JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом протоколе представлен синтез циклических пептидов путем бисалкилирования между цистеином и метионином и легкой тиол-инной реакции, вызванной центром пропаргилсульфония.

Аннотация

В последние годы циклические пептиды привлекают все большее внимание в области открытия лекарств благодаря своей отличной биологической активности, и, как следствие, в настоящее время они используются клинически. Поэтому крайне важно искать эффективные стратегии синтеза циклических пептидов для содействия их применению в области открытия лекарств. В данной работе представлен подробный протокол эффективного синтеза циклических пептидов с использованием смоляного или внутримолекулярного (межмолекулярного) бисалкилирования. Используя этот протокол, линейные пептиды синтезировали с использованием синтеза твердофазных пептидов с цистеином (Cys) и метионином (Met), соединенными одновременно на смоле. Кроме того, циклические пептиды синтезировали путем бисалкилирования между Met и Cys с использованием перестраиваемого троса и сульфония на тросе. Весь синтетический путь можно разделить на три основных процесса: депротекция Cys на смоле, соединение линкера и циклизация между Cys и Met в растворе расщепления трифторуксусной кислоты (TFA). Кроме того, вдохновленная реакционной способностью сульфония центра, пропаргильная группа была присоединена к Met, чтобы вызвать добавление тиол-айна и сформировать циклический пептид. После этого сырые пептиды сушили и растворяли в ацетонитриле, отделяли, а затем очищали высокоэффективной жидкостной хроматографией (ВЭЖХ). Молекулярная масса циклического пептида была подтверждена жидкостной хроматографией-масс-спектрометрией (LC-MS), а стабильность комбинации циклического пептида с восстановителем дополнительно подтверждена с помощью ВЭЖХ. Кроме того, химический сдвиг в циклическом пептиде анализировали по спектрам ядерного магнитного резонанса 1H (1H ЯМР). В целом, этот протокол был направлен на создание эффективной стратегии синтеза циклических пептидов.

Введение

Белково-белковые взаимодействия (ИПП)1 играют ключевую роль в исследованиях и разработках лекарственных средств. Построение стабилизированных пептидов с фиксированной конформацией химическим путем является одним из важнейших методов разработки миметических мотивов ИПП2. На сегодняшний день несколько циклических пептидов, нацеленных на ИПП, были разработаны для клинического применения3. Большинство пептидов ограничены конформацией α спирали, чтобы уменьшить конформационную энтропию и улучшить метаболическую стабильность, сродство связывания целей и проницаемость клеток 4,5. За последние 2 десятилетия боковые цепи Cys 6,7, лизина 8,9, триптофана10, аргинина11 и Met 12,13 были вставлены в неестественные аминокислоты, чтобы зафиксировать пептид в циклической конформации. Такие циклические пептиды могут нацеливаться на уникальное химическое пространство или специальные участки, тем самым запуская ковалентную реакцию с образованием белка-пептидного ковалентного связывания 14,15,16,17. В недавнем докладе Yu et al. хлорацетамид был закреплен на домене пептидных лигандов, обеспечивая реакцию ковалентной конъюгации с отличной специфичностью белка18. Кроме того, электрофильные боеголовки, такие как акриламид и арилсульфонилфторид (ArSO2F), были дополнительно включены в пептиды Валенским и др.19 для формирования стабилизированных пептидных ковалентных ингибиторов и улучшения противоопухолевого действия пептидных ингибиторов. Поэтому очень важно ввести дополнительную функциональную группу, чтобы ковалентно модифицировать белково-пептидные лиганды20. Эти группы не только вступают в реакцию с белками на боковой цепи, но и стабилизируют вторичную структуру пептида21. Однако применение ковалентно модифицированных белков, индуцированных пептидными лигандами, ограничено из-за сложного синтетического пути и неспецифического связывания химических групп22,23. Поэтому срочно необходимы эффективные стратегии синтеза циклических пептидов.

Вдохновленный разнообразными стратегиями циклических пептидов 2,24,25,26, этот протокол пытается разработать простой и эффективный метод стабилизации пептидов. Кроме того, мы отметили, что группа боковых цепей стабильного пептида может ковалентно реагировать с белком-мишенью, когда он находится пространственно близко к пептидным лигандам. Отсутствие химически модифицированного Met было восполнено группой Деминга в 2013 году путем разработки нового метода получения селективно модифицированного пептида метионина27. Основываясь на этом фоне, Shi et al. сосредоточились на разработке кольцевого замыкания боковых цепей с образованием центра соли сульфония. Когда пептидный лиганд соединяется с целевым белком, группа солей сульфония реагирует ковалентно с пространственно близким белком Cys. В последние годы Shi et al. разработали новый метод стабилизации циклического пептида28. Соль сульфония на циклическом пептиде восстанавливали восстановителем с сульфгидрильной группой, которая обратимо восстанавливалась до Met. Однако реакция имела низкую эффективность, что было вредно для последующих исследований биологического применения. В текущем исследовании была разработана реакция закрытия кольца Met-Cys и пропаргилбромид-Cys, при этом одна соль сульфония осталась на боковой цепи циклического пептида. Соль сульфония действовала как новая боеголовка, которая ковалентно реагировала с белком Cys при пространственной близости. Вкратце, мутировавший пептид Cys and Met был циклизирован внутримолекулярным алкилированием, что привело к образованию центра сульфония на тросе. В этом процессе формирование бокового цепного моста имело решающее значение для циклических пептидов. В целом, этот протокол описывает подробную циклизацию пептидов на основе сульфония, которая достигается с использованием простых условий реакции и операций. Цель состоит в том, чтобы разработать потенциальный метод для дальнейшего широкого биологического применения.

протокол

1. Подготовка оборудования

ВНИМАНИЕ: Морфолин, N,N-диметилформамид (DMF), дихлорметан (DCM), N,N-диизопропилэтиламин (DIPEA), TFA, морфолин, пиперидин, диэтиловый эфир и метанол являются токсичными, летучими и коррозионными. Эти реагенты могут нанести вред человеческому организму при вдыхании, проглатывании или контакте с кожей. Для всех химических экспериментов используйте защитное снаряжение, включая одноразовые перчатки, экспериментальные пальто и защитные очки.

  1. Построить все пептидные субстраты на ринк-амидной 4-метилбензгидриламиновой (MBHA) смоле стандартным ручным твердофазным синтезом пептидов на основе Fmoc (SPPS)29, как показано на рисунке 1.
  2. Используют любой из двух вариантов построения линейных пептидов: во-первых, синтезировать пептид с использованием конденсатора 2-(7-азабензотриазол-1-ил)-N,N,N',N'-тетраметилурония гексафторфосфата (HATU) и реагента DIPEA; или два, синтезировать с использованием 1-гидроксибензотриазола (HOBT) и N,N'-диизопропилкарбодиимида (ДВС-синдрома) в качестве реагента амидной конденсации. Выбрать подходящий протокол синтеза пептидов в соответствии с последовательностью пептида.
  3. Для установки ручного устройства синтеза пептидов установите модифицированное вакуумное твердофазное экстракционное оборудование в вытяжной вытяжке и соедините его с трехсторонним запорным краном. Затем поместите полипропиленовый фильтрующий картридж или стеклянный реактор на оборудование при подключении к газу азота (N2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для модификации вакуумно-твердофазного экстракционного оборудования снимите экстракционную трубку и сохраните вакуумно-герметичную систему.
  4. Загрузите смолу MBHA в заполненные смолой колонны и растворите ее в DMF. Отрегулируйте переключатель трехходовых запорных кранов для пузырьков N2 , а затем удалите растворитель в колонне с помощью рабочего насоса, подключенного к вакуумной системе. Рассчитайте необходимое количество аминокислоты или конденсирующего агента, используя следующую формулу:
    Аминокислота (g) и конденсирующий агент (g) = смоляная шкала (g) × нагрузочная способность смолы (мМ/г) × эквивалент (5 экв) × молекулярная масса (г/м)
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выберите количество загруженной смолы в соответствии с длиной пептида связи. Множественные эквиваленты (экв) аминокислот используются для более полной реакции. Жидкие растворители должны быть преобразованы в объем по плотности. 5 эквалайзер показывает, что входная величина вычисляемого соединения усиливается в пять раз.

2. Подготовка смолы

ПРИМЕЧАНИЕ: Выберите количество загруженной смолы в соответствии с длиной пептида связи.

  1. Взвесьте 302 мг катковой амидной смолы MBHA (загружено 0,331 мМ/г) в колонну (резервуар 20 мл). Добавьте 5-10 мл DCM или DMF в колонку, чтобы набухать смолу подN2 , пузырящуюся в течение 30 мин.
  2. Затем закройте переключатель N2 , а затем включите всасывающий переключатель вакуумного насоса, чтобы удалить растворитель. Затем промыть смолы последовательно DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) 5x.

3. N-терминал fmoc дезащита

ПРИМЕЧАНИЕ: Депротекция морфолином требует 30 мин, а депротекция пиперидином занимает 5 мин.

  1. Готовят N-концевой 9-фторенилметилоксикарбонил (Fmoc) депротекторный раствор: готовят достаточный объем (500 мл) 20% (v/v) пиперидина или 50% (v/v) морфолина в DMF в стеклянной емкости для депротекции группы Fmoc.
  2. Добавьте 10 мл депротекторного раствора в столб, взбейтеN2 в раствор в течение 30 мин или 5 мин 2x и повторите процедуры дезащиты 2x.
  3. Слейте раствор вакуумным насосом и последовательно промывайте смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) 5x.
  4. Обнаруживайте смолу в виде раствора темно-желтого цвета 5% нингидрином (тест Кайзера) после каждой депротекции, чтобы подтвердить отсутствие группы Fmoc до стадии соединения. В деталях добавляют 1 мл DMF к небольшому количеству смолы и добавляют 200 мкл 5% нингидрина в стеклянную трубку, нагретую при 130 °C в течение 3 мин, чтобы оценить изменения цвета смолы.
  5. Слейте раствор вакуумным насосом и последовательно промывайте смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) 5x.

4. Соединение линейного пептида (рисунок 2)

ПРИМЕЧАНИЕ: Когда синтетические пептидные последовательности содержат две или более повторяющихся единиц, процедуру соединения можно непосредственно проводить путем выбора типа аминокислоты, такой как Fmoc-AA-OH или Fmoc-AAA-OH, и так далее. Некоторые специальные аминокислоты со стериновой помехой и пептиды с более длинными аминокислотными последовательностями необходимы для правильного продления времени реакции для соединения.

  1. Для одной стадии соединения возьмем в качестве примера соединение остатка Cys (синтезируйте 300 мг смоляных чешуек). Приготовьте смесь раствора, включающего Fmoc-Cys(Trt)-OH (5 экв, 292 мг) и HATU (5 экв, 206 мг) или Fmoc-Cys(Trt)-OH (5 экв, 292 мг) и HOBT (5 экв, 106 мг) в полипропиленовой трубке и растворите ее в 3 мл ДМФ.
  2. Добавьте 173 мкл DIPEA (10 экв) или 154 мкл ДВС-синдрома (10 экв.) к раствору Cys для активации аминокислоты. Дайте смеси предварительно активироваться в течение 1 мин. Добавьте смесь в столб со смолой и взбейте ееN2 в течение 2 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Требуемое удельное время реакции должно быть стандартизировано для обнаружения 5% нингидрина.
  3. После соединения добавляют 1 мл DMF к небольшому количеству смолы и добавляют 200 мкл 5% нингидрина в стеклянную трубку, нагретую при 130 °C в течение 3 мин. Наблюдайте за изменением смолы на бесцветную, чтобы подтвердить отсутствие свободной аминогруппы до стадии депротекции.
  4. Слейте раствор с помощью вакуумного насоса и последовательно промывайте смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) 5x.
  5. Добавить 10 мл депротекторного раствора в колонку, взбиваемN2 в течение 30 мин или 5 мин 2x, добавить свежий раствор и повторить процедуры дезащиты 2x.
  6. Повторите следующие шаги: снятие защиты с группы Fmoc; обнаружение депротекции смолы; промывка смолы; соединение аминокислоты; обнаружение реакции связи. Повторяйте этап соединения до тех пор, пока не будут синтезированы все пептиды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте тест Кайзера, чтобы контролировать, завершен ли каждый этап депротекции или каждый этап соединения аминокислот является тщательным. Альтернативно, небольшое количество пептида может быть отделено от смолы и проверено LC-MS для успешного соединения.

5. Бисалкилирование между Met и Cys (рисунок 3)

  1. Постройте линейный пептид с помощью Met и Cys, повторив шаги 4.1-4.6. Добавьте 10 мл безводного метанола в колонку со смолой для обезвоживания и высушитеN2 для следующего использования (повторите 2x) после линейной пептидной связи.
  2. Взвесьте 100 мг смолы, полученной на предыдущем этапе, в колонну (резервуар 20 мл) и промыть смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) перед этапом соединения.
  3. Подготовьте раствор для удаления группы защиты Cys trt(trityl). Приготовьте достаточный объем (100 мл) смеси TFA/TIS/DCM (3:5:92) в стеклянной таре для удаления защитной группы.
  4. Добавить 5-10 мл раствора TFA/TIS/DCM (3:5:92) в колонку для удаления группы защиты на 10 мин. Повторите шесть раз с пузырькамиN2 до полного исчезновения желтого цвета.
  5. Слейте раствор вакуумным насосом и последовательно промывайте смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) 5x.
  6. Приготовьте раствор для реакции с незащищенным Cys. Приготовьте достаточный объем (50 мл) смеси раствора (DMF), включая дигалогенированный линкер (2 экв) и DIPEA (4 экв) для взаимодействия с незащищенным Cys.
  7. Добавляют 5-10 мл реакционного раствора в колонку для реакции с незащищенным Cys в течение не менее 3 ч с пузырькамиN2 . Обезвоживать безводным метанолом и сушитьN2 для следующего использования.
  8. Слейте раствор вакуумным насосом и последовательно промывайте смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) 5x.
  9. Подготовьте раствор для пептидной циклизации: приготовьте достаточный объем (20 мл) смеси TFA (TFA:TIS:H2O = 95:2.5:2.5) в стеклянной емкости в вытяжном шкафу для пептидной циклизации.
  10. Добавьте 5-10 мл раствора смеси TFA в полипропиленовую трубку и расщепляйте смолу под коктейлем TFA в течение 3 ч.
    ВНИМАНИЕ: TFA обладает высокой коррозионной и раздражающей способностью; процесс расщепления пептидов должен осуществляться в вытяжном шкафу.
  11. Выполните шаги 7.1-7.5 для получения линейного пептидного раствора методом обратнофазной жидкофазной очистки (ВЭЖХ). Сублимационная сушка раствора для следующего использования.

6. Циклизация соли пропаргилсульфония (рисунок 4)

  1. Постройте линейный пептид с помощью Met и Cys, повторив шаги 4.1-4.6. Добавьте 10 мл безводного метанола в колонку со смолой для обезвоживания и высушитеN2 для следующего использования (повторите дважды) после линейной пептидной связи.
  2. Взвесьте 100 мг смолы, полученной на предыдущем этапе, в колонну (резервуар 20 мл) и промыть смолу DCM (5-10 мл) и DMF (5-10 мл) перед этапом соединения.
  3. Выполните шаги 7.1-7.5 для получения линейного пептидного раствора методом ВЭЖХ и лиофилизируйте образец, как уже упоминалось, для следующего использования.
  4. Готовят 1% водный раствор HCOOH (в объеме) и 1,0 мМ пропаргилбромида (5 экв) и добавляют в раствор пептида Met (0,2 мМ, 1 экв; 0,2 мл MeCN/H2O[1:1, v/v]).
  5. Далее встряхивают реакцию соединения Мет и пропаргилбромида при комнатной температуре в течение 12 ч.
  6. После реакции растворяют продукт в полипропиленовой трубке в ацетонитриле и фильтруют его через мембрану 0,22 мкмфильтра. Затем немедленно очистите раствор обратнофазной ВЭЖХ и высушите его в порошок для следующего использования.
  7. На последней стадии добавляют пептид с пропаргилбромидом в полипропиленовую трубку, поддерживают рН реакционного раствора на уровне 8,0 путем добавления (NH4)2раствора CO3 и встряхивают реакционную смесь при 37°С в течение 12 ч. На этом этапе получается циклический пептид соли пропаргилсульфония.
  8. Соберите последнюю реакционную смесь: растворите ее в полипропиленовой трубке в ацетонитриле и отфильтруйте через фильтрующую мембрану 0,22 мкм. Затем немедленно очистите раствор обратнофазной ВЭЖХ и высушите его в порошок для следующего использования.

7. Очистка циклических пептидов

  1. Построение линейных пептидных субстратов на ринк-амидной смоле MBHA путем повторения шагов 4.1-4.6. Добавьте 10 мл безводного метанола в колонку со смолой для обезвоживания и высушитеN2 для следующего использования (повторите дважды) после линейной пептидной связи.
  2. Приготовьте достаточный объем коктейля с расщеплением (TFA/H2O/TIS, v/v/v, 95:2.5:2.5) в вытяжном шкафу. Добавьте 1-5 мл раствора смеси TFA в полипропиленовую трубку и расщепляйте смолу под коктейлем TFA в течение 3 ч.
  3. Далее последовательно сушат смолу под паромN2 в колонне. Альтернативно, используют фильтрующее устройство для фильтрации смолы и сбора пептидного раствора. Затем добавляют 20 мл эфира в пептидный раствор для осаждения пептида, центрифугируют при 3 500 х г в течение 5 мин и повторяют дважды. Соберите сырой пептидный осадок и высушите его под потокомN2 для следующего шага.
  4. Растворите 200 мг сырого пептида в полипропиленовой трубке в 4 мл ацетонитрильно-водного раствора и процедите его через фильтр 0,22 мкм. Переведите пептид во флакон вегетарного флакона. Поместите вставку в автопробоотборник полупрепаратативной системы ВЭЖХ с обратной фазой, оснащенной колонной C18 5 мкм, 4,6 мм x 250 мм и петлей впрыска 1 мл.
  5. Очистите и изолируйте пептид с помощью градиентной программы 5%-95% ацетонитрила в воде с 0,1% TFA в течение 30 мин при мониторинге спектров ВЭЖХ с использованием УФ при 254 нм. Подтвердите молекулярную массу пептида LC-MS, соберите раствор пептида и высушите его в порошок для следующего использования.

Результаты

Все линейные пептиды синтезировали на ринк-амидной смоле MBHA стандартным ручным твердофазным синтезом Fmoc. Была построена модель циклического гексапептида (Ac (цикло-I)-WMAAAC-NH2), как описано на рисунке 5А. Примечательно, что новый хиральный центр на тросе был сгенериров?...

Обсуждение

Синтетический подход, описанный в данной работе, обеспечивает способ синтеза циклических пептидов с использованием Cys и Met в пептидной последовательности, в котором основные линейные пептиды конструируются обычными твердофазными методами синтеза пептидов. Для бисалкилирования цикли...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы выражаем финансовую поддержку со стороны Национальной ключевой программы исследований и разработок Китая (2021YFC2103900); гранты Фонда естественных наук Китая (21778009 и 21977010); Фонд естественных наук провинции Гуандун (2022A1515010996 и 2020A1515010521): Комитет по инновациям в области науки и техники Шэньчжэня (RCJC20200714114433053, JCYJ201805081522131455 и JCYJ20200109140406047); и грант Шэньчжэньско-Гонконгского института науки о мозге-Шэньчжэньские институты фундаментальных исследований (2019SHIBS0004). Авторы признают поддержку журнала от Chemical Science, Королевского химического общества для ссылки 30 и The Journal of Organic Chemistry, Американского химического общества, для ссылки 31.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1,3-bis(bromomethyl)-benzenEnergyD0215
1,3-Dimethylbarbituric acidEnergyA46873
1H NMR and HSQCBruker AVANCE-III 400
1-Hydroxybenzotriazole hydrateEnergyE020543
2-(7-azabenzotriazol-1-yl)-N,N,N',N'-tetramethyluronium hexafluorophosphate (HATU)EnergyA1797
2-mercaptopyridineEnergyY31130
6-Aminocaproic acidEnergyA010678
Acetic anhydrideEnergyA01021454
AcetonitrileAldrich9758
Ammonium carbonateEnergy12980
Dichloromethane (DCM)EnergyW330229
Digital Heating Cooling Drybath Thermo Scientific88880029
Diisopropylethylamine (DIPEA)EnergyW320014
Dimethyl formamide (DMF)EnergyB020051
DithiothreitolEnergyA10027
Electrospray Ionization MassSHIMADZU2020 LC-MS2020
Fmoc-Ala-OHNanjing Peptide Biotech LtdR30101
Fmoc-Arg(Pbf)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR30201
Fmoc-Cys(Trt)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR30501
Fmoc-Gln(Trt)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR30601
Fmoc-Glu(OtBu)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR30701
Fmoc-His(Boc)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR30902
Fmoc-Ile-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31001
Fmoc-Lys(Boc)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31201
Fmoc-Met-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31301
Fmoc-Pro-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31501
Fmoc-Ser(tBu)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31601
Fmoc-Thr(tBu)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31701
Fmoc-Trp(Boc)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31801
Fmoc-Tyr(tBu)-OHNanjing Peptide Biotech LtdR31901
Fmoc-Val-OHNanjing Peptide Biotech LtdR32001
Formic acidEnergyW810042
High Performance Liquid
Chromatography		SHIMADZULC-2030
MethanolAldrich9758
MorpholineAldrichM109062
N,N'-DiisopropylcarbodiimideEnergyB010023
Ninhydrin ReagentEnergyN7285
Propargyl bromideEnergyW320293
Rink Amide MBHA resinNanjing Peptide Biotech Ltd.
Solid Phase Extraction (SPE) Sample Collection Plates Thermo Scientific60300-403
Tetrakis(triphenylphosphine) palladiumEnergyT1350
Three-way stopcocksBio-Rad7328107
TriethylamineEnergyB010737
Trifluoroacetic acid (TFA)J&K101398
Triisopropylsilane (TIS)EnergyT1533

Ссылки

  1. Arkin, M. R., Tang, Y. Y., Wells, J. A. Small-molecule inhibitors of protein-protein interactions: Progressing toward the reality. Chemistry Biology. 21 (9), 1102-1114 (2014).
  2. Shi, X. D., et al. Reversible stapling of unprotected peptides via chemoselective methionine bis-alkylation/dealkylation. Chemical Science. 9 (12), 3227-3232 (2018).
  3. Muttenthaler, M., King, G. F., Adams, D. J., Alewood, P. F. Trends in peptide drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (4), 309-325 (2021).
  4. White, C. J., Yudin, A. K. Contemporary strategies for peptide macrocyclization. Nature Chemistry. 3 (7), 509-524 (2011).
  5. Victoria, G. G., Reddy, S. R. Recent advances in the synthesis of organic chloramines and their insights into health care. New Journal of Chemistry. 45, 8386-8408 (2021).
  6. Kim, J. I., et al. Conformation and stereoselective reduction of hapten side chains in the antibody combining site. Journal of the American Chemical Society. 113 (24), 9392-9394 (1991).
  7. Waddington, M. A., et al. An organometallic strategy for cysteine borylation. Journal of the American Chemical Society. 143 (23), 8661-8668 (2021).
  8. Luong, H. X., Bui, H. T. P., Tung, T. T. Application of the all-hydrocarbon stapling technique in the design of membrane-active peptides. Journal of Medicinal Chemistry. 65 (4), 3026-3045 (2022).
  9. Góngora-Benítez, M., Tulla-Puche, J., Albericio, F. Multifaceted roles of disulfide bonds. peptides as therapeutics. Chemical Reviews. 114 (2), 901-926 (2014).
  10. Li, B., et al. Cooperative stapling of native peptides at lysine and tyrosine or arginine with formaldehyde. Angewandte Chemie International Edition. 60 (12), 6646-6652 (2021).
  11. Blaum, B. S., et al. Lysine and arginine side chains in glycosaminoglycan-protein complexes investigated by NMR, cross-Linking, and mass spectrometry: a case study of the factor h-heparin Interaction. Journal of the American Chemical Society. 132 (18), 6374-6381 (2010).
  12. Petitdemange, R., et al. Selective tuning of elastin-like polypeptide properties via methionine oxidation. Biomacromolecules. 18 (2), 544-550 (2016).
  13. Kadlcik, V., et al. Reductive modification of a methionine residue in the amyloid-beta peptide. Angewandte Chemie International Edition. 45 (16), 259 (2006).
  14. Reguera, L., Rivera, D. G. Multicomponent reaction toolbox for peptide macrocyclization and stapling. Chemical Reviews. 119 (17), 9836-9860 (2019).
  15. Reddy, C. B. R., et al. Antiviral activity of 3-(1-chloropiperidin-4-yl)-6-fluoro benzisoxazole 2 against white spot syndrome virus in freshwater crab, Paratelphusa hydrodomous. Aquaculture Research. 47 (8), 2677-2681 (2015).
  16. Embaby, A. M., Schoffelen, S., Kofoed, C., Meldal, M., Diness, F. Rational tuning of fluorobenzene probes for cysteine-selective protein modification. Angewandte Chemie International Edition. 57 (27), 8022-8026 (2018).
  17. Jiang, H. F., Chen, W. J., Wang, J., Zhang, R. S. Selective N-terminal modification of peptides and proteins: recent progresses and applications. Chinese Chemical Letters. 33 (1), 80-88 (2022).
  18. Yu, Y., et al. PDZ-reactive peptide activates ephrin-B reverse signaling and inhibits neuronal chemotaxis. ACS Chemical Biology. 11 (1), 149-158 (2016).
  19. Huhn, A. J., Guerra, R. M., Harvey, E. P., Bird, G. H., Walensky, L. D. Selective covalent targeting of anti-apoptotic BFL-1 by cysteine-reactive stapled peptide inhibitors. Cell Chemical Biology. 23 (9), 1123-1134 (2016).
  20. Chow, H. Y., Zhang, Y., Matheson, E., Li, X. C. Ligation technologies for the synthesis of cyclic peptides. Chemical Reviews. 119 (17), 9971-10001 (2019).
  21. Zhang, H. Y., Chen, S. Y. Cyclic peptide drugs approved in the last two decades (2001-2021). RSC Chemical Biology. 3 (1), 18-31 (2021).
  22. Lee, Y. J., Han, S. H., Lim, Y. B. Simultaneous stabilization and multimerization of a peptide alpha-helix by stapling polymerization. Macromolecular Rapid Communications. 37 (13), 1021-1026 (2016).
  23. Karthikeyan, K., et al. Anti-viral activity of methyl 1-chloro-7-methyl-2-propyl-1h-benzo[d] imidazole-5-carboxylate against white spot syndrome virus in freshwater crab (Paratelphusa hydrodromous). Aquaculture International. 30, 989-998 (2022).
  24. Zhao, H., et al. Crosslinked aspartic acids as helix-nucleating templates. Angewandte Chemie International Edition. 55 (39), 12088-12093 (2016).
  25. Hu, K., et al. An in-tether chiral center modulates the helicity, cell permeability, and target binding affinity of a peptide. Angewandte Chemie International Edition. 55 (28), 8013-8017 (2016).
  26. Hu, K., Sun, C., Li, Z. Reversible and versatile on-tether modification of chiral-center-induced helical peptides. Bioconjugate Chemistry. 28 (7), 2001-2007 (2017).
  27. Kramer, J. R., Deming, T. J. Reversible chemoselective tagging and functionalization of methionine containing peptides. Chemical Communications. 49 (45), 5144-5146 (2013).
  28. Shi, X. D., et al. Reversible stapling of unprotected peptides via chemoselective methionine bisalkylation/dealkylation. Chemical Science. 9 (12), 3227-3232 (2018).
  29. Merrifield, B. Solid phase synthesis. Nobel lecture, 8 December 1984. Bioscience Reports. 5 (5), 353-376 (1985).
  30. Wang, D. Y., et al. A sulfonium tethered peptide ligand rapidly and selectively modifies protein cysteine in vicinity. Chemical Science. 10 (19), 4966-4972 (2019).
  31. Hou, Z. F., et al. A sulfonium triggered thiol-yne reaction for cysteine modification. The Journal of Organic Chemistry. 85 (3), 1698-1705 (2020).
  32. Reguera, L., Rivera, D. G. Multicomponent reaction toolbox for peptide macrocyclization and stapling. Chemical Reviews. 119 (17), 9836-9860 (2019).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

187

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены