JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В настоящем исследовании показано создание трех различных моделей донорства легких (донорство после смерти мозга, донорство после смерти от кровообращения и донорство после геморрагического шока). Сравниваются воспалительные процессы и патологические нарушения, связанные с этими событиями.

Аннотация

Экспериментальные модели являются важными инструментами для понимания этиологических явлений, участвующих в различных патофизиологических событиях. В этом контексте различные животные модели используются для изучения элементов, запускающих патофизиологию первичной дисфункции трансплантата после трансплантации, для оценки потенциальных методов лечения. В настоящее время экспериментальные модели донорства можно разделить на две большие группы: донорство после смерти мозга и донорство после остановки кровообращения. Кроме того, вредные последствия, связанные с геморрагическим шоком, следует учитывать при рассмотрении моделей донорства органов на животных. В этой статье мы опишем создание трех различных моделей донорства легких (донорство после смерти мозга, донорство после смерти от кровообращения и донорство после геморрагического шока) и сравним воспалительные процессы и патологические расстройства, связанные с этими событиями. Цель – предоставить научному сообществу надежные животные модели донорства легких для изучения ассоциированных патологических механизмов и поиска новых терапевтических мишеней для оптимизации количества жизнеспособных трансплантатов для трансплантации.

Введение

Клиническая значимость
Трансплантация органов является хорошо зарекомендовавшим себя терапевтическим вариантом при нескольких серьезных патологиях. В последние годы было достигнуто много успехов в клинической и экспериментальной областях трансплантации органов, таких как углубление знаний о патофизиологии первичной дисфункции трансплантата (ПГД) и достижения в области интенсивной терапии, иммунологии и фармакологии 1,2,3. Несмотря на достижения и улучшения качества соответствующих хирургических и фармакологических процедур, соотношение между количеством доступных органов и числом реципиентов в листе ожидания остается одной из основных проблем 2,4. В связи с этим в научной литературе предложены животные модели для изучения методов лечения, которые могут быть применены к донорам органов для лечения и/или сохранения органов до момента трансплантации 5,6,7,8.

Имитируя различные события, наблюдаемые в клинической практике, животные модели позволяют изучать связанные с ними патологические механизмы и соответствующие терапевтические подходы. Экспериментальная индукция этих явлений в большинстве единичных случаев привела к созданию экспериментальных моделей донорства органов и тканей, которые широко исследованы в научной литературе по трансплантации органов 6,7,8,9. В этих исследованиях используются различные методологические стратегии, такие как индуцирование смерти мозга (ББ), геморрагического шока (ГС) и циркуляторной смерти (БК), поскольку эти события связаны с различными вредными процессами, которые ставят под угрозу функциональность донорских органов и тканей.

Смерть мозга (BD)
БД связан с рядом событий, которые приводят к прогрессирующему износу различных систем. Обычно это происходит, когда происходит острое или постепенное повышение внутричерепного давления (ВЧД) из-за травмы головного мозга или кровоизлияния. Это повышение ВЧД способствует повышению артериального давления в попытке поддерживать стабильный мозговой кровоток в процессе, известном как рефлекс Кушинга10,11. Эти острые изменения могут привести к сердечно-сосудистым, эндокринным и неврологическим дисфункциям, которые ставят под угрозу количество и качество донорских органов, а также влияют на заболеваемость и смертность после трансплантации 10,11,12,13.

Геморрагический шок (ГГ)
ГГ, в свою очередь, часто ассоциируется с донорами органов, так как большинство из них являются жертвами травм со значительной потерей объема крови. Некоторые органы, такие как легкие и сердце, особенно уязвимы к ГГ из-за гиповолемии и последующей гипоперфузии тканей14. ГГ вызывает повреждение легких через повышенную проницаемость капилляров, отек и инфильтрацию воспалительных клеток, механизмы, которые вместе нарушают газообмен и приводят к прогрессирующему разрушению органов, что приводит к срыву процесса донорства 6,14.

Циркуляторная смерть (БК)
Использование пост-CD донорства растет в геометрической прогрессии в крупных мировых центрах, что способствует увеличению количества собранных органов. Органы, извлеченные от доноров после БК, уязвимы к эффектам теплой ишемии, которая возникает после интервала низкого (агоническая фаза) или отсутствия кровоснабжения (асистолическая фаза)8,15. Гипоперфузия или отсутствие кровотока приводит к тканевой гипоксии, связанной с резкой потерей АТФ и накоплением метаболических токсинов в тканях15. Несмотря на то, что в настоящее время они используются для трансплантации в клинической практике, остается много сомнений относительно влияния использования этих органов на качество посттрансплантационного трансплантата и на выживаемостьпациентов. Таким образом, использование экспериментальных моделей для лучшего понимания этиологических факторов, ассоциированных с БК, также растет 8,15,16,17.

Экспериментальные модели
Существуют различные экспериментальные модели донорства органов (BD, HS и CD). Тем не менее, исследования часто фокусируются только на одной стратегии за раз. Заметен пробел в исследованиях, которые объединяют или сравнивают две или более стратегий. Эти модели очень полезны при разработке методов лечения, направленных на увеличение числа донаций и, следовательно, сокращение списка потенциальных получателей помощи. Виды животных, используемые для этой цели, варьируются от исследования к исследованию, при этом модели свиней чаще выбираются, когда целью является более прямая трансляция морфофизиологии человека и меньшая техническая сложность хирургической процедуры из-за размера животного. Несмотря на преимущества, с моделью свиньи связаны логистические трудности и высокие затраты. С другой стороны, низкая стоимость и возможность биологических манипуляций благоприятствуют использованию моделей грызунов, позволяя исследователю отталкиваться от достоверной модели для воспроизведения и лечения поражений, а также интегрировать знания, полученные в области трансплантации органов.

Здесь мы представляем на грызунах модель смерти мозга, циркуляторной смерти и геморрагического шока. Описаны воспалительные процессы и патологические состояния, связанные с каждой из этих моделей.

протокол

Эксперименты на животных проводились в соответствии с требованиями Комитета по этике использования и ухода за экспериментальными животными медицинского факультета Университета Сан-Паулу (протокол No 112/16).

1. Группировка животных

  1. Случайным образом распределите двенадцать крыс-самцов Sprague Dawley (250-300 г) в одну из трех экспериментальных групп (n=4) для анализа и сравнения эффектов, связанных с животными моделями.
  2. Распределить животных в группу геморрагического шока (ГС, n=4): животные, подвергнутые катетеризации сосудов с индукцией геморрагического шока + поддержание в течение 360 мин + экстракция сердечно-легочной блокады + подготовка проб для анализа.
  3. Отнесите животных к группе смерти головного мозга (BD, n=4): животные, подвергшиеся смерти мозга + поддержание в течение 360 мин + экстракция сердечно-легочной блокады + подготовка проб для анализа.
  4. Отнесите животных к группе циркуляторной смерти (CD, n=4): животные, подвергнутые катетеризации сосудов + индукция циркуляторной смерти + приостановка вентиляции легких + ишемия при комнатной температуре в течение 180 мин + пробоподготовка к анализу.

2. Анестезия и предоперационная подготовка

  1. Поместите крысу в закрытую камеру с 5% изофлураном на 1 - 4 мин. Убедитесь в правильности анестезии, проверив рефлекс защемления пальцев ног. При отсутствии рефлекторных реакций (нет втягивания лапы) проводят оротрахеальную интубацию (ангиокат 14-G) с помощью детского ларингоскопа.
  2. С помощью предварительно настроенного аппарата искусственной вентиляции легких (FiO2 100%, дыхательный объем 10 мл/кг, 90 циклов/мин и PEEP 3,0 смH2O) подключите катетер трахеи к аппарату искусственной вентиляции легких и отрегулируйте концентрацию анестетика до 2%.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все процедуры, связанные с животными моделями, следовали одному и тому же протоколу анестезии, описанному в этом разделе.
  3. Удалите шерсть с интересующих областей (голова, шея, грудь и живот). Затем с помощью марли продезинфицируют операционное поле и хвост животного. Дезинфекцию проводят тремя чередующимися циклами спиртового раствора хлоргексидина диглюконата скраба.
  4. Отрежьте кончик хвоста животного, положите большой и указательный пальцы на основание хвоста, а затем нажмите и отодвиньте их от основания. Соберите образец периферической крови (20 мкл) через хвост для общего количества лейкоцитов8.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура должна быть выполнена до начала трахеостомии и сразу в конце каждого протокола (BD и HS - через 360 мин).
  5. С помощью прецизионной пипетки разведите собранную кровь в 380 мкл (1:20) раствора Турка (ледяная уксусная кислота 99%). После разбавления пипеткой поместите образец крови в камеру Нойбауэра и поместите его под микроскоп (40x). Выполните общий подсчет лейкоцитов в четырех боковых квадрантах камеры.

3. Трахеостомия

  1. С помощью соответствующих ножниц и щипцов выполняют продольное рассечение шейной трахеи, начиная от средней трети шеи до надгрудинной выемки (figure-protocol-3251разрез 1,5 см). После разреза кожи и подкожной клетчатки рассекают шейные мышцы до обнажения трахеи.
  2. Поместите одну шелковую лигатуру 2-0 под трахею.
  3. С помощью микроножниц трахеостомируют верхнюю треть трахеи, чтобы добиться равномерной вентиляции. Горизонтально разрежьте трахею между двумя хрящевыми кольцами, чтобы вместить диаметр металлической канюли (3,5 см).
  4. Вставьте вентиляционную трубку и зафиксируйте ее подготовленными лигатурами.
  5. Подсоедините вентиляционную трубку к системе вентиляции мелких животных.
  6. Вентиляция легких крысы с дыхательным объемом 10 мл/кг, скоростью 70 циклов/мин и PEEP 3 смH2O.

4. Катетеризация бедренной артерии и вены

  1. Обнажают бедренный треугольник через небольшой разрез (figure-protocol-41701,5 см) в паховой области. Идентификация и изоляция бедренных сосудов. Для этой процедуры используют стереомикроскоп (3,2-кратное увеличение).
  2. Поместите две шелковые лигатуры 4-0 под кровеносные сосуды (вену или артерию), одну дистально, а другую проксимально. Закройте самую дистальную лигатуру, затем поместите предварительно отрегулированный узел в проксимальную лигатуру и потяните.
  3. Введите катетер через небольшой, предварительно сформированный разрез в сосудах. Зафиксируйте канюлю, чтобы избежать вывиха.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изготовьте катетеры из 20-сантиметрового неонатального экстендера, приваренного путем нагревания, к периферическому внутривенному катетеру в соответствии с калибром венозной сети животного, тем самым предотвращая срыгивание содержимого крови. Смажьте канюлю гепарином, избегая образования тромбов и осложнений при измерении среднего артериального давления (MAP).
  4. Подключите артериальный катетер к датчику давления и системе мониторинга жизненно важных показателей для регистрации среднего артериального давления (MAP). Датчик должен располагаться на уровне сердца животного. Записывайте MAP каждые 10 минут.
  5. Поместите шприцевой катетер (3 мл) в вену, стремясь при необходимости к гидратации и обескровливанию.

5. Индукция геморрагического шока

  1. Через венозный доступ и с помощью гепаринизированного шприца удаляют небольшие объемы крови до достижения значений MAP 50 figure-protocol-5752мм рт.ст., устанавливая таким образом геморрагический шок.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Собирайте 2 мл аликвоты крови каждые 10 минут в первый час эксперимента и каждые 30 минут в последующие часы.
  2. Поддерживайте стабильное давление на уровне около 50 мм рт.ст. в течение 360 минут. Для этого удаляют или добавляют аликвоты крови, если давление повышается или снижается соответственно.
  3. Поставьте рядом источник тепла, чтобы избежать переохлаждения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь используется тепловая лампа.
  4. В конце протокола соберите легочную блокаду при общей емкости легких (TLC) и либо мгновенно заморозьте ее в жидком азоте, либо поместите в фиксирующий раствор для дальнейших исследований.
    ПРИМЕЧАНИЕ: С помощью аппарата искусственной вентиляции легких для мелких животных можно получить доступ к параметрам вентиляции во время протокола. В настоящем исследовании эти параметры оценивали непосредственно перед индукцией ГГ (исходный уровень) и через 360 мин (заключительный).

6. Индукция смерти в кровообращении

  1. Чтобы вызвать смерть кровообращения, вводят тиопентал натрия в дозе 150 мг/кг через венозный катетер. Затем отключите систему вентиляции.
  2. Обратите внимание на прогрессирующее снижение MAP до тех пор, пока он не достигнет 0 мм рт.ст. С этого момента рассмотрим начало периода теплой ишемии и начнем отсчет времени. Животное должно оставаться при комнатной температуре (примерно 22 °C) в течение 180 минут.
  3. По окончании протокола повторно подключите легкие к аппарату искусственной вентиляции легких и соберите легочную блокаду в TLC для сбора. Либо мгновенно замораживают с использованием жидкого азота, либо помещают в фиксирующий раствор для дальнейших исследований.

7. Индукция смерти мозга

  1. Поместите крысу в положение лежа.
  2. Снимите кожу с черепа с помощью хирургических ножниц. Пробурите скважину калибром 1 мм 2,80 мм спереди и 10,0 мм вентрально до брегмы и 1,5 мм латеральнее сагиттального шва.
  3. Введите весь баллонный катетер в полость черепа и убедитесь, что баллон предварительно заполнен физиологическим раствором (500 мкл).
  4. С помощью шприца быстро надуйте катетер.
  5. Подтвердите смерть мозга, наблюдая резкое повышение MAP (рефлекс Кушинга), отсутствие рефлексов, двусторонний мидриаз и апноэ. После подтверждения прекратить анестезию и держать животное на искусственной вентиляции легких в течение 360 мин.
  6. Поставьте рядом источник тепла, чтобы избежать переохлаждения.
  7. В конце протокола соберите легочную блокаду в ТСХ для сбора и либо мгновенно заморозьте в жидком азоте, либо поместите ее в фиксирующий раствор для дальнейших исследований.
    ПРИМЕЧАНИЕ: С помощью аппарата искусственной вентиляции легких для мелких животных можно получить доступ к параметрам вентиляции во время протокола. В настоящем исследовании мы оценивали эти параметры непосредственно перед индукцией БД (исходный уровень) и через 360 минут (заключительный).

Результаты

Среднее артериальное давление (MAP)
Для определения гемодинамических последствий ББ и ГГ MAP оценивали в течение 360 минут протокола. Исходное измерение проводилось после удаления кожи и сверления черепа, а также перед забором аликвот крови у животных, подвергшихся ББ или ГС, соо...

Обсуждение

В последние годы растущее число диагнозов смерти мозга привело к тому, что он стал крупнейшим поставщиком органов и тканей, предназначенных для трансплантации. Этот рост, однако, сопровождался невероятным увеличением числа доноров после смерти от кровообращения. Несмотря на многофакт...

Раскрытие информации

Мы хотели бы подтвердить, что в связи с данной публикацией отсутствуют какие-либо известные конфликты интересов и что эта работа не получила существенной финансовой поддержки, которая могла бы повлиять на ее результат.

Благодарности

Мы благодарим FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo) за предоставленную финансовую поддержку.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
14-gauge angiocathDB38186714Orotracheal intubation
2.0-silkBrasutureAA553Tracheal tube fixation
24-gauge angiocathDB38181214Arterial and venous access
4.0-silkBrasutureAA551Fixation of arterial and venous cannulas
Alcoholic chlorhexidine digluconate solution (2%).Vic PharmaY/NAsepsis
Trichotomy apparatusOsterY/NClipping device
Precision balanceShimadzuD314800051Analysis of the wet/dry weight ratio
Barbiturate (Thiopental)Cristália18080003DC induction
Balloon catheter (Fogarty-4F)Edwards Life Since120804BD induction
Neonatal extenderEmbramed497267Used as catheters with the aid of the 24 G angiocath
FlexiVentScireq1142254Analysis of ventilatory parameters
HeparinBlau Farmaceutica SA7000982-06Anticoagulant
IsofluraneCristália10,29,80,130Inhalation anesthesia
Micropipette (1000 µL)Eppendorf347765ZHandling of small- volume liquids
Micropipette (20 µL)EppendorfH19385FHandling of small- volume liquids
MicroscopeZeiss1601004545Assistance in the visualization of structures for the surgical procedure
Multiparameter monitorDixtal101503775MAP registration
Motorized drillMidetronicMCA0439Used to drill a 1 mm caliber borehole
Neubauer chamberKasviD15-BLCell count
Pediatric laryngoscopeOxygelY/NAssistance during tracheal intubation
Syringe (3 mL)SR3330N4Hydration and exsanguination during HS protocol
Pressure transducerEdwards Life SinceP23XLMAP registration
Metallic tracheal tubeBiomedical006316/12Rigid cannula for analysis with the FlexiVent ventilator
Isoflurane vaporizerHarvard Bioscience1,02,698Anesthesia system
Mechanical ventilator for small animals (683)Harvard ApparatusMA1 55-0000Mechanical ventilation
xMap methodologyMilliporeRECYTMAG-65K-04Analysis of inflammatory markers

Ссылки

  1. Paterno, F., et al. Clinical implications of donor warm and cold ischemia time in donor after circulatory death liver transplantation. Liver Transplantation. 25 (9), 1342-1352 (2019).
  2. Yusen, R. D., et al. The registry of the International Society for heart and lung transplantation: thirty-third adult lung and heart-lung transplant report-2016; focus theme: primary diagnostic indications for transplant. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1170-1184 (2016).
  3. Jung, H. Y., et al. Comparison of transplant outcomes for low-level and standard-level tacrolimus at different time points after kidney transplantation. Journal of Korean Medical Science. 34 (12), e103 (2019).
  4. Cypel, M., et al. The International Society for heart and lung transplantation donation after circulatory death registry report. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 34 (10), 1278-1282 (2015).
  5. Drake, M., Bernard, A., Hessel, E. Brain death. Surgical Clinics of North America. 97 (6), 1255-1273 (2017).
  6. Nepomuceno, N. A., et al. Effect of hypertonic saline in the pretreatment of lung donors with hemorrhagic shock. Journal of Surgical Research. 225, 181-188 (2018).
  7. Menegat, L., et al. Evidence of bone marrow downregulation in brain-dead rats. International Journal of Experimental Pathology. (3), 158-165 (2017).
  8. Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. (5), 760-768 (2018).
  9. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo perfusion prevents lung injury compared to extended cold preservation for transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (10), 2262-2269 (2009).
  10. Wauters, S., et al. Evaluating lung injury at increasing time intervals in a murine brain death model. Journal of Surgical Research. 183 (1), 419-426 (2013).
  11. Smith, M. Physiologic changes during brain stem death--lessons for management of the organ donor. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 23 (9), S217-S222 (2004).
  12. Belhaj, A., et al. Mechanical versus humoral determinants of brain death-induced lung injury. PLoS One. 12 (7), e0181899 (2017).
  13. Kolkert, J. L., et al. The gradual onset brain death model: a relevant model to study organ donation and its consequences on the outcome after transplantation. Laboratory Animals. 41 (3), 363-371 (2007).
  14. Rocha-E-Silva, M. Cardiovascular effects of shock and trauma in experimental models: A review. Revista Brasileira de Cirurgia Cardiovascular. 31 (1), 45-51 (2016).
  15. Manara, A. R., Murphy, P. G., O'Callaghan, G. Donation after circulatory death. British Journal of Anaesthesia. 108, i108-i121 (2012).
  16. Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex-vivo preservation of donor hearts after circulatory death: a case series. The Lancet. 385 (9987), 2585-2591 (2015).
  17. Boucek, M. M., et al. Pediatric heart transplantation after declaration of cardiocirculatory death. The New England Journal of Medicine. 359 (7), 709-714 (2008).
  18. Kramer, A. H., Baht, R., Doig, C. J. Time trends in organ donation after neurologic determination of death: a cohort study. CMAJ Open. 5 (1), E19-E27 (2017).
  19. Reino, D. C., et al. Trauma hemorrhagic shock-induced lung injury involves a gut-lymph-induced TLR4 pathway in mice. PLoS One. 6 (8), e14829 (2011).
  20. Pascual, J. L., et al. Hypertonic saline resuscitation of hemorrhagic shock diminishes neutrophil rolling and adherence to endothelium and reduces in vivo vascular leakage. Annals of Surgery. 236 (5), 634-642 (2002).
  21. Van Zanden, J. E., et al. Rat donor lung quality deteriorates more after fast than slow brain death induction. PLoS One. 15 (11), e0242827 (2020).
  22. Shivalkar, B., et al. Variable effects of explosive or gradual increase of intracranial pressure on myocardial structure and function. Circulation. 87 (1), 230-239 (1993).
  23. López-Aguilar, J., et al. Massive brain injury enhances lung damage in an isolated lung model of ventilator-induced lung injury. Critical Care Medicine. 33 (5), 1077-1083 (2005).
  24. Catania, A., Lonati, C., Sordi, A., Gatti, S. Detrimental consequences of brain injury on peripheral cells. Brain, Behavior, and Immunity. 23 (7), 877-884 (2009).
  25. McKeating, E. G., Andrews, P. J., Mascia, L. Leukocyte adhesion molecule profiles and outcome after traumatic brain injury. Acta Neurochirurgica Supplement. 71, 200-202 (1998).
  26. Ott, L., McClain, C. J., Gillespie, M., Young, B. Cytokines and metabolic dysfunction after severe head injury. Journal of Neurotrauma. 11 (5), 447-472 (1994).
  27. Avlonitis, V. S., Wigfield, C. H., Kirby, J. A., Dark, J. H. The hemodynamic mechanisms of lung injury and systemic inflammatory response following brain death in the transplant donor. American Journal of Transplantation. 5 (4), 684-693 (2005).
  28. De Jesus Correia, C., et al. Hypertonic saline reduces cell infiltration into the lungs after brain death in rats. Pulmonary Pharmacology & Therapeutics. 61, 101901 (2020).
  29. Kalsotra, A., Zhao, J., Anakk, S., Dash, P. K., Strobel, H. W. Brain trauma leads to enhanced lung inflammation and injury: evidence for role of P4504Fs in resolution. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 27 (5), 963-974 (2007).
  30. Simas, R., Zanoni, F. L., Silva, R., Moreira, L. F. P. Brain death effects on lung microvasculature in an experimental model of lung donor. Journal Brasileiro de Pneumologia. 46 (2), e20180299 (2020).
  31. Moore, K. The physiological response to hemorrhagic shock. Journal of Emergency Nursing. 40 (6), 629-631 (2014).
  32. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 50 (2), 57-70 (2013).
  33. Hillen, G. P., Gaisford, W. D., Jensen, C. G. Pulmonary changes in treated and untreated hemorrhagic shock. I. Early functional and ultrastructural alterations after moderate shock. The American Journal of Surgery. 122 (5), 639-649 (1971).
  34. Sprung, J., Mackenzie, C. F., Green, M. D., O'Dwyer, J., Barnas, G. M. Chest wall and lung mechanics during acute hemorrhage in anesthetized dogs. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 11 (5), 608-612 (1997).
  35. Liu, X., et al. Inhibition of BTK protects lungs from trauma-hemorrhagic shock-induced injury in rats. Molecular Medicine Reports. 16 (1), 192-200 (2017).
  36. Maeshima, K., et al. Prevention of hemorrhagic shock-induced lung injury by heme arginate treatment in rats. Biochemical Pharmacology. 69 (11), 1667-1680 (2005).
  37. Gao, J., et al. Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection. The Journal of Trauma. 67 (6), 1213-1219 (2009).
  38. Wohlauer, M., et al. Nebulized hypertonic saline attenuates acute lung injury following trauma and hemorrhagic shock via inhibition of matrix metalloproteinase-13. Critical Care Medicine. 40 (9), 2647-2653 (2012).
  39. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  40. Snell, G. I., Levvey, B. J., Levin, K., Paraskeva, M., Westall, G. Donation after brain death versus donation after circulatory death: lung donor management issues. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 39 (2), 138-147 (2018).
  41. Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. 102 (5), 760-768 (2018).
  42. Yamamoto, S., et al. Activations of mitogen-activated protein kinases and regulation of their downstream molecules after rat lung transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 43 (10), 3628-3633 (2011).
  43. Kang, C. H., et al. Transcriptional signatures in donor lungs from donation after cardiac death vs after brain death: a functional pathway analysis. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 30 (3), 289-298 (2011).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

JoVE205

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены