells. 3 (4), 25-33 (2011).
  6. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  7. Zuk, P. The ASC: Critical Participants in Paracrine-Mediated Tissue Health and Function. , (2013).
  8. Nie, C., et al. Locally administered adipose-derived stem cells accelerate wound healing through differentiation and vasculogenesis. Cell Transplant. 20 (2), 205-216 (2011).
  9. Shin, L., Peterson, D. A. Human mesenchymal stem cell grafts enhance normal and impaired wound healing by recruiting existing endogenous tissue stem/progenitor cells. Stem Cells Transl Med. 2 (1), 33-42 (2013).
  10. Okano, T., Yamada, N., Sakai, H., Sakurai, Y. A novel recovery system for cultured cells using plasma-treated polystyrene dishes grafted with poly(N-isopropylacrylamide). J Biomed Mater Res. 27 (10), 1243-1251 (1993).
  11. Yamato, M., et al. Thermo-responsive culture dishes allow the intact harvest of multilayered keratinocyte sheets without dispase by reducing temperature. Tissue Eng. 7 (4), 473-480 (2001).
  12. Sekine, H., et al. Cardiac cell sheet transplantation improves damaged heart function via superior cell survival in comparison with dissociated cell injection. Tissue Engineering Part A. 17 (23-24), 2973-2980 (2011).
  13. Kuhlmann, J., et al. Intramyocellular lipid and insulin resistance: a longitudinal in vivo 1H-spectroscopic study in Zucker diabetic fatty rats. Diabetes. 52 (1), 138-144 (2003).
  14. Slavkovsky, R., et al. Zucker diabetic fatty rat: a new model of impaired cutaneous wound repair with type II diabetes mellitus and obesity. Wound Repair Regen. 19 (4), 515-525 (2011).
  15. Oltman, C. L., et al. Progression of vascular and neural dysfunction in sciatic nerves of Zucker diabetic fatty and Zucker rats. Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (1), E113-E122 (2005).
  16. Coppey, L. J., Gellett, J. S., Davidson, E. P., Dunlap, J. A., Yorek, M. A. Changes in endoneurial blood flow, motor nerve conduction velocity and vascular relaxation of epineurial arterioles of the sciatic nerve in ZDF-obese diabetic rats. Diabetes Metab Res Rev. 18 (1), 49-56 (2002).
  17. Galiano, R. D., Michaels, V., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen. 12 (4), 485-492 (2004).
  18. Lin, Y. C., et al. Evaluation of a multi-layer adipose-derived stem cell sheet in a full-thickness wound healing model. Acta Biomater. 9 (2), 5243-5250 (2013).
  19. McLaughlin, M. M., Marra, K. G. The use of adipose-derived stem cells as sheets for wound healing. Organogenesis. 9 (2), 79-81 (2013).
  20. Cerqueira, M. T., et al. Human adipose stem cells cell sheet constructs impact epidermal morphogenesis in full-thickness excisional wounds. Biomacromolecules. 14 (11), 3997-4008 (2013).
  21. Koga, Y., et al. Recovery course of full-thickness skin defects with exposed bone: an evaluation by a quantitative examination of new blood vessels. J Surg Res. 137 (1), 30-37 (2007).
  22. Cianfarani, F., et al. Diabetes impairs adipose tissue-derived stem cell function and efficiency in promoting wound healing. Wound Repair Regen. 21 (4), 545-553 (2013).
  23. Matsuda, K., Suzuki, S., Isshiki, N., Ikada, Y. Re-freeze dried bilayer artificial skin. Biomaterials. 14 (13), 1030-1035 (1993).
  24. Miyahara, Y., et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat Med. 12 (4), 459-465 (2006).
  25. Iwata, T., et al. Cell sheet engineering and its application for periodontal regeneration. J Tissue Eng Regen Med. , (2013).
  26. Elloumi-Hannachi, I., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering: a unique nanotechnology for scaffold-free tissue reconstruction with clinical applications in regenerative medicine. J Intern Med. 267 (1), 54-70 (2010).
  27. Watanabe, N., et al. Genetically modified adipose tissue-derived stem/stromal cells, using simian immunodeficiency virus-based lentiviral vectors, in the treatment of hemophilia. B. Hum Gene Ther. 24 (3), 283-294 (2013).
  28. Kim, W. S., et al. Wound healing effect of adipose-derived stem cells: a critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts. J Dermatol Sci. 48 (1), 15-24 (2007).
  29. Nakagami, H., et al. Novel autologous cell therapy in ischemic limb disease through growth factor secretion by cultured adipose tissue-derived stromal cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (12), 2542-2547 (2005).
  30. Asahara, T., et al. VEGF contributes to postnatal neovascularization by mobilizing bone marrow-derived endothelial progenitor cells. EMBO J. 18 (14), 3964-3972 (1999).
  31. Kato, Y., et al. Allogeneic transplantation of an adipose-derived stem cell (ASC) sheet combined with artificial skin accelerates wound healing in a rat wound model of type 2 diabetes and obesity. Diabetes. , db141133(2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

Medicinaedi o 126folha de c lulac lulas tronco adiposo derivadoc lulas tronco mesenquimaiscicatriza o de feridastransplanteratotecido adiposo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Entre em contato

recomende à biblioteca

Newsletter

Pesquisa

Educação

Autores

Bibliotecários

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados