JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Для некоторых пациентов единственным вариантом для сохранения плодородия является Криоконсервация тканей яичника. К сожалению задержки реваскуляризации подрывает фолликулярной жизнеспособность. Здесь мы представляем протокол к совместной трансплантации человеческих тканей яичника с эндотелиальных клеток для использования как на основе ячеек стратегии, сочетающей ускоренного перфузии с паракринными прямой доставки биологически активных молекул.

Аннотация

Бесплодие является частым побочным эффектом химиотерапии или лучевой терапии и для некоторых пациентов, криоконсервация яйцеклеток или эмбрионов не вариант. В качестве альтернативы, все большее число этих больных выбирают для криоконсервации тканей яичника для аутотрансплантатом после восстановления и ремиссии. Несмотря на улучшение результатов среди пациентов, перенесших auto трансплантация криоконсервированных тканей яичника эффективное реваскуляризации привитые ткани остается серьезным препятствием. Чтобы смягчить ишемии и таким образом улучшить исходы у пациентов, перенесших Авто трансплантации, мы разработали стратегию на основе клеток сосудистой для ускорения перфузии тканей яичника. Мы описываем метод для совместного трансплантации экзогенных эндотелиальных клеток (ExECs) с криоконсервированных тканей яичника в модели ксенотрансплантата мыши. Мы расширяем этот подход использовать ExECs которые были инженерии выразить конститутивно анти-только гормон (AMH), таким образом позволяя устойчивый паракринными сигнализации вклад яичников графтов. Сопредседатель трансплантации с ExECs увеличился объем фолликулярной и улучшение полостная фолликула развития, и выражая AMH ExECs поощрять сохранение покоя первичных фолликулов. Эта Комбинированная стратегия может быть полезным инструментом для смягчения ишемии и модулирует фолликулярной активации в контексте сохранения фертильности и/или бесплодия в целом.

Введение

Рак остается одной из ведущих причин смерти в развитых странах, однако десятилетия исследований принесли значительный прогресс для большинства типов рака и в некоторых случаях почти удвоилось выживание ставки1. К сожалению химиотерапевтических агентов, часто gonadotoxic, истощает запас первичных фолликулов в яичниках и сокращение рождаемости2. Этот рост численности населения могут пользоваться различные методы сохранения плодородия, включая криоконсервация яйцеклеток или эмбрионов, однако, пациентов, требующих скорейшего начала терапии рака и периода полового созревания пациентов непригодной для этих вариантов. В качестве альтернативы некоторые пациенты решили криоконсервировать тканей яичника, прежде чем их терапевтический режим и после восстановления и ремиссии, Авто трансплантации тканей, для восстановления плодородия3. Тем не менее на сегодняшний день, трансплантат выживания и фолликулярной вывода после Авто трансплантации остаются относительно низкие4, главным образом из-за ткани ишемия и гипоксия5,6,7. Несмотря на многочисленные усилия по повышению жизнеспособности яичников корковых графтов с использованием антиоксидантов8,9, про ангиогенных цитокинов10,11,12,1 3, или механических манипуляций14, ишемии трансплантата в 5 – 7 день окно после трансплантации подрывает жизнеспособность и выживания трансплантата7. Для решения этой проблемы мы разработали стратегию на основе клеток для облегчения анастомоза хост и трансплантата судов и таким образом ускорить реперфузии тканей яичника.

В дополнение к ишемического инсульта чтобы привитые тканей яичника в окне после трансплантации срыв между фолликулярной сигнализации может способствовать истощения бассейн15,16. Потому что экзогенные эндотелиальных клеток (ExECs) способствуют стабильной и функционирования судов на периферии трансплантата, они представляют уникальную возможность передать молекулярный ввод пересаженных тканей. Как доказательство принципа ExECs были спроектированы для Экспресс Супер-физиологические уровни гормона (AMH), анти-только членом преобразование надсемейства бета (TGFβ) фактор роста, что было показано, чтобы ограничить фолликулярного роста17. Сравнение фолликулярной распределения в графтов, пересаженные совместно с контролем и выражая AMH клетки проверяет биологической активности и потенции инженерии exECs.

В целом улучшая трансплантата жизнеспособность и подавления преждевременной мобилизации фолликулярной бассейн, этот подход может повысить производительность Авто трансплантации тканей яичника у пациентов, перенесших сохранение плодородия. Кроме того ExEC-платформа позволяет экспериментальной допроса молекулярных регуляторов, которые замешаны в фолликулярной развития.

протокол

Все процедуры с участием животных темы были одобрены институциональный уход животных и использование Комитет (IACUC) в медицинский колледж Вейл Корнелл. Все ксенотрансплантации эксперименты с использованием тканей яичника были проведены в соответствии с соответствующих руководящих принципов и правил. Человеческие ткани яичника была собрана из запланировано химио- или радиотерапии для лечения рака или предварительного костного мозга пациентов. Институциональных Наблюдательный Совет (IRB) Комитета по Weill Cornell медицинский колледж одобрил коллекции тканей для потенциальных аутологических использования и осознанного согласия пациента, выполненных пожертвование до 10% их тканей яичника для использования в исследовательских целях.

1. совокупность человеческих тканей яичника

Примечание: Когда тканей яичника транспортируется от транзита удаленного объекта, время не должно превышать 5 h18,19.

  1. Собирать тканей яичника и сполосните стерильным физиологическим раствором.
  2. Поместите яичника в стерильный контейнер.
  3. Залейте Лейбовиц в L-15 среде до тех пор, пока завязи полностью погружен в среде.
  4. Закройте и уплотнение контейнера.
  5. Перевозки контейнеров на льду.

2. обработка закупленных тканей яичника, адаптированный Шмидт и др. 18

  1. Подготовка к яичников переработки и замораживания
    1. Подготовка 100 мл среды для обработки: Лейбовиц в L-15 средних 99 + 1 мл антибиотик противогрибковое решения. Фильтра средств массовой информации с использованием 0.2 мкм фильтром. Храните средство в холодильнике.
    2. Подготовка 100 мл замораживания раствора с помощью ДМСО в крио Протравитель. Добавить 69.64 мл Лейбовиц L-15 Средний, 17,66 мл плода бычьим сывороточным (ФБС), 3.42 г сахарозы (для создания окончательного концентрацией 0,1 моль/Л), 10.65 мл ДМСО (для создания конечной концентрации 1,5 моль/Л) и 1 мл раствора антибиотик противогрибковое. Фильтр носитель с помощью блок фильтра 150 мл 0,2 мкм. магазина среды при 4 ° C.
    3. Стерилизуйте хирургические инструменты, с помощью автоклав запрограммированы для цикла стерилизации завернутый тел.
  2. По прибытии ткани
    1. Установите стерильные хирургические инструменты в области биобезопасности кабинета: скальпель с лезвием число 21, острые отлично изогнутые ножницы и щипцы на разнообразных размеров: длинный (длина около 150 мм) и 2 среднего размера (около 110 мм длины).
    2. Наденьте стерильные перчатки, откройте контейнер внутри шкафа биобезопасности. Возьмите завязи и поместите его в 150 мм Петри блюдо и залить холодной среды, подготовленную на этапе 2.1.1 верхней завязи для предотвращения обезвоживания тканей яичника.
    3. Изолировать от любой остаточной ткани яичника и промойте его холодной среде до тех пор, пока она лишена тканей и крови.
    4. Завязи в чистой 150 мм Петри блюдо, добавить холодный средний, подготовленную на этапе 2.1.1 пока завязи наполовину погружен в нем.
  3. Рассечение тканей яичника
    1. Пополам завязи и сначала снимите продолговатого мозга, острый рассечение, используя изогнутые ножницы штраф. Затем очистите продолговатого мозга, используя стерильным скальпель с номером лезвие 21. Предшествовать пока кортикального слоя ткани толщиной 1-1,5 мм.
    2. Нарезать кортикального слоя ткани осколки 2-3 мм в ширину, длину полосы будет по всей длине яичников кусок, который был обработан.

3. яичников ткани медленного замораживания, адаптировано из Ньютона и др. и Октай и др. 6 , 20

  1. Подготовка для замораживания
    1. Криопробирки этикетки (1,8 мл).
    2. Добавьте 1,5 мл замораживания раствором, приготовленным на шаге 2.1.2 каждого флакона.
    3. Передача одного кортикального слоя газа на криогенных флакон, содержащий замораживания раствора.
    4. Сбалансировать корковых газа для 20 мин на вращающуюся, применять нежные агитации при 4 ° C.
  2. Медленное замораживание тканей яичника
    1. Загрузить криопробирки программируемый рубанок морозильник, начиная с 0 ° C.
    2. Прохладный на 2 ° C/мин до-7 ° C.
    3. Держите ткани на этой постоянной температуре втечение 10 мин.
    4. Выполнение ручного заполнения для индукции нуклеации кристаллов льда, прикоснувшись каждого cryovial с хлопок наконечником погружен в жидком азоте (2л).
    5. По-прежнему прохладно на 0,3 ° C/мин до тех пор, пока температура образца достигает 40 ° с.
    6. Прохладный более быстрыми темпами, 10 ° C/мин-140 ° c.
    7. Передавать криопробирки Дьюара для хранения в LN2 (-196 ° C).

4. Подготовка к операции (двусторонние придатками и Сопредседатель трансплантации)

  1. Подготовка пластин
    1. За день до оттаивания тканей яичника для трансплантации
      1. Поместите кусок пластиковой парафин фильма в нижней части 50 мм Петри, спрей с 70% этанол до тех пор, пока он будет полностью закрыта.
      2. Оставьте Петри на ночь в биобезопасности кабинета. Готовить 2 чашки Петри на мышь.
    2. В день операции
      1. Аспирационная этанола из Петри, содержащие фильм пластиковые парафина в рамках кабинета биобезопасности.
      2. Оставьте Петри свинца наполовину открытым до тех пор, пока полностью испаряется этанола.
      3. Закройте крышку Петри блюдо, когда фильм пластиковые парафин полностью сухой. Держите его в пределах биобезопасности кабинета.
      4. Метки колодцев 6 хорошо пластины соответственно, 0,1 моль/Л сахарозы + 1 моль/Л ДМСО, 0,1 моль/Л сахарозы + 0,5 моль/Л ДМСО, 0,1 моль/Л сахарозы, основные решения оттаивания (BTS), средний.
  2. Подготовка решений
    1. Подготовка 100 мл BTS: Лейбовиц в L-15 средних 79 мл + FBS 20 мл + противогрибковое Антибиотик раствор 1 мл. Фильтр с системой фильтра 0.22 мкм.
    2. Подготовка 10 мл BTS с 0,1 моль/Л сахарозы. Масштаб 0,342 г сахарозы и добавляют 10 мл BTS, подготовленную на этапе 4.2.1, взволновать осторожно до тех пор, пока полностью не растворится сахарозы. Фильтр решения с помощью шприца фильтра 0.22 мкм.
    3. Подготовка решения согласно таблице 1. Обложка пробирки, содержащие ДМСО с алюминиевой фольгой. Храните в холодильнике до использования.

5. яичников ткани Быстрое размораживание

  1. Возьмите из LN2 Дьюар, флакон, содержащий замороженные тканей яичника и держать его при комнатной температуре за 30 s.
  2. Протрите флакон с помощью папиросной бумаги.
  3. Погружать флакона в ванну воды 30 ° C для 1-2 мин до его ' содержание разморожен.
  4. Откройте флакон и корковые газа в первой скважины, содержащий 3 мл раствора первого (0,1 моль/Л сахарозы + 1 моль/Л ДМСО, подготовленную на этапе 4.2.3).
    Примечание: Все шаги, связанные с открыванием крышки пластины будет осуществляться под ламинарного потока.
  5. Инкубируйте 6 хорошо пластины на вращающуюся на 4 ° C на 5 минут оставить пластины покрыты с алюминиевой фольги для этого шага.
  6. Перевести корковых газа на второй хорошо содержащие 3 мл раствора второго (0,1 моль/Л сахарозы + 0,5 моль/Л ДМСО, подготовленную на этапе 4.2.3).
  7. Инкубируйте 6 хорошо пластины на вращающуюся для нежный агитации на 4 ° C за 5 минут держать пластины покрыты с алюминиевой фольги для этого шага.
  8. Передача корковых газа в третьем колодец, содержащий 4 мл раствора (BTS с 0,1 моль/Л сахарозы, подготовленную на этапе 4.2.2).
  9. Инкубируйте на вращающуюся для нежный агитации на 4 ° C за 5 мин.
  10. Перевести корковых газа в четвертый хорошо содержащие 4 мл раствора (BTS, подготовленную на этапе 4.2.1).
  11. Инкубируйте на вращающуюся для нежный агитации на 4 ° C за 5 мин.
  12. Перевести корковых газа в последний хорошо содержащие 4 мл холодной среды (подготовленных на шаге 2.1.1). Держите талой тканей яичника на льду до выполнения трансплантации.

6. Инкапсуляция ткани яичников

  1. Подготовить следующие решения
    1. Подготовка 25 мл 20 ммоль/Л HEPES буфера в 0,9% физиологического раствора. Фильтр и хранить при 4 ° C.
    2. Подготовка 1 мл2 CaCl на концентрации 1 моль/л фильтр и хранить при 4 ° C.
  2. Подготовка 50 мг/мл раствор фибриногена
    1. Добавить 1 g фибриногена в 20 мл 20 ммоль/Л HEPES буфера в 0,9% физиологического раствора, медленно смешивая фибриногена в HEPES буфер солевой раствор в течение нескольких часов при 37 ° C.
    2. Ярлык 1,7 мл микро-пробирок.
    3. Фильтр решение через фильтр шприц 0,45 мкм, а затем через фильтр шприц 0,2 мкм.
    4. Алиготе раствора в 200 мкл в микро пластиковых пробирок и хранить при температуре от-20 ° C.
  3. Подготовить Раствор тромбина 100 ед/мл
    Примечание: Тромбин решения адсорбируются к стеклу, аликвота решение в пластиковые трубы/флаконов.
    1. Добавьте 2,5 мл стерильного 0,9% физиологического раствора 250 U тромбина.
    2. Нежный встряхнуть до решения полностью раствориться.
    3. Ярлык 1,7 мл микро-пробирок.
    4. Фильтрация через фильтр 0.2 мкм шприц, аликвота 50 мкл в микро-пробирок и хранить при температуре-80 ° C.
  4. Сделать сгусток фибрина 70 мкл, получение конечной концентрации фибриногена 10 мг/мл и 5 ед/мл тромбина
    Примечание: Убедитесь, что работать быстро, решение сгустки в течение нескольких секунд. Кроме того Избегайте добавлением пузырей смеси.
    1. Приготовляют раствор фибриногена в 1,7 мл микро пластиковых пробирок.
      1. Добавить 360 мкл 20 ммоль/Л HEPES буфер в физиологический раствор 0,9% для aliquoted 200 мкл фибриноген акций, подготовленную на этапе 6.2.4.
      2. Смешайте нежно закупорить.
      3. Держите его на льду.
    2. Приготовляют раствор тромбина в втором микро пластиковых пробирок.
      1. 148.7 мкл DMEM к aliquoted 50 мкл тромбина акций, подготовленную на этапе 6.3.4.
      2. Смешайте нежно закупорить.
      3. 1.3 мкл 1 моль/Л CaCl2.
      4. Смешайте нежно закупорить.
      5. Держите его на льду.
    3. Подготовьте одну ячейку подвеска, в третьем микро пластиковых пробирок.
      1. Отсоедините инженерии эндотелиальных клеток от пластины с помощью среды отряд клеток фермент.
      2. Спин вниз и подсчитать количество ячеек с помощью Горяева с покровным стеклом.
      3. Используйте 20 000 ячеек на каждый 1 мм2 тканей яичника. Вычислите площадь 20000 x тканей яичника в мм2.
      4. Спин вниз инженерии эндотелиальных клеток и вновь приостановить его в основной среде (DMEM) для достижения общего объема 16.8 мкл.
      5. Держите его на льду.
    4. Поместите кусочек ткани яичников на стерильные марлевые губкой, чтобы высушить в течение нескольких секунд.
    5. Поместите кусок ткани яичников на верхней части пластиковой парафин фильм в пределах 50 мм Петри.
    6. 39.2 мкл раствора фибриноген, подготовлен на шаге 6.4.1.2, в суспензии клеток, подготовленный на шаге 6.4.3.4, микс, нежный закупорить. Держите его на льду.
    7. 14 мкл раствора тромбина, подготовлен в шаге 6.4.2.4. Смешайте нежно закупорить один раз. Работе быстро.
    8. Поместите смесь на вершине тканей яичника, накапайте его в форме вытянутых капли.
    9. Место Петри с сгусток в инкубаторе при 37 ° C.

7. двусторонние придатками и Сопредседатель трансплантация человеческих тканей яичника с инженерии эндотелиальных клеток к ГЯП мышей

Примечание: Десять женщин ГЯП четырнадцать week-old мышей21 были использованы (Джексон Labs).

  1. Подготовить все хирургические инструменты, разработанные в шаге 2.1.3, убедитесь, что у вас есть все швы, колодки и хирургическое ленты под рукой.
  2. Анестезировать мыши, с помощью системы анестезии с изофлюрановая.
    1. Поместите указатель мыши в зале индукции, закройте крышкой и открыть соответствующий краном.
    2. Открытые расходомер до 1000 мл/мин включите испаритель и установите его для доставки 2-3,5%.
    3. Наблюдать последствия анестезии; потеря сознания, медленно и обычных вдохов.
    4. Переезд в носовой конус для поддержания анестезии. Поверните испаритель для доставки 1-3%, в зависимости от жизненно важных признаков.
    5. Проверьте отсутствие педали или хвост рефлекс. Если присутствует рефлекс, увеличивайте изофлюрановая до тех пор, пока она отсутствует.
  3. Трим мыши назад волосами, от хвоста до линии ключиц, используя электрические машинки.
  4. Поместите указатель мыши в лежачем положении на платформе хирургической.
  5. Исправление носовой конус на хирургические платформу, с помощью Хирургическое ленты.
  6. Лента мыши конечностей нежно хирургического платформы с использованием 1,25 см общесистемной хирургические бумажной лентой.
  7. Используйте стерильные смазка желе и вставьте термометр PR. Fix термометр лентой на хирургические платформу, с помощью 1,25 см шириной перфорированные пластиковые Хирургическое ленты.
  8. Лента хвост на хирургические платформу с помощью широко хирургического бумажная лента 2,5 см.
  9. Тепла, с помощью инфракрасной или горячей воды, грелка и контролировать температуру тела мыши на протяжении всей процедуры. Держать температуру тела в диапазоне 35-37 ° C.
  10. Очистить область обреза с палкой стерильным тампоном повидон-йод раствор и протереть с помощью стерильных алкоголя преп.
  11. Повторите шаг 6.9 вдвое больше.
  12. Поместите капли Стерильные глазные смазочных ветеринар мазь каждый из мыши глаза для защиты от обезвоживания и повреждение роговицы.
  13. Покрытие мыши, используя стерильные хирургические пелерина.
  14. Придать подкожной бупренорфин (1 мг/кг) (S/C).
  15. Выполните продольный разрез медиальной спины, с помощью скальпеля (лезвие #21).
  16. Выполнение двусторонних овариэктомия, использовать спинной подход.
    1. Освободите подкожной соединительной ткани, тупым Рассечение ножницами.
    2. Щепотка фасции боков к срединной надрезают и добраться до брюшной полости с помощью острых ножниц.
    3. Grab яичников жировой ткани и завязи аккуратно с помощью пинцета и вытащите его из брюшной полости.
    4. Захватите завязи и жировой ткани с сосудистый зажим.
    5. Перевязать жировой ткани с помощью 4/0 леска рассасывающиеся шовные на базе завязи, дистальнее фаллопиевых труб и яичников.
    6. Клип дистальнее галстука яичнике. Убедитесь, что существует не кровотечение от основания пня.
    7. Место ткани обратно в брюшной полости и шовные фасции, используя плетеные рассасывающиеся шовные 6/0.
    8. Повторите этапы 7.15.1-7.15.7 на контралатеральную сторону.
  17. Совместное пересадки тканей яичника.
    1. Выполните горизонтальный разрез в фасции выше ягодичная, на длину, который соответствует размеры сгустки. Создайте карман в этом виртуальном пространстве, открыв ножницы под фасции.
    2. Подобрать один кусок инкапсулированные кортикального слоя ткани, как в шаге 6.4.8 подготовлен и поместите его в этом кармане.
    3. Шовный материал фасции, используя 6/0 плетеный рассасывающиеся шовные.
  18. Повторите этапы 7.16.1-7.16.3 на контралатеральную сторону также.
  19. Закройте спинной стены с помощью простых Прерванный швы с 4/0 леска рассасывающиеся шовные.
  20. Вводить лидокаин 0,5% (1,2 мл/кг) S/C в месте разреза.
  21. Используйте стерильные алкоголя prep для очистки кожи.
  22. Выключите изофлюрановая во время мониторинга температуры мыши.
  23. Предоставить 1-2 мин O2, без изофлюрановая. Держите на потепление мыши до тех пор, пока он начинает двигаться и возвращение в сознание.
  24. Поместите курсор мыши в клетке чистого восстановления и позднее домовая мышь в отдельной клетке до полного заживления хирургической раны.
  25. Придать бупренорфин (1 мг/кг) S/C при необходимости каждые 8-12 ч, за 24 часа после операции.
  26. Держите мышей в отдельных клетках, когда все продовольствием, водой, постельными принадлежностями и клетки газобетона, до конечной точки эксперимента. Держите клетки в проветриваемом помещении под давлением. Использование средств индивидуальной защиты при обработке мышей.

Результаты

Чтобы определить, обеспечивает ли совместное трансплантация ExECs пособие для пациентов ткани, талой яичников корковых полосы были разделены на равные куски размера и прижившимися на двусторонней основе в иммуно взломана, NOD scid гамма (ГЯП), мышей. С одной стороны, встроен...

Обсуждение

Здесь мы показываем, что Сопредседатель трансплантации exECs дает существенные преимущества для жизнеспособности тканей яичника и функции после ксенотрансплантата мышей. Стандарты для клинического применения тканей яичника Авто трансплантации для сохранения плодородия не был набор и...

Раскрытие информации

Майкл Гинсберг является сотрудником Angiocrine Biosciences, Inc, Сан-Диего, штат Калифорния, 92130, Соединенные Штаты, что изолированные, transfected Е4-ORF-1 и помечены эндотелиальных клеток, которые мы использовали.

Благодарности

Омар Александр человек для иллюстрации.
Л.м. была поддержана пилот награду от Корнелл клинических и переводческая научный центр и ASRM исследовательских грантов.
Авторы хотели бы поблагодарить членов лаборатории Джеймс для критических чтении рукописи.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Leibovitz’s L-15 mediumGibco11415064
Antibiotic-AntimycoticGibco15240062Anti-Anti X100
SucroseSigmaS 1888
FibrinogenSigmaF 8630from bovine plasma
ThrombinSigmaT 1063from human plasma
DMSOSigmaD 2650
DMEMGibco12491015
Enzyme Cell Detachment MediumInvitrogen00-4555-56Accutase
Plastic paraffin filmBemis NAParafilm M
Surgical paper tape 2.5 cm3M1530-1Micropore
Surgical Paper tape 1.25 cm3M1530-0Micropore
Perforated plastic Surgical tape 1.25 cm3M1527-0Transpore
Monofilament Absorbable SutureCovidienUM-203Biosyn
Braided Absorbable SutureCovidienGL-889Polysorb
Povidone-iodine Solution USP 10%Purdue Products67618-153-01Betadine Solution Swab Stick
CryovialesNunc377267CryoTube
sterile ocular lubricantDechra17033-211-38Puralube
1.7 ml micro-centrifuge tubeDenvilleC-2172Eppendorf
Anasthesia systemVetEquipV-1 table top system with scavenging
Endothelial cellsAngiocrine Biosciences, Inc., San Diego, CA, USAIsolated, transfected with E4-ORF- 1 and labeled endothelial cells
Trichrome stainSigmaHT15-1ktTrichrome Stain (Masson) Kit
IsolectinInvitrogenI32450isolectin GS-IB4 From Griffonia simplicifolia, Alexa Fluor™ 647 Conjugate

Ссылки

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA Cancer J Clin. 67 (1), 7-30 (2017).
  2. Magelssen, H., Melve, K. K., Skjaerven, R., Fossa, S. D. Parenthood probability and pregnancy outcome in patients with a cancer diagnosis during adolescence and young adulthood. Hum Reprod. 23 (1), 178-186 (2008).
  3. Donnez, J., Dolmans, M. M., Diaz, C., Pellicer, A. Ovarian cortex transplantation: time to move on from experimental studies to open clinical application. Fertil Steril. 104 (5), 1097-1098 (2015).
  4. Stoop, D., Cobo, A., Silber, S. Fertility preservation for age-related fertility decline. Lancet. 384 (9950), 1311-1319 (2014).
  5. Aubard, Y., et al. Orthotopic and heterotopic autografts of frozen-thawed ovarian cortex in sheep. Hum Reprod. 14 (8), 2149-2154 (1999).
  6. Newton, H., Aubard, Y., Rutherford, A., Sharma, V., Gosden, R. Low temperature storage and grafting of human ovarian tissue. Hum Reprod. 11 (7), 1487-1491 (1996).
  7. Van Eyck, A. S., et al. Electron paramagnetic resonance as a tool to evaluate human ovarian tissue reoxygenation after xenografting. Fertil Steril. 92 (1), 374-381 (2009).
  8. Nugent, D., Newton, H., Gallivan, L., Gosden, R. G. Protective effect of vitamin E on ischaemia-reperfusion injury in ovarian grafts. J Reprod Fertil. 114 (2), 341-346 (1998).
  9. Kim, S. S., et al. Quantitative assessment of ischemic tissue damage in ovarian cortical tissue with or without antioxidant (ascorbic acid) treatment. Fertil Steril. 82 (3), 679-685 (2004).
  10. Abir, R., et al. Improving posttransplantation survival of human ovarian tissue by treating the host and graft. Fertil Steril. 95 (4), 1205-1210 (2011).
  11. Friedman, O., et al. Possible improvements in human ovarian grafting by various host and graft treatments. Hum Reprod. 27 (2), 474-482 (2012).
  12. Shikanov, A., et al. Fibrin encapsulation and vascular endothelial growth factor delivery promotes ovarian graft survival in mice. Tissue Eng Part A. 17 (23-24), 3095-3104 (2011).
  13. Soleimani, R., Heytens, E., Oktay, K. Enhancement of neoangiogenesis and follicle survival by sphingosine-1-phosphate in human ovarian tissue xenotransplants. PLoS One. 6 (4), e19475 (2011).
  14. Israely, T., Dafni, H., Nevo, N., Tsafriri, A., Neeman, M. Angiogenesis in ectopic ovarian xenotransplantation: multiparameter characterization of the neovasculature by dynamic contrast-enhanced MRI. Magn Reson Med. 52 (4), 741-750 (2004).
  15. Buratini, J., Price, C. A. Follicular somatic cell factors and follicle development. Reprod Fertil Dev. 23 (1), 32-39 (2011).
  16. Dunlop, C. E., Anderson, R. A. The regulation and assessment of follicular growth. Scand J Clin Lab Invest Suppl. 244, 13-17 (2014).
  17. Durlinger, A. L., et al. Control of primordial follicle recruitment by anti-Müllerian hormone in the mouse ovary. Endocrinology. 140 (12), 5789-5796 (1999).
  18. Schmidt, K. L., Ernst, E., Byskov, A. G., Nyboe Andersen, A., Yding Andersen, C. Survival of primordial follicles following prolonged transportation of ovarian tissue prior to cryopreservation. Hum Reprod. 18 (12), 2654-2659 (2003).
  19. Jensen, A. K., et al. Outcomes of transplantations of cryopreserved ovarian tissue to 41 women in Denmark. Hum Reprod. 30 (12), 2838-2845 (2015).
  20. Oktay, K., Newton, H., Aubard, Y., Salha, O., Gosden, R. G. Cryopreservation of immature human oocytes and ovarian tissue: an emerging technology?. Fertil Steril. 69 (1), 1-7 (1998).
  21. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. J Immunol. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  22. Ramalingam, R., Rafii, S., Worgall, S., Brough, D. E., Crystal, R. G. E1(-)E4(+) adenoviral gene transfer vectors function as a "pro-life" signal to promote survival of primary human endothelial cells. Blood. 93 (9), 2936-2944 (1999).
  23. Seandel, M., et al. Generation of a functional and durable vascular niche by the adenoviral E4ORF1 gene. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (49), 19288-19293 (2008).
  24. Meirow, D., et al. Cortical fibrosis and blood-vessels damage in human ovaries exposed to chemotherapy. Potential mechanisms of ovarian injury. Hum Reprod. 22 (6), 1626-1633 (2007).
  25. Assidi, M., et al. Identification of potential markers of oocyte competence expressed in bovine cumulus cells matured with follicle-stimulating hormone and/or phorbol myristate acetate in vitro. Biol Reprod. 79 (2), 209-222 (2008).
  26. Thakur, S. C., Datta, K. Higher expression of hyaluronan binding protein 1 (HABP1/p32/gC1qR/SF2) during follicular development and cumulus oocyte complex maturation in rat. Mol Reprod Dev. 75 (3), 429-438 (2008).
  27. Dolmans, M. M., et al. Short-term transplantation of isolated human ovarian follicles and cortical tissue into nude mice. Reproduction. 134 (2), 253-262 (2007).
  28. Amorim, C. A., et al. Impact of freezing and thawing of human ovarian tissue on follicular growth after long-term xenotransplantation. J Assist Reprod Genet. 28 (12), 1157-1165 (2011).
  29. Kawamura, K., et al. Hippo signaling disruption and Akt stimulation of ovarian follicles for infertility treatment. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (43), 17474-17479 (2013).
  30. Suzuki, N., et al. Successful fertility preservation following ovarian tissue vitrification in patients with primary ovarian insufficiency. Hum Reprod. 30 (3), 608-615 (2015).
  31. Campbell, B. K., Clinton, M., Webb, R. The role of anti-Müllerian hormone (AMH) during follicle development in a monovulatory species (sheep). Endocrinology. 153 (9), 4533-4543 (2012).
  32. Donnez, J., et al. Restoration of ovarian activity and pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue: a review of 60 cases of reimplantation. Fertil Steril. 99 (6), 1503-1513 (2013).
  33. Ferreira, M., et al. The effects of sample size on the outcome of ovarian tissue cryopreservation. Reprod Domest Anim. 45 (1), 99-102 (2010).
  34. Gavish, Z., Peer, G., Roness, H., Cohen, Y., Meirow, D. Follicle activation and 'burn-out' contribute to post-transplantation follicle loss in ovarian tissue grafts: the effect of graft thickness. Hum Reprod. 30 (4), 1003 (2015).
  35. Donnez, J., Dolmans, M. M. Fertility Preservation in Women. N Engl J Med. 377 (17), 1657-1665 (2017).
  36. Salama, M., Woodruff, T. K. New advances in ovarian autotransplantation to restore fertility in cancer patients. Cancer Metastasis Rev. 34 (4), 807-822 (2015).
  37. Donnez, J., Dolmans, M. M. Ovarian cortex transplantation: 60 reported live births brings the success and worldwide expansion of the technique towards routine clinical practice. J Assist Reprod Genet. 32 (8), 1167-1170 (2015).
  38. Meirow, D., et al. Transplantations of frozen-thawed ovarian tissue demonstrate high reproductive performance and the need to revise restrictive criteria. Fertil Steril. 106 (2), 467-474 (2016).
  39. Kalich-Philosoph, L., et al. Cyclophosphamide triggers follicle activation and "burnout"; AS101 prevents follicle loss and preserves fertility. Sci Transl Med. 5 (185), 185ra162 (2013).
  40. Kano, M., et al. AMH/MIS as a contraceptive that protects the ovarian reserve during chemotherapy. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (9), E1688-E1697 (2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

135exECsAMH

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены