АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Настоящий протокол описывает хирургическую процедуру по удалению восходящей аортальной полосы в крысиной модели легочной гипертензии из-за болезни левого сердца. Этот метод изучает эндогенные механизмы обратного ремоделирования в легочном кровообращении и правом сердце, тем самым информируя о стратегиях обращения вспять легочной гипертензии и / или дисфункции правого желудочка.

Аннотация

Легочная гипертензия из-за болезни левого сердца (PH-LHD) является наиболее распространенной формой PH, но ее патофизиология плохо характеризуется, чем легочная артериальная гипертензия (ЛАГ). В результате утвержденные терапевтические вмешательства для лечения или профилактики PH-LHD отсутствуют. Лекарства, используемые для лечения ЛГ у пациентов с ЛАГ, не рекомендуются для лечения PH-LHD, так как снижение легочного сосудистого сопротивления (PVR) и увеличение легочного кровотока при наличии повышенного левостороннего давления наполнения может вызвать декомпенсацию левого сердца и отек легких. Необходимо разработать новые стратегии для обращения вспять ЛГ у пациентов с ЛЕГ. В отличие от ЛАГ, PH-LHD развивается из-за повышенной механической нагрузки, вызванной застоем крови в легочном кровообращении при левой сердечной недостаточности. Клинически механическая разгрузка левого желудочка (ЛЖ) путем замены аортального клапана у пациентов со стенозом аорты или путем имплантации вспомогательных устройств ЛЖ у пациентов с терминальной стадией сердечной недостаточности нормализует не только давление легочной артерии и правого желудочка (RV), но и PVR, обеспечивая тем самым косвенные доказательства обратного ремоделирования в легочной сосудистой системе. Используя установленную крысиную модель PH-LHD из-за левой сердечной недостаточности, вызванной перегрузкой давлением с последующим развитием PH, разрабатывается модель для изучения молекулярных и клеточных механизмов этого физиологического процесса обратного ремоделирования. В частности, была проведена операция по обезвреживанию аорты, которая привела к обратному ремоделированию миокарда ЛЖ и его разгрузке. Параллельно была выявлена полная нормализация систолического давления RV и значительное, но неполное обращение вспять гипертрофии RV. Эта модель может представлять собой ценный инструмент для изучения механизмов физиологического обратного ремоделирования в легочном кровообращении и RV, с целью разработки терапевтических стратегий лечения PH-LHD и других форм PH.

Введение

Сердечная недостаточность является основной причиной смерти в развитых странах и, как ожидается, увеличится на 25% в течение следующего десятилетия. Легочная гипертензия (ЛГ) – патологическое повышение артериального давления в малом круге кровообращения – поражает примерно 70% пациентов с терминальной стадией сердечной недостаточности; Всемирная организация здравоохранения классифицирует PH как легочную гипертензию из-за болезни левого сердца (PH-LHD)1. PH-LHD инициируется нарушением систолической и/или диастолической функции левого желудочка (LV), что приводит к повышенному давлению наполнения и пассивному застою крови в легочном кровообращении2. Хотя изначально обратимый, PH-LHD постепенно становится фиксированным за счет активного легочного сосудистого ремоделирования во всех отсеках легочного кровообращения, т. е. артериях, капиллярах и венах 3,4. Как обратимый, так и фиксированный РН увеличивают послегрузку РВ, первоначально приводя к адаптивной гипертрофии миокарда, но в конечном итоге вызывая дилатацию РВ, гипокинез, фиброз и декомпенсацию, которые постепенно приводят к недостаточности РВ 1,2,5,6. Таким образом, PH ускоряет прогрессирование заболевания у пациентов с сердечной недостаточностью и увеличивает смертность, особенно у пациентов, проходящих хирургическое лечение путем имплантации вспомогательных устройств левого желудочка (LVAD) и / или трансплантации сердца 7,8,9. В настоящее время не существует лечебных методов лечения, которые могли бы обратить вспять процесс ремоделирования легочных сосудов, поэтому необходимы фундаментальные механистические исследования в соответствующих модельных системах.

Важно отметить, что клинические исследования показывают, что PH-LHD как частое осложнение у пациентов со стенозом аорты может быстро улучшаться в раннем послеоперационном периоде после замены аортального клапана10. Аналогичным образом, высокое (>3 единицы древесины) предоперационное легочное сосудистое сопротивление (PVR), которое, однако, было обратимым на нитропруссиде, было устойчиво нормализовано после трансплантации сердца в 5-летнем последующем исследовании11. Аналогичным образом, адекватное снижение как обратимого, так и фиксированного PVR и улучшение функции RV у пациентов с LHD может быть достигнуто в течение нескольких месяцев путем разгрузки левого желудочка с использованием имплантируемых пульсирующих и непульсатильных желудочковых вспомогательных устройств 12,13,14. В настоящее время клеточные и молекулярные механизмы, которые управляют обратным ремоделированием в легочном кровообращении и RV миокарде, неясны. Тем не менее, их понимание может дать важное представление о физиологических путях, которые могут быть терапевтически использованы для обращения вспять ремоделирования сосудов легких и RV при PH-LHD и других формах PH.

Подходящая доклиническая модель, которая адекватно воспроизводит патофизиологические и молекулярные особенности PH-LHD, может быть использована для трансляционных исследований при вызванной перегрузкой давления застойной сердечной недостаточности из-за хирургического полосирования аорты (AoB) у крыс 4,15,16. По сравнению с аналогичной сердечной недостаточностью из-за перегрузки давлением в мышиной модели поперечного сужения аорты (TAC)17, полосатость восходящей аорты над корнем аорты у крыс AoB не вызывает гипертонии в левой сонной артерии, поскольку место полосы находится проксимально от оттока левой сонной артерии из аорты. В результате AoB не вызывает левостороннего повреждения нейронов в коре головного мозга, как это характерно для TAC18, и что может повлиять на результат исследования. По сравнению с другими моделями грызунов хирургически индуцированного PH-LHD, модели крыс в целом и AoB в частности оказываются более надежными, воспроизводимыми и воспроизводят ремоделирование легочного кровообращения, характерное для пациентов с PH-LHD. При этом периоперационная летальность низкая19. Повышенное давление ЛЖ и дисфункция ЛЖ у крыс AoB вызывают развитие PH-LHD, что приводит к повышению давления RV и ремоделированию RV. Таким образом, модель крыс aoB оказалась чрезвычайно полезной в серии предыдущих исследований независимых групп, включая нас самих, для выявления патомеханизмов ремоделирования легочных сосудов и тестирования потенциальных стратегий лечения PH-LHD 4,15,20,21,22,23,24,25.

В настоящем исследовании модель крысы AoB была использована для установления хирургической процедуры деформирования аорты для изучения механизмов обратного ремоделирования в легочной сосудистой системе и RV. Ранее были разработаны модели обратного ремоделирования миокарда, такие как деформирование аорты у мышей26 и крыс27, для исследования клеточных и молекулярных механизмов, регулирующих регрессию гипертрофии левого желудочка, и тестирования потенциальных терапевтических возможностей для продвижения миокарда выздоровление. Кроме того, ограниченное число более ранних исследований изучало влияние деформирования аорты на PH-LHD у крыс и показало, что деформирование аорты может обратить вспять медиальную гипертрофию в легочных артериолах, нормализовать экспрессию препро-эндотелина 1 и улучшить легочную гемодинамику27,28, обеспечивая доказательства обратимости PH у крыс с сердечной недостаточностью. Здесь технические процедуры операции по дебандированию оптимизируются и стандартизируются, например, путем применения трахеотомии вместо эндотрахеальной интубации или путем использования титановых клипс определенного внутреннего диаметра для полосирования аорты вместо полипропиленовых швов тупой иглой26,27, что обеспечивает лучший контроль хирургических процедур, повышенную воспроизводимость модели и улучшенную выживаемость.

С научной точки зрения, значение модели дебандирования PH-LHD заключается не только в демонстрации обратимости сердечно-сосудистого и легочного фенотипа при сердечной недостаточности, но и, что более важно, в выявлении молекулярных драйверов, которые вызывают и / или поддерживают обратное ремоделирование в легочных артериях, в качестве перспективных кандидатов для будущего терапевтического таргетирования.

протокол

Все процедуры были выполнены в соответствии с «Руководством по уходу и использованию лабораторных животных» (Институт ресурсов лабораторных животных, 8-е издание 2011 года) и одобрены местным правительственным комитетом по уходу за животными и их использованию Государственным ведомством Германии по здравоохранению и социальным вопросам (Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSO), Берлин; протокол No. Г0030/18). Во-первых, застойная сердечная недостаточность была хирургически индуцирована у ювенильных крыс Sprague-Dawley ~ 100 г массы тела (bw) (см. Таблицу материалов) путем размещения титанового клипса с внутренним диаметром 0,8 мм на восходящую аорту (аортальная полоса, AoB), как описано ранее29,30. На 3-й неделе после AoB (рисунок 1) была проведена операция по удалению зажима из аорты. Хирургические процедуры и валидация изменения рН у крыс AoB схематично изображены на рисунке 1.

1. Хирургические препараты

  1. Стерилизуйте необходимые хирургические инструменты (рисунок 2) путем автоклавирования.
  2. Вводят крысам карпрофен (5 мг/кг веса тела) (см. Таблицу материалов) внутрибрюшинно (в т..) для обезболивания за 30 мин до операции.
  3. Обезболить крыс путем внутривенной инъекции кетамина (87 мг/кг веса тела) и ксилазина (13 мг/кг веса тела).
  4. Удалите шерсть с декольте и груди животного с помощью электробритвы.
  5. Нанесите каплю глазной мази для защиты глаз во время операции.
  6. Поместите крысу в лежачее положение на стерилизованном хирургическом столе. Аккуратно зафиксируйте живот и конечности животного скотчем.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для поддержания температуры тела поместите нагревательный коврик при температуре 37 °C под хирургический стол. Избегайте нагрева области головы, чтобы предотвратить пересыхание глаз.
  7. Дезинфицировать кожу животных раствором повидон-йода/йодофора. Обратите внимание на шрамы и швы от первичной операции AoB и задрапируйте хирургическое поле.
  8. Обеспечьте достаточную глубину анестезии путем защемления пальцев ног.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Глубина анестезии должна регулярно контролироваться во время операции.

2. Трахеотомия и искусственная вентиляция легких

ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всей операции меняйте перчатки после работы с нестерильным оборудованием.

  1. Тонкими ножницами (рисунок 2А) сделайте шейный разрез средней линии длиной 7-10 мм (рисунок 3А).
  2. С помощью пары тупых щипцов (рисунок 2B') рассекните мягкие ткани шейки матки, чтобы обнажить инфрагиоидные мышцы. Расщепление мышц по средней линии для визуализации трахеи. Отрежьте и снимите шов после первичной операции AoB.
  3. Сделайте разрез трахеи ~2 мм между двумя хрящевыми кольцами с помощью угловых пружинных ножниц Noyes (рисунок 2C,3B). Вставьте в трахею канюлю наружного диаметра 2 мм (рисунок 2D) и закрепите ее шелковым швом 4-0 (рисунок 2E,3C).
  4. Подключите канюлю трахеи к аппарату искусственной вентиляции легких (см. Таблицу материалов), сведя мертвое пространство к минимуму (рисунок 3D-E). Держите периоперационную вентиляцию легких со скоростью дыхания 90 вдохов / мин при приливном объеме (Vt) 8,5 мл / кг веса тела.

3. Деформирование аорты

  1. Сделайте разрез кожи длиной ~20 мм между вторым и третьим ребрами с помощью тонких ножниц (рисунок 3F).
  2. С помощью небольших хирургических ножниц (рисунок 2F) аккуратно распределите мышцы и разрезайте их слой за слоем (рисунок 3G). Сделайте боковой разрез 10 мм вдоль межреберного пространства между вторым и третьим ребром.
    ПРИМЕЧАНИЕ: К средней грудной линии нужно осторожно подходить, чтобы избежать кровотечения.
  3. Используйте реберный распределитель (рисунок 2G) для расширения межреберного пространства между вторым и третьим ребром для создания хирургического окна (рисунок 3H).
  4. С помощью тупых щипцов (рисунок 2B,B') осторожно отделите тимус от сердца и впустите артерии, чтобы визуализировать аорту с помощью клипсы (рисунок 4A).
  5. Удерживайте зажим с помощью щипцов и осторожно удалите соединительную ткань вокруг зажима, чтобы обнажить его.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте удержания или подъема аорты щипцами, так как это может повредить аорту, что приведет к кровотечению и летальному исходу.
  6. С помощью держателя иглы (рисунок 2H) откройте зажим (рисунок 4B) и извлеките его из грудной полости.
  7. Прежде чем закрыть грудную клетку, вскройте ателектаз легких, обеспечьте адекватный набор легких без чрезмерного раздражения, продолжайте искусственную вентиляцию легких с Vt 9,5 мл / кг веса тела в течение еще 10 минут и вернитесь к Vt 8,5 мл / кг bw, чтобы набрать легкие и разрешить возможный пневмоторакс.
  8. Закройте глубокие мышцы простым прерванным швом с использованием шелка 4-0. Затем соедините верхние мышцы и кожу простым непрерывным швом (рисунок 5A,B).

4. Экстубация трахеи

  1. Отсоедините канюлю трахеи от вентиляционной машины. Внимательно наблюдайте за крысой до тех пор, пока спонтанное дыхание не восстановится. Если животное не может дышать спонтанно при отключении, снова подключите вентилятор и продолжайте вентиляцию в течение дополнительных 5 минут. Затем повторите процедуру.
  2. После восстановления спонтанного дыхания удалите канюлю из трахеи и очистите жидкость вокруг трахеи губчатыми точками (рисунок 2I) (см. Таблицу материалов).
  3. Закройте трахею простым швом, используя 6-0 пролена (рисунок 2E' и рисунок 5C). Затем закройте инфрагиоидные мышцы простым прерванным швом с помощью шелка 4-0 (рисунок 5D) и соедините кожу в простой непрерывный шов (рисунок 5E). Очищайте и дезинфицируйте мышцы и кожу во время процесса раствором повидон-йод/йодофор.

5. Послеоперационный уход

  1. После завершения хирургической процедуры осторожно переместите животное в клетку восстановления с дополнительным кислородом и инфракрасной лампой, чтобы держать животных в тепле и достаточном количестве кислорода во время фазы восстановления. Поместите кислородную маску близко к морде крысы. В любое время держите только одно животное в клетке восстановления.
  2. После того, как животное проснется, осторожно переместите его в обычную клетку, снабженную водой и едой. В течение следующих 12 ч контролируйте состояние здоровья прооперированного животного с интервалом в 2 ч.
  3. После завершения хирургической процедуры ежедневно применяют анальгезию путем внутривенной инъекции карпрофена (5 мг/кг веса тела) в течение одной недели.
  4. Чтобы избежать бактериальной инфекции, вводите амоксициллин (500 мг / л) в питьевую воду в течение одной недели после операции.

Результаты

Во-первых, успешная деформирование аорты была подтверждена трансторакальной эхокардиографией, выполненной до и после процедуры дебандирования у животных AoB (рисунок 6). С этой целью дуга аорты была оценена в виде B-режима парастернальной длинной оси (PLAX). Было визуализир?...

Обсуждение

Здесь сообщается о подробном хирургическом методе деформирования аорты в модели AoB крысы, который может быть использован для исследования обратимости PH-LHD и клеточных и молекулярных механизмов, которые управляют обратным ремоделированием в легочной сосудистой системе и RV. Три недели ?...

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о которых можно было бы заявить. Все соавторы ознакомились и согласны с содержанием рукописи.

Благодарности

Это исследование было поддержано грантами DZHK (Немецкий центр сердечно-сосудистых исследований) CK и WMK, BMBF (Министерство образования и исследований Германии) CK в рамках VasBio и WMK в рамках VasBio, SYMPATH и PROVID, а также Немецкого исследовательского фонда (DFG) для WMK (SFB-TR84 A2, SFB-TR84 C9, SFB 1449 B1, SFB 1470 A4, KU1218/9-1 и KU1218/11-1).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
AmoxicillinRatiopharmPC: 04150075615985Antibiotic
Anti-BNP antibodyAbcamab239510Western Blotting
Aquasonic 100 Ultrasound gelParker LaboratoriesBT-025-0037LEchocardiography consumables
BepanthenBayer6029009.00.00Eye ointment
eye ointment
Carprosol (Carprofen)CP-Pharma401808.00.00Analgesic
Clip holderWeck stainless USA523140SSurgical instruments
Fine scissors Tungsten carbideFine Science Tools14568-12Surgical scissors
Fine scissors Tungsten carbideFine Science Tools14568-09Surgical scissors
High-resolution imaging systemFUJIFILM VisualSonics, Amsterdam, NetherlandsVeVo 3100Echocardiography machine. Images were acquired with pulse-wave Doppler mode, M-mode and B-mode
IsofluraneCP-Pharma400806.00.00Anesthetic
KetamineCP-Pharma401650.00.00Anesthetic
Mathieu needle holderFine Science Tools12010-14Surgical instruments
Mechanical ventilator (Rodent ventilator)UGO Basile S.R.L.7025Volume controlled respirator
Metal clipHemoclip523735Surgical consumables
MicroscopeLeicaM651Manual surgical microscope for microsurgical procedures
Millar Mikro-Tip pressure cathetersADInstrumentsSPR-671Hemodynamics assessment
Moria Iris forcepsFine Science Tools11373-12Surgical forceps
Noyes spring scissorsFine Science Tools15013-12Surgical scissors
Povidone iodine/iodophor solutionB/Braun16332M01Disinfection
PowerLabADInstruments4_35Hemodynamics assessment
Prolene Suture, 4-0EthiconEH7830Surgical consumables
Rib spreader (Alm selfretaining retractor blunt, 70 mm, 2 3/4″)AustosAE-BV010RSurgical instruments
Serrated Graefe forcepsFine Science Tools11052-10Surgical forceps
Silk Suture, 4-0EthiconK871Surgical consumables
Skin disinfiction solution (colored)B/Braun19412M07Disinfection
Spectra 360 Elektrode gelParker LaboratoriesTB-250-0241HEchocardiography consumables
Sponge points tissueSugiREF 30601Surgical consumables
Sprague-Dawley ratJanvier Labs, Le Genest-Saint-Isle, FranceStudy animals
Tracheal cannulaOuter diameter 2 mm
XylazinCP-Pharma401510.00.00Anesthetic

Ссылки

  1. Rosenkranz, S., et al. Pulmonary hypertension due to left heart disease: Updated recommendations of the cologne consensus conference 2011. International Journal of Cardiology. 154, 34-44 (2011).
  2. Rosenkranz, S., et al. Left ventricular heart failure and pulmonary hypertension. European Heart Journal. 37 (12), 942-954 (2016).
  3. Fayyaz, A. U., et al. Global Pulmonary vascular remodeling in pulmonary hypertension associated with heart failure and preserved or reduced ejection fraction. Circulation. 137 (17), 1796-1810 (2018).
  4. Hunt, J. M., et al. Pulmonary veins in the normal lung and pulmonary hypertension due to left heart disease. The American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (10), 725-736 (2013).
  5. Bursi, F., et al. Pulmonary pressures and death in heart failure: A community study. Journal of the American College of Cardiology. 59 (3), 222-231 (2012).
  6. Ryan, J. J., et al. Right ventricular adaptation and failure in pulmonary arterial hypertension. Canadian Journal of Cardiology. 31 (4), 391-406 (2015).
  7. Miller, W. L., Mahoney, D. W., Enriquez-Sarano, M. Quantitative Doppler-echocardiographic imaging and clinical outcomes with left ventricular systolic dysfunction: Independent effect of pulmonary hypertension. Circulation: Cardiovascular Imaging. 7 (2), 330-336 (2014).
  8. Kjaergaard, J., et al. Prognostic importance of pulmonary hypertension in patients with heart failure. The American Journal of Cardiology. 99 (8), 1146-1150 (2007).
  9. Shah, R., et al. Pulmonary hypertension after heart transplantation in patients bridged with the total artificial heart. ASAIO Journal. 62 (1), 69-73 (2016).
  10. Tracy, G. P., Proctor, M. S., Hizny, C. S. Reversibility of pulmonary artery hypertension in aortic stenosis after aortic valve replacement. The Annals of Thoracic Surgery. 50 (1), 89-93 (1990).
  11. Lindelow, B., Andersson, B., Waagstein, F., Bergh, C. H. High and low pulmonary vascular resistance in heart transplant candidates. A 5-year follow-up after heart transplantation shows continuous reduction in resistance and no difference in complication rate. European Heart Journal. 20 (2), 148-156 (1999).
  12. Martin, J., et al. Implantable left ventricular assist device for treatment of pulmonary hypertension in candidates for orthotopic heart transplantation-a preliminary study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 25 (6), 971-977 (2004).
  13. Gallagher, R. C., et al. Univentricular support results in reduction of pulmonary resistance and improved right ventricular function. ASAIO Transactions. 37 (3), 287-288 (1991).
  14. Beyersdorf, F., Schlensak, C., Berchtold-Herz, M., Trummer, G. Regression of "fixed" pulmonary vascular resistance in heart transplant candidates after unloading with ventricular assist devices. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 140 (4), 747-749 (2010).
  15. Hoffmann, J., et al. Mast cells promote lung vascular remodelling in pulmonary hypertension. European Respiratory Journal. 37 (6), 1400-1410 (2011).
  16. Litwin, S. E., et al. Serial echocardiographic-Doppler assessment of left ventricular geometry and function in rats with pressure-overload hypertrophy. Chronic angiotensin-converting enzyme inhibition attenuates the transition to heart failure. Circulation. 91 (10), 2642-2654 (1995).
  17. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  18. de Montgolfier, O., et al. High Systolic blood pressure induces cerebral microvascular endothelial dysfunction, neurovascular unit damage, and cognitive decline in mice. Hypertension. 73 (1), 217-228 (2019).
  19. Breitling, S., Ravindran, K., Goldenberg, N. M., Kuebler, W. M. The pathophysiology of pulmonary hypertension in left heart disease. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 309 (9), 924-941 (2015).
  20. Ranchoux, B., et al. Metabolic syndrome exacerbates pulmonary hypertension due to left heart disease. Circulation Research. 125 (4), 449-466 (2019).
  21. Zhang, H., Huang, W., Liu, H., Zheng, Y., Liao, L. Mechanical stretching of pulmonary vein stimulates matrix metalloproteinase-9 and transforming growth factor-beta1 through stretch-activated channel/MAPK pathways in pulmonary hypertension due to left heart disease model rats. PLoS One. 15, 0235824 (2020).
  22. Yin, J., et al. Sildenafil preserves lung endothelial function and prevents pulmonary vascular remodeling in a rat model of diastolic heart failure. Circulation: Heart Failure. 4 (2), 198-206 (2011).
  23. Yin, N., et al. Inhaled nitric oxide versus aerosolized iloprost for the treatment of pulmonary hypertension with left heart disease. Critical Care Medicine. 37 (3), 980-986 (2009).
  24. Breitling, S., et al. The mast cell-B cell axis in lung vascular remodeling and pulmonary hypertension. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (5), 710-721 (2017).
  25. Kerem, A., et al. Lung endothelial dysfunction in congestive heart failure: Role of impaired Ca2+ signaling and cytoskeletal reorganization. Circulation Research. 106 (6), 1103-1116 (2010).
  26. Goncalves-Rodrigues, P., Miranda-Silva, D., Leite-Moreira, A. F., Falcao-Pires, I. Studying left ventricular reverse remodeling by aortic debanding in rodents. Journal of Visualized Experiments. (173), e60036 (2021).
  27. Miranda-Silva, D., et al. Characterization of biventricular alterations in myocardial (reverse) remodelling in aortic banding-induced chronic pressure overload. Scientific Reports. 9, 2956 (2019).
  28. Chou, S. H., et al. The effects of debanding on the lung expression of ET-1, eNOS, and cGMP in rats with left ventricular pressure overload. Experimental Biology and Medicine. 231 (6), 954-959 (2006).
  29. Hentschel, T., et al. Inhalation of the phosphodiesterase-3 inhibitor milrinone attenuates pulmonary hypertension in a rat model of congestive heart failure. Anesthesiology. 106 (1), 124-131 (2007).
  30. Gs, A. K., Raj, B., Santhosh, K. S., Sanjay, G., Kartha, C. C. Ascending aortic constriction in rats for creation of pressure overload cardiac hypertrophy model. Journal of Visualized Experiments. (88), e50983 (2014).
  31. Angermann, C. E., Ertl, G. Natriuretic peptides--new diagnostic markers in heart disease. Herz. 29 (6), 609-617 (2004).
  32. Ordodi, V. L., Paunescu, V., Mic, F. A. Optimal access to the rat heart by transverse bilateral thoracotomy with double ligature of the internal thoracic arteries. American Association for Laboratory Animal Science. 47 (5), 44-46 (2008).
  33. Fay, D. S., Gerow, K. A biologist's guide to statistical thinking and analysis. WormBook. , 1-54 (2013).
  34. Etz, C. D., et al. Medically refractory pulmonary hypertension: treatment with nonpulsatile left ventricular assist devices. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (5), 1697-1705 (2007).
  35. Mikus, E., et al. Reversibility of fixed pulmonary hypertension in left ventricular assist device support recipients. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 40 (4), 971-977 (2011).
  36. Zelt, J. G. E., Chaudhary, K. R., Cadete, V. J., Mielniczuk, L. M., Stewart, D. J. Medical therapy for heart failure associated with pulmonary hypertension. Circulation Research. 124 (11), 1551-1567 (2019).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

181

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены