АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Представленный метод позволяет визуализировать флуоресцентно помеченные клеточные белки с расширением микроскопии, что приводит к разрешению 70 нм на обычном микроскопе.

Аннотация

Нарушение гломерулярного фильтра, состоящего из гломерулярного эндотелия, гломерулярной мембраны подвала и подоцитов, приводит к альбуминурии. Подоцитные процессы ног содержат актиновые пучки, которые связываются с белками цитоскелетного адаптера, такими как подоцин. Эти адаптерные белки, такие как подоцин, связывают основу диафрагмы гломерулярной щели, такой как нефрит, с актином цитоскелетом. Изучение локализации и функции этих и других подоцитных белков имеет важное значение для понимания роли гломерулярного фильтра в здоровье и болезнях. Представленный протокол позволяет пользователю визуализировать актин, подоцин и нефрит в клетках с визуализацией супер разрешения на обычном микроскопе. Во-первых, клетки окрашиваются с помощью обычной техники иммунофлуоресценции. Все белки в образце затем ковалентно закреплены на опухаемом гидрогеле. Через пищеварение с протеиназой K, структурные белки расщепляются позволяет изотропный отек геля в последний шаг. Диализ образца в воде приводит к 4-4,5-кратное расширение образца и образец может быть изображен с помощью обычного микроскопа флуоресценции, что делает потенциальное разрешение 70 нм.

Введение

Альбуминурия является суррогатным параметром сердечно-сосудистого риска и является результатом нарушения гломерулярного фильтра1. Гломерулярный фильтр состоит из фенестированного эндотелия, гломерулярной мембраны подвала и щелевой диафрагмы, образованной подоцитами. Первичные и вторичные процессы ног подоцитов обернуть вокруг капиллярной стенки гломерула2. Деликатная структура ног процессов поддерживается корковых актин расслоения, которые также служат в качестве якорей для нескольких белков щели диафрагмы и других белковадаптера 2. Белковый белок разреза диафрагмы называется нефритом и взаимодействует гомофилической манерой с молекулами нефрита противоположных подоцитов. Через различные белки адаптера, нефрит связан с актином цитоскелетом2,3. Мутации в нефрин-кодирующих ген NPHS1 приводят к нефротическому синдрому финского типа4.

Одним из взаимодействующих белков нефрита является подоцин, волосяной белок семьи стоматин3. Подоцин вербует нефрит к липидным плотам и связывает его с актином цитоскелетом5. Подоцин кодируется геном NPHS2. Мутации в NPHS2 приводят к стероидоустойчивому нефротическомусиндрому 6.

Для визуализации и локализации белков адаптера актина могут использоваться методы иммунофлуоресценции. К сожалению, дифракционный барьер света ограничивает разрешение обычных флуоресцентных микроскопов до 200-350 нм7. Новые методы микроскопии, например, стимулировали истощение выбросов (STED)8, фотоактивированная микроскопия локализации (PALM)9, стохастическая оптическая микроскопия реконструкции (STORM или dSTORM) или микроскопия удаления состояния земли с последующим индивидуальным возвращением молекулы (GSDIM)9,10,11, позволяют разрешение до приблизительно 10 нм. Тем не менее, эти методы супер разрешения требуют очень дорогих микроскопов, хорошо обученный персонал и поэтому не доступны во многих лабораториях.

Микроскопия расширения (ExM) является новым и простым методом, который позволяет супер разрешение изображения с обычными микроскопами и потенциально доступна для большого научного сообщества12. В микроскопии расширения удержания белка (proExM) образец интереса (клетки или ткани) фиксируется и окрашивается флюорофорами13. Белки в образце затем covalently якорь небольшой молекулы (6-(((Акрилоил)амино)гексаноиновой кислоты, succinimidyl эстер, AcX) в опухаемыйгидрогель 13. Благодаря энзиматическому пищеварению с протеиназой K (ProK), белки и флюорофоры сохраняют свое относительное положение в геле послерасширения 13. После отеков геля образец расширяется до 4,5 раза (90-кратное расширение объема), что приводит к эффективному боковому разрешению примерно 60-70 нм (300 нм/4,5). Модификации этого метода могут даже позволить 10-кратное расширение (1000-кратное расширение объема), что позволяет разрешение 20-30 нм на обычныхмикроскопах 14,15,16.

Гломекулярные структуры мыши и человеческих почек были визуализированы с помощью ExM17. В этой статье мы представляем подробный протокол proExM для визуализации изображений супер разрешения F-актина и подоцин белка актин-адаптера в клетках с помощью обычного флуоресцентного микроскопа.

протокол

1. Разделение и посев клеток

  1. Разогреть стерильные Dulbecco в модифицированных Eagle's Medium (DMEM), в том числе 10% плода теленка сыворотки (FCS), стерильный фосфат буфера солевого раствора (PBS) и стерильных трипсина до 37 градусов по Цельсию. Активируйте чистую скамейку.
  2. Подготовка 6-хорошо пластины, добавив один стерильный стеклянный покров скольжения (10 мм) к каждому хорошо с помощью стерильных типсов.
  3. Положите 10 см клеточной культуры блюдо с Cos7 клетки под чистой скамейке. Под чистой скамейкой, аспирировать клетки среды с помощью вакуумного устройства.
  4. Держите angulated блюдо культуры клеток в одной руке и добавить 10 мл стерильных PBS в сторону клеточной культуры блюдо, чтобы избежать полоскания клеток. Положите блюдо клеточной культуры вниз так, что PBS полоскания полной культуры клеток блюдо.
  5. Удалите PBS и добавьте 1 мл трипсина к середине блюда клеточной культуры и инкубировать в течение 5 минут при 37 градусов по Цельсию.
  6. Остановите реакцию трипсинизации, добавив 10 мл DMEM, включая 10% FCS и пипетки клеточного раствора вверх и вниз с пипеткой, чтобы вручную отделить ячейки.
  7. Проанализируйте номер ячейки на миллилитр с помощью счетной камеры.
  8. Семя 68000 клеток в 2 мл среды на колодец на стеклянную крышку скользит в 6-хорошо пластины. Распределите клетки внутри пластины 6 скважин, осторожно встряхивая пластину горизонтально и вертикально.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки должны лежать рассеянными.
  9. Инкубировать клетки на ночь в инкубаторе 37 градусов по Цельсию с 5% CO2.

2. Трансфекция клеток

  1. Приготовьте две стерильные трубки 1,5 мл (одна для разбавленной ДНК (A) и одна для разбавленного реагента для катионной липидной трансфекции (B)). Пипетка 0,75 мкг нефрита и 0,75 мкг плазмид экспрессии подоцина кДНА на колодец в одну трубку объемом 1,5 мл и разбавить его в 100 мкл пониженной среды сыворотки на колодец. Добавьте 3 МКЛ катионического липидного реагента на колодец во вторую трубку объемом 1,5 мл и разбавляйте 100 мкл уменьшенной среды сыворотки. Инкубировать обе реакции в течение 5 минут при комнатной температуре.
  2. Объедините обе реакции (A и B) с ДНК-липидным комплексом и инкубировать в течение 20 минут при комнатной температуре. Осторожно добавьте к каждой хорошо 200 МКЛ ДНК-липидного комплекса.
  3. Инкубировать трансфицированные клетки при 37 градусов по Цельсию с 5% CO2 в течение 48 ч без изменения среды.

3. Иммунолабелирование клеточных структур

  1. Подготовь решение для фиксации (4% (w/v) параформальдегид в PBS, 1 мл/колодец), раствор пермеабилизации (0,5% (w/v) Triton X-100 в PBS, 1 мл/колодец) и блокирующий раствор (5% (v/v) альбомин сыворотки крупного рогатого скота в PBS, 1 мл/колодец).
  2. Удалите носитель с помощью вакуумного устройства. Добавьте 2 мл PBS к каждому хорошо, чтобы удалить дополнительную среду. Аспирировать PBS полностью.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы избежать смывания клеток с PBS, убедитесь, что пипетка PBS не на стеклянную крышку скольжения непосредственно.
  3. Исправить клетки с 4% (ж / в) параформальдегид (PFA) растворяется в PBS в течение 10 минут при комнатной температуре.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, исправить клетки в 3% (V / V) глиоксал-этанол18.
  4. Отбросьте PFA и мыть клетки дважды в PBS (2 мл каждый), избегая прямого трубопроводов на стеклянной крышке скользит. Permeabilize фиксированных клеток с Triton X-100 0,5% (w/v) в PBS в течение 10 мин при комнатной температуре.
  5. Удалите раствор пермеабилизации и промойте дважды с помощью PBS, как указано в шаге 3.2.
  6. Блокируйте клетки, добавляя 1 мл 5% (v/v) BSA в PBS для 1 ч при комнатной температуре. Инкубировать клетки с 200 ЗЛ первичного антитела (анти-подоцин антитела 1:200 в 1% (V / V) BSA в PBS) в одночасье при 4 кк.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, инкубировать первичное антитело для 1 ч при комнатной температуре.
  7. Удалить первичные антитела и мыть три раза с PBS, как в шаге 3.2. Добавьте вторичное антитело (коза анти-кролик Alexa 488 1:1000 в 1% (v/v) BSA в PBS) для 1 h при комнатной температуре. Держите клетки в темноте с помощью коробки.
  8. Откажитесь от вторичного антитела и мыть с PBS три раза.
  9. Удалить PBS и инкубировать клетки с 200 йл анти-нефрин антитела 1:100 в 1% (v/v) BSA в PBS для 1 ч при комнатной температуре. Вымойте с PBS три раза. Держите клетки в темноте с помощью коробки.
  10. Удалить PBS и инкубировать со вторичным антителом осла анти-морской свинки 633, 1:200, для 1 ч при комнатной температуре. Вымойте с PBS три раза. Держите клетки в темноте с помощью коробки.

4. Микроскопия расширения

  1. подготовка
    1. Чтобы сформировать прокладки для гелеобразной камеры, вырезать стеклянную крышку скользит #1,0 и #1,5 в 5 мм полосы (по четыре на стеклянную горку) с помощью алмазного ножа. Распоистите #1,5 мм крышкой полоски скольжения так, чтобы они образуют квадрат длиной 2,5 см на стеклянной горке и поместите их в окрашивание камеры(рисунок 2A1-C1). Pipette капли ddH2O в углах площади придерживаться стеклянной крышки скольжения полос друг к другу и к стеклянной горке(рисунок 2A2-C2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте полной сушки ddH2O, как адгезионная сила заблудится. При необходимости нанесите больше капель ddH2O. Подождите около 20 минут, чтобы #1,5 мм крышки скользит ножом, прежде чем начать с шагом 4.1.2.
    2. Поместите четыре #1,0 стеклянной крышки скольжения полосы на крышку скольжения на #1,5 мм крышки скользит. Придерживайтесь полос, трубя каплю на каждой #1,5 мм крышки скольжения полосы(рисунок 2A3-C3).
      ПРИМЕЧАНИЕ: толщина геля должна быть не менее 0,15 мм, чтобы облегчить обработку в ходе протокола. Однако, чтобы избежать чрезмерного геля на верхней части клеток, держать высоту спейсеров близко к подложки клетки. При использовании #1,5 и #1,0 крышки скольжения полосы в качестве спейсеров, высота промецев будет примерно 0,3 мм. Клетки прилипают к крышке стекла (высота 0,12 мм). Таким образом, гель будет достаточно толстым, чтобы обрабатывать, но чрезмерное гель на верхней части клеток избежать использования #1,0 и #1,5 крышки стеклянные полосы в качестве промещиков.
    3. Для крышки гелеобразной камеры оберните крышкой стекло (#1,5) парафиновой пленкой. Избегайте складок или грязи на парафиновой пленке(рисунок 2A5-C5).
  2. Якорь и полимеризация (гелация)
    1. Подготовь буфер якоря (см. таблицу 1). Для крепления лечения замените PBS на 250 МКЛ якорного буфера на колодец непосредственно на стеклянную крышку скольжения и инкубировать в течение 3 ч при комнатной температуре. Держите субстрат в темноте с помощью коробки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, инкубировать на ночь при комнатной температуре. Подготовь свежий буфер якоря для каждого эксперимента и ждать 10-15 минут, пока он не растворяется должным образом. 6-((Acryloyl)amino)hexanoic кислота, succinimidyl ester (AcX) должны быть заменены каждые 4-5 месяцев для обеспечения адекватного крепления.
    2. Снимите якорный буфер и вымойте один раз с 1,5 мл PBS на колодец.
    3. Чтобы окрашивать актиновые волокна, оттаивать совместимый с ExM фаллоидин-раствор и инкубировать фаллоидин (5 мкл фаллоидин, разбавленный в 195 мкл 1% (v/v) BSA в PBS/well) в течение 45 мин при комнатной температуре. Храните образцы в темноте с помощью коробки.
    4. В то же время, растворить акрилат натрия в ddH2O с помощью перемешивания устройства. На льду приготовьте раствор мономера (см. таблицу 1).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Растворенный акрилат натрия должен быть четким и бесцветным раствором. Если раствор желтый, замените новым акрилатом натрия.
    5. Подготовь решение для гелеобразования на льду (см. таблицу 1). Pipette ammoniumperoxidsulfate (APS) в гельлинг раствор прямо перед гелеобразующий раствор применяется к гелеобразуя камеры.
    6. Удалить фаллоидин из клеток и мыть с 1,5 мл PBS в два раза при комнатной температуре. Оставьте 1,5 мл PBS в пределах хорошо, чтобы облегчить удаление образца на стеклянной крышке скольжения.
    7. Поместите клетки на крышку стекла в гелеобразующий камера с помощью типсов и канюли, чтобы поднять крышку стекла скольжения от 6-хорошо пластины.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки должны быть на верхней части стеклянной крышки скольжения. Стеклянная крышка скольжения не должны касаться спейсеров.
    8. Добавьте APS к раствору для гелеобразования и вихрю в ближайшее время. Pipette 200 йл гелеобразного раствора на образце(рисунок 2A4-C4). Осторожно закройте гелеобразную камеру, избегая пузырьков воздуха в геле(рисунок 2A5-C5).
    9. Инкубировать гелеобразующие камеры, по крайней мере 1 ч при 37 градусов по Цельсию для полимеризации геля во влажной камере окрашивания.
  3. Гомогенизация (переваривание)
    1. Вывеми окрашивание камеры из инкубатора. Чтобы открыть крышку гелеобразной камеры, ввемит лезвие бритвы между крышкой и спейсером. Снимите крышку осторожно. Удалите проемы с лезвием бритвы и устранить все дополнительные гель, разрезая его лезвием бритвы.
    2. Положите слайд с гелем и крышка стекла в блюдо, наполненное PBS. Встряхивая осторожно, удалить отдельное стекло крышки из геля. Чтобы удалить гель из блюда легко, положить слайд ниже геля, чтобы прикрепить гель к слайду.
    3. С гелем на слайде, разделить гель на мелкие кусочки (четверть геля делится на две-три части) с помощью лезвия бритвы. Аккуратно нажмите один кусок геля в колодец 6-хорошо пластины со стеклянным дном и обвязать его кистью. Держите гель увлажненным с небольшим количеством PBS с помощью кисти, чтобы избежать обезвоживания геля.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки сталкиваются вниз.
    4. Используя перевернутый микроскоп, сделайте обзорные снимки с низкой численной диафрагмой, чтобы определить фактор расширения после расширения.
    5. Подготовь буфер пищеварения (см. таблицу 1). Разбавить Протеиназа K до 4 U/mL в буфер пищеварения, чтобы получить раствор пищеварения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Буфер пищеварения без протеиназы K может храниться при 4 градусах Цельсия в течение 1-2 недель.
    6. Добавьте 500 йл раствора пищеварения к каждому хорошо и погрузите гель в раствор. Пусть он переваривается на ночь при комнатной температуре и закрыть крышку, сохраняя образцы в темноте.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы, дайте ему переварить при 37 градусов по Цельсию в течение 1 ч.
  4. расширение
    1. Удалите раствор пищеварения с помощью пипетки и отбросьте его. Добавьте 1 мл ddH2O. Инкубировать погруженный гель в течение 10 минут при комнатной температуре.
    2. Удалите воду и добавьте 1 мл свежего ddH 2 O.Подождите10 минут и продолжайте обмениваться водой каждые 10 минут, пока плато расширения не будет достигнуто.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Расширение выборки в 4,5 раза достижимо. Гель становится оптически ясным.
  5. отображение
    1. Удалить воду из геля и непосредственно начать микроскопию. Используя перевернутый микроскоп, в первую очередь используйте воздушную цель (низкое увеличение), чтобы найти изображенные клетки в состоянии предварительного расширения (шаг 4.3.4).
    2. Переключитесь на 40x (масло/вода) и 63x цель для лучшего разрешения. Возбуждайте с длиной волны интереса и возьмите изображение через камеру.
  6. ратификация
    1. Сделай обзор изображения образца. Найти и сопоставить те же структуры в образце, которые были изображены в шаге 4.3.4. Используйте канал с лучшим соотношением сигнала к шуму для проверки(рисунок 3 A-B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте параметры изображения, чтобы достичь такой же яркости, как на изображении, приобретенное в не расширенном состоянии (шаг 4.3.4).
    2. Наложение изображений до и после расширения путем их вращения и переноса с помощью ImageJ. Используйте инструмент измерения расстояния в ImageJ для измерения расстояний между четко идентифицируемыми структурами. Измерьте по крайней мере 10 различных структур.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы используйте скрипт Python для измерения расстояний, описанных в14.
    3. Рассчитайте фактор расширения путем деления измерений после/до расширения.
    4. Для определения искажений сделайм снимки с более высокой численной диафрагмой(рисунок 4A-B). Наложить эти изображения и проанализировать их с ImageJ или, как описанов 15.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Определение искажений должно выполняться регулярно, но не обязательно на каждом образце.

Результаты

Концепция и сроки этого протокола proExM изображены на рисунке 1. На 5-й день трансфектные клетки фиксируются и окрашиваются флуоресцентными антителами, нацеленными на белок интереса(рисунок 1A,B). На 6-й день лечение AcX приводит к об?...

Обсуждение

Представленный метод позволяет исследователю визуализировать клеточные белки, например, подоцин, нефрит и цитоскелетные компоненты, например, F-актин. В рамках этого протокола, трансфицированные cos7 клетки используются в качестве модели для изучения взаимодействия щелевых белков диаф...

Раскрытие информации

Авторов нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Бланку Дувняка и Николу Кухра за отличную техническую помощь.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Acrylamide >99%Sigma-AldrichA3553-100G
6-((Acryloyl)amino)hexanoic acid, succinimidyl ester, Acryloyl-X, SEinvitrogenA-20770store up to 4 months
APSSigma-AldrichA3678-25G
Deckgläser (cover glasses)EngelbrechtK1243224x32mm #1.0
Diamont cutterVWR201-0392for cutting the cover slips
Guanidine HClSigma-AldrichG3272-100G8M Stock can be kept at RT
Marten hair paintbrushLeon Hardy3 (770)
"Menzel" Deckgläser (cover glasses)Thermo Fischer 1565478624x24mm #1.5
N,N`-MethylenbisacrylamideSigma-AldrichM7256-25G
Objektträger UniMarkMarienfeld703010
Proteinase KNew England BiolabsP8107S
Sodium AcrylateSigma-Aldrich408220check purity 
Sodium BicarbonateSigma-AldrichS5761
Staining chamberproduced at the university's workshop
TEMEDROTH2367.1
6-Well glass bottom platesCellvisP06-1.5H-N
Antibodies
Actin-ExM 546 chrometranon-available1:40
Anti Podocin produced in rabbitSigmaP-0372-200UL1:200
Donkey anti guinea-pig CF633SigmaSAB4600129-50UL1:200
Goat anti rabbit 488Life TechnologiesA110341:1000
Guinea pig anti nephrinOrigeneBP50301:100
Software
FIJI
Visiview
microscope
AXIO Observer Z1Zeissnon-available

Ссылки

  1. Matsushita, K., et al. Association of estimated glomerular filtration rate and albuminuria with all-cause and cardiovascular mortality in general population cohorts: a collaborative meta-analysis. Lancet. 375 (9731), 2073-2081 (2010).
  2. Faul, C., Asanuma, K., Yanagida-Asanuma, E., Kim, K., Mundel, P. Actin up: regulation of podocyte structure and function by components of the actin cytoskeleton. Trends in Cell Biology. 17 (9), 428-437 (2007).
  3. Saleem, M. A., et al. Co-localization of nephrin, podocin, and the actin cytoskeleton - Evidence for a role in podocyte foot process formation. American Journal of Pathology. 161 (4), 1459-1466 (2002).
  4. Kestila, M., et al. Positionally cloned gene for a novel glomerular protein - nephrin - is mutated in congenital nephrotic syndrome. Molecular Cell. 1 (4), 575-582 (1998).
  5. Huber, T. B., et al. Podocin-mediated recruitment of nephrin into lipid rafts is required for efficient nephrin signaling. Journal of the American Society of Nephrology. 14, 8 (2003).
  6. Boute, N., et al. NPHS2, encoding the glomerular protein podocin, is mutated in autosomal recessive steroid-resistant nephrotic syndrome. Nature Genetics. 24 (4), 349-354 (2000).
  7. Galbraith, C. G., Galbraith, J. A. Super-resolution microscopy at a glance. Journal of Cell Science. 124 (10), 1607-1611 (2011).
  8. Willig, K. I., Rizzoli, S. O., Westphal, V., Jahn, R., Hell, S. W. STED microscopy reveals that synaptotagmin remains clustered after synaptic vesicle exocytosis. Nature. 440 (7086), 935-939 (2006).
  9. van de Linde, S., et al. Direct stochastic optical reconstruction microscopy with standard fluorescent probes. Nature Protocols. 6 (7), 991-1009 (2011).
  10. Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Nature Methods. 3 (10), 793-795 (2006).
  11. Testa, I., et al. Multicolor fluorescence nanoscopy in fixed and living cells by exciting conventional fluorophores with a single wavelength. Biophysical Journal. 99 (8), 2686-2694 (2010).
  12. Wassie, A. T., Zhao, Y., Boyden, E. S. Expansion microscopy: principles and uses in biological research. Nature Methods. 16 (1), 33-41 (2019).
  13. Tillberg, P. W., et al. Protein-retention expansion microscopy of cells and tissues labeled using standard fluorescent proteins and antibodies. Nature Biotechnology. 34 (9), 987-992 (2016).
  14. Truckenbrodt, S., Sommer, C., Rizzoli, S. O., Danzl, J. G. A practical guide to optimization in X10 expansion microscopy. Nature Protocols. 14 (3), 832-863 (2019).
  15. Truckenbrodt, S., et al. X10 expansion microscopy enables 25-nm resolution on conventional microscopes. Embo Reports. 19 (9), (2018).
  16. Chang, J. B., et al. Iterative expansion microscopy. Nature Methods. 14 (6), 593-599 (2017).
  17. Chozinski, T. J., et al. nanoscale optical imaging of mouse and human kidney via expansion microscopy. Scientific Reports. 8 (1), 10396 (2018).
  18. Richter, K. N., et al. Glyoxal as an alternative fixative to formaldehyde in immunostaining and super-resolution microscopy. The EMBO Journal. 37 (1), 139-159 (2018).
  19. Rinschen, M. M., et al. Quantitative deep mapping of the cultured podocyte proteome uncovers shifts in proteostatic mechanisms during differentiation. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 311 (3), 404-417 (2016).
  20. Asano, S. M., et al. Expansion microscopy: protocols for imaging proteins and RNA in cells and tissues. Current Protocols in Cell Biology. 80 (1), 56 (2018).
  21. Wen, G., et al. Evaluation of direct grafting strategies via trivalent anchoring for enabling lipid membrane and cytoskeleton staining in expansion microscopy. ACS Nano. 14 (7), 7860-7867 (2020).
  22. Chen, F., et al. Nanoscale imaging of RNA with expansion microscopy. Nature Methods. 13 (8), 679-684 (2016).
  23. Gambarotto, D., et al. Imaging cellular ultrastructures using expansion microscopy (U-ExM). Nature Methods. 16 (1), 71-74 (2019).
  24. Zhao, Y., et al. Nanoscale imaging of clinical specimens using pathology-optimized expansion microscopy. Nature Biotechnology. 35 (8), 757-764 (2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

170proExM

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены