АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мезенхимальные стволовые клетки из костного мозга челюсти играют важную роль в разнообразной дифференцировке, самообновлении и иммуномодуляции. Они стали важнейшим резервуаром клеток-предшественников в генной терапии, тканевой инженерии и регенеративной медицине. В этой статье мы представляем уникальный метод выделения мезенхимальных стволовых клеток костного мозга челюсти у крыс.

Аннотация

Мезенхимальные стволовые клетки костного мозга (BMMSC) представляют собой тип стволовых клеток с потенциалом многонаправленной дифференцировки. По сравнению с BMMSC, полученными из аппендикулярных костей, BMMSC, полученные из челюсти, обладают большей пролиферативной и остеогенной дифференцировочной способностью, постепенно становясь важными семенными клетками для восстановления дефектов челюсти. Тем не менее, нижняя челюсть имеет сложную костную структуру и менее губчатое содержимое, чем аппендикулярные кости. С помощью традиционных методов трудно получить большое количество высококачественных мезенхимальных стволовых клеток костного мозга, полученных из челюстного мозга. В этом исследовании представлен «нишевый подход к стволовости» для выделения и культивирования мезенхимальных стволовых клеток костного мозга (JBMMSC) челюсти крысы. Первичные JBMMSC крыс были выделены и культивированы с использованием метода адгезивного анализа всего костного мозга в сочетании с методом переваривания костного среза. Выделенные клетки были идентифицированы как JBMMSC с помощью наблюдения за морфологией клеток, обнаружения маркеров клеточной поверхности и индукции многонаправленной дифференцировки. Клетки, извлеченные этим методом, демонстрируют «фибробластоподобную» веретенообразную форму. Клетки длинные, веретенообразные и похожие на фибробласты. Анализ проточной цитометрии показывает, что эти клетки положительны на CD29, CD44 и CD90, но отрицательны на CD11b/c, CD34 и CD45, что соответствует характеристикам BMMSC. Клетки проявляют сильную пролиферативную способность и могут подвергаться остеогенной, адипогенной и хондрогенной дифференцировке. Это исследование обеспечивает эффективный и стабильный метод получения достаточного количества высококачественных JBMMSC с сильной дифференцировочной способностью за короткое время, что может способствовать дальнейшим исследованиям изучения биологических функций, регенеративной медицины и связанных с ними клинических приложений.

Введение

Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) были впервые обнаружены в костном мозге, которые показали способность образовывать адгезивные колонии в культуре и сильный остеогенный потенциал1. Питтингер и др.2 также обнаружили их потенциал многонаправленной дифференцировки в сторону костей, жира и хрящей. Несмотря на то, что все мезенхимальные стволовые клетки из разных источников обладают потенциалом для многонаправленной дифференцировки, мезенхимальные стволовые клетки костного мозга обладают самым сильным потенциалом хондрогенной дифференцировки по сравнению с мезенхимальными стволовыми клетками, полученными из других тканей, что делает их лучшими кандидатами для инженерии костной ткани3. Тем не менее, многие исследования доказали, что BMMSC различного происхождения обладают сайт-специфичными характеристиками и свойствами, такими как остеогенная дифференцировочная способность и клеточная пролиферативная активность 4,5. Это может быть связано с различными зародышевыми слоями между челюстью и аппендикулярными костями или гребнем подвздошной кости6.

Мезенхимальные стволовые клетки костного мозга челюсти (JBMMSC) происходят из клеток нервного гребня нейроэктодермы, в то время как BMMSC, полученные из бедренной кости, происходят из мезодермы7. По сравнению с BMMSC, полученными из длинных костей и подвздошного гребня, JBMMSC имеют более высокую скорость пролиферации, активность ЩФ и остеогенный потенциал8. Кроме того, эффект применения BMMSC в тканях и органах может варьироваться в зависимости от различных типов клеток и окружающей среды9. Восстановление дефектов челюсти в основном зависит от набора мезенхимальных стволовых клеток, полученных из челюсти. Таким образом, изучение JBMMSC может обеспечить экспериментальную основу для его клинического применения в инженерии костной ткани челюсти10. Тем не менее, фундаментальные исследования и клиническое применение в основном сосредоточены на BMMSC, полученных из аппендикулярных и аксиальных костей11. Исследования JBMMSC ограничены, и это может быть связано с низким содержанием губчатой кости в нижней челюсти и тем фактом, что челюсти крыс имеют еще меньшее содержание губчатой кости12. Таким образом, трудно отделить мезенхимальные стволовые клетки, полученные из кости челюсти, с помощью обычного метода промывки костного мозга, который обычно используется для выделения BMMSC из аппендикулярных костей или гребня подвздошной кости13. Основываясь на методах Hong et al.14 и Cheng et al.15, мы предположили, что комбинация плотного костного пищеварения и метода промывки костного мозга может эффективно изолировать JBMMSC крыс.

Это исследование направлено на создание эффективного метода выделения JBMMSC крыс и обеспечение достаточных источников затравочных клеток для инженерии костной ткани челюсти.

протокол

Протокол был одобрен Институциональным комитетом по этике животных Главного госпиталя НОАК Китая. Для эксперимента были использованы тринадцатинедельные самцы крыс Вистар. Подробная информация о животных, реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка к эксперименту

  1. Стерилизуйте все хирургические инструменты, включая офтальмологические ножницы, пинцет и костные наконечники, при высокой температуре и давлении.
  2. Подготовьте питательные среды заранее.
    1. Приготовьте полнорационную среду α-MEM, содержащую 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и 1% пенициллин-стрептомицина.
    2. Приготовьте 0,1% коллагеназу II типа в фосфатно-солевом буфере (PBS).
    3. Приготовьте 50 мл PBS с 1% пенициллин-стрептомицином в одноразовой стерильной центрифужной пробирке объемом 50 мл.

2. Выделение и выращивание крыс JBMMSC

  1. Изолируйте нижнюю челюсть крысы, выполнив следующие действия:
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для поддержания стерильности образца все металлические хирургические инструменты должны быть продезинфицированы при высокой температуре на пламени спиртовой лампы в течение не менее трех секунд перед использованием.
    1. Обезболить крысу 2% пентобарбиталом натрия (2 мл/кг) путем внутрибрюшинного введения.
    2. Принесите в жертву крысу, находящуюся под наркозом, из-за вывиха шейных позвонков (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами) после того, как частота дыхания уменьшится и мышцы полностью расслабятся.
    3. Погрузите крысу в 75% этанол на 30 минут, чтобы продезинфицировать ее, а затем переложите на ультрачистый стол.
    4. Поместите крысу на одноразовую стерильную салфетку или в стерильный контейнер и держите ее в лежачем положении.
    5. Разрежьте и отделите кожу и мышцу от уголка до сустава вдоль ветви, а затем отделите мыщелок от суставной ямки, разрезав диск височно-нижнечелюстного сустава и двусторонние периферические связки горизонтально офтальмологическими ножницами.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Определите положение височно-нижнечелюстного сустава, двигая нижней челюстью и наблюдая за положением мыщелка снаружи.
    6. Разрежьте и отделите мышцы и соединительные ткани боковой нижней челюсти с помощью ножниц от вестибулярной борозды на щечной стороне нижних резцов с левой и правой стороны.
    7. Разрежьте язычные мышцы нижней челюсти от уздечки языка до задней области нижней челюсти.
    8. Удалите нижнюю челюсть из черепа.
    9. Разделите нижнюю челюсть на половины, разрезав офтальмологическими ножницами симфиз между нижними резцами.
    10. Удалите оставшиеся прикрепленные мышцы, фасцию и другие мягкие ткани на нижней челюсти осторожно с помощью офтальмологических ножниц и щипцов.
  2. Изолируйте JBMMSC.
    1. Поместите клюв ронжера на стыке резцов и мезиальной части первого моляра, обрежьте соединение между нижними резцами и нижней челюстью с ронжером, а нижние резцы извлеките полностью.
    2. Удалите все коренные зубы с помощью костного ронжера.
    3. Удалите ветвь нижней челюсти с помощью костного ронжера и обнажите полость костного мозга, отделив центральную часть нижней челюсти по дистальному краю последнего моляра16.
    4. Отсасывайте α-MEM полную среду одноразовым стерильным шприцем объемом 1 мл. Введите иглу в полость костного мозга и многократно промойте костный мозг в чашку для посева полной средой α-MEM до тех пор, пока кость не станет белой.
    5. Соберите раствор для промывки костного мозга в центрифужную пробирку объемом 15 мл и центрифугируйте его при давлении 800 x g в течение 3 минут при комнатной температуре.
    6. Выбросьте надосадочную жидкость с помощью пипетки, повторно суспендируйте клетки 10 мл полной среды α-MEM и поместите их в новую чашку для культивирования диаметром 10 см.
    7. Разделите промытую нижнюю челюсть на 1-3 мм³ костных ломтиков с помощью ронжера и переварите их с 3 мл 0,1% коллагеназы II типа в течение 90 минут в шейкере со скоростью 200 об/мин при температуре 37 °C.
    8. Центрифугируйте переваренную нижнюю челюсть при концентрации 800 х г в течение 3 минут при комнатной температуре и выбросьте надосадочную жидкость.
    9. Культивируйте собранные клетки и переваренные срезы костей в полной среде α-MEM при температуре 37 °C в инкубаторе с 5% содержаниемCO2 .
    10. Через 72 ч замените половину питательной среды свежей средой, а затем полностью меняйте ее каждые 2 дня.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не перемещайте чашку для культуры в течение первых трех дней.
    11. Пройдите адгезивные клетки в соотношении 1:2, когда они достигнут 80%-90% конфлюенции. Удаляют срезы костей во время второй субкультуры. Для экспериментов используйте клетки поколений P2 или P3.

3. Проточная цитометрия для идентификации маркеров клеточной поверхности

  1. Ресуспендируйте JBMMSC поколения P2 в буфере проточной цитометрии. Подсчитайте клетки с помощью автоматического счетчика клеток и отрегулируйте концентрацию до 3 × 106 клеток/мл.
  2. Добавьте 100 мкл клеточной суспензии и 2 мкл моноклональных антител (CD11b/c, CD29, CD34, CD44, CD45 и CD90) в каждую микроцентрифужную пробирку. Выдерживать 30 мин при 4 °C17,18.
  3. Дважды промойте образец 200 μл буфера для проточной цитометрии и центрифугируйте его в течение 5 минут при 250 x g при комнатной температуре. Удалите надосадочную жидкость.
  4. Добавьте в каждую пробирку 100 мкл буфера для проточной цитометрии и 2 мкл флуоресцентного вторичного антитела, меченного ПЭ. Выдерживать при температуре 4 °C в течение 30 минут.
  5. Повторите шаг 3.3.
  6. Ресуспендируйте JBMMSC в 300-500 мкл буфера для проточной цитометрии на пробирку.
  7. Проведите проточный цитометрический анализ с помощью проточного цитометра.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте гомологичные антитела в качестве отрицательного контроля для устранения фонового окрашивания, вызванного неспецифической комбинацией антител.

4. Определение пролиферации клеток

  1. Засейте JBMMSC поколения Р3 в 96-луночный планшет с плотностью 5 × 10 по3 ячейки в лунку.
  2. Добавьте по 10 мкл раствора CCK-8 в каждую лунку.
  3. Поместите 96-луночный планшет в инкубатор на 2 ч и измерьте абсорбцию (значение OD при 450 нм) с помощью считывателя микропланшетов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выполняйте тест в одно и то же время каждый день в течение семи дней подряд.

5. Способность к образованию колоний

  1. Высейте 1000 JBMMSC из прохода 3 в 10 см посуду для культивирования и культивирования при 37 °C с 5%CO2.
  2. Меняйте питательную среду каждые 3 дня.
  3. Проводите окрашивание кристаллической фиалкой после непрерывного выращивания в течение 15 дней.
  4. Далее зафиксируйте ячейки метанолом на 5 минут и окрашивайте 2% кристаллическим фиолетовым в течение 5 минут.

6. Многолинейная дифференциация JBMMSC

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте JBMMSC поколения P3 для многолинейной дифференциации. Контрольную группу культивировали в полной среде α-MEM.

  1. Проводят остеогенную дифференцировку.
    1. Инокулируйте 1 × 105 JBMMSC в лунку в шестилуночный планшет.
    2. Когда слияние клеток достигнет 70%, смените среду на остеогенную индукционную среду.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Меняйте остеогенную индукционную среду каждые 3 дня.
    3. Проводите окрашивание щелочной фосфатазой (ЩФ) через 7 дней после остеогенной индукции.
    4. Снимите среду с шестилуночного планшета, зафиксируйте клетки 4% параформальдегидом при комнатной температуре на 30 минут, а затем трижды промойте их PBS.
    5. Окрашивайте клетки раствором окрашивания ALP при комнатной температуре в течение 30 минут и защищайте их от света.
    6. Промойте клетки до тех пор, пока не останется раствор для окрашивания, и рассмотрите образцы под микроскопом.
    7. Проводите окрашивание Ализарином в красный цвет через 21 день после остеогенной индукции.
    8. Окрашивайте клетки раствором красного окрашивания Ализарин в течение 5 мин после фиксации клеток 4% параформальдегидом в течение 30 мин.
    9. Промойте клетки PBS до тех пор, пока не останется раствор для окрашивания Ализарина красного.
    10. Понаблюдайте за количеством кальциевых узелков под микроскопом.
  2. Проводят адипогенную дифференцировку.
    1. Инокулируйте 1 × 105 JBMMSC в лунку в шестилуночный планшет.
    2. Когда слияние клеток достигнет 70%, смените среду на среду для адипогенной индукции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Меняйте адипогенную индукционную среду каждые три дня.
    3. Проводите окрашивание маслом красного О через 14 дней после адипогенной индукции.
    4. Снимите среду с шестилуночного планшета, зафиксируйте ячейки фиксирующим раствором Oil red O на 20-30 минут, а затем трижды промойте их PBS.
    5. Удалите фиксирующий раствор и дважды промойте клетки дистиллированной водой.
    6. Погрузите клетки в 60% изопропанол на 20-30 с.
    7. Удалите 60% изопропанола и окрашивайте клетки окрашиванием Oil red O в течение 20-30 минут.
    8. Удалите раствор для окрашивания, промойте клетки 60% изопропанолом в течение 20-30 с, а затем промойте их дистиллированной водой.
    9. Окрашивайте ядро раствором гематоксилина в течение 1-2 мин.
    10. Удалите раствор гематоксилина и промойте клетки 2-3 раза дистиллированной водой. Добавьте масляное масло красного O в буфер на 1 минуту и удалите его.
    11. Понаблюдайте за количеством липидных капель под микроскопом.
  3. Проводят хондрогенную дифференцировку.
    1. Инокулируйте 1 × 105 JBMMSC в лунку в шестилуночный планшет.
    2. Когда слияние клеток достигнет 70%, смените среду на среду для хондрогенной индукции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Меняйте хондрогенную индукционную среду каждые 3 дня.
    3. Проводите окрашивание альцианским синим после 21 дня хондрогенной индукции.
    4. Снимите среду с шестилуночного планшета, зафиксируйте клетки 4% параформальдегидом при комнатной температуре на 30 минут, а затем трижды промойте их PBS.
    5. Окрашивайте клетки окрашиванием алкийского синего при температуре 37 °C в течение 1 часа.
    6. Промойте клетки до тех пор, пока не останется красящего раствора, и рассмотрите их под микроскопом.

7. ПЦР в реальном времени

  1. Извлеките общую РНК с помощью набора для экстракции РНК и измерьте концентрацию РНК с помощью ферментного маркера (следуя инструкциям производителя).
  2. Синтезируйте кДНК с использованием 500 нг РНК19.
  3. Проведите qRT-PCR на системе в режиме реального времени с 10 μL смеси qRT-PCR, содержащей 1 μL кДНК, 3,5 μL двойной дистиллированной воды, 5 μL SYBR и 0,5 μL смеси праймеров (0,1 μM).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Последовательности праймеров перечислены в таблице 1. Условия термоциклирования следующие: 50 °C в течение 2 мин, 95 °C в течение 2 мин, затем 40 циклов при 95 °C в течение 15 с, 60 °C в течение 2 мин, а затем с шагом 0,5 °C в течение 5 с от 60 °C до 95 °C для кривой плавления.
  4. Использование GAPDH в качестве системы внутреннего контроля16.

Результаты

Через 72 ч после инокуляции клеток большинство клеток были подвешены и круглой формы, и очень немногие из них прилипли к стенке (рис. 1B). К пятому дню появились колонии адгезивных клеток, демонстрирующие веретенообразные или фибробластоподобные формы (рисунок ...

Обсуждение

Мезенхимальные стволовые клетки костного мозга (BMMSC) представляют собой подмножество негемопоэтических стволовых клеток, обитающих в костном мозге, характеризующихся способностью к самообновлению, потенциалом многонаправленной дифференцировки и поддерживающими функциями для кров?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование было поддержано проектами в области здравоохранения Департамента материально-технического обеспечения Военной комиссии (19BJZ22), Пекинским фондом естественных наук (7232154) и Четвертым клиническим исследовательским проектом Военного университета Военного университета (2021XB025).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Alizarin Red S Solution 0.2%SolarbioG1450
BCIP/NBT Alkaline Phosphatase Color Development KitBeyotimeC3206
Bio-Rad CFX96 Real-Time SystemBio-Rad
CCK8 KitDujindoCK04
Cell culture dish 10 cmCorning353003
CentrifugeEppendorf5810R
Centrifuge Tube 15 mL Corning430790
Centrifuge Tube 50 mL Corning430828
CO2 incubatorThermo Fisher3111
Constant-temperature oscillatorShanghai Zhicheng Analysis Instrument Manufacturing Co., Ltd.ZWY-100H
Fetal bovine serumBI04-001-1ACS
Flow cytometerBDFACS C6 
Inverted phase-contrast microscopeOlympusCKX41 
Mesenchymal Stem Cell (Rat) Surface marker Detection Kit OricellRAXMX-09011
Multifunctional microplate reader BioTekSynergy LX Multi-Mode
Oil Red O Stain KitSolarbioG1262
Paraformaldehyde 4%SolarbioP1110
PBSMACGENECC008
penicillin-streptomycin 0.25%MACGENECC004
PowerUp SYBR Green Master MixThermo Fisher A25742
PrimeScript RT Master Mix TakaraRR036A
Rat Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Adipogenic Differentiation kitOricellRAXMX-90031
Rat Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Chondrogenic Differentiation kitOricellRAXMX-90041
Rat Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Osteogenic Differentiation kitOricellRAXMD-90021
RNA extraction kitTIANGENDP419
Super-clean benchBeijing Yataikelong Instrument Technology Co. Ltd.KLCZ-1220A
Trypsin-EDTA  0.25%MACGENECC012
Type II collagenaseSolarbioC8150
Wistar ratBeijing Yataikelong Instrument Technology Co. Ltd.
α-MEM culture medium GibcoC12571500BT

Ссылки

  1. Friedenstein, A. J., Petrakova, K. V., Kurolesova, A. I., Frolova, G. P. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 6 (2), 230-247 (1968).
  2. Pittenger, M. F., et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science. 284 (5411), 143-147 (1999).
  3. Shao, J., Zhang, W., Yang, T. Using mesenchymal stem cells as a therapy for bone regeneration and repairing. Biol Res. 48, 62 (2015).
  4. Aghaloo, T. L., et al. Osteogenic potential of mandibular vs. Long-bone marrow stromal cells. J Dent Res. 89 (11), 1293-1298 (2010).
  5. Mendi, A., Ulutürk, H., Ataç, M. S., Yılmaz, D. Stem cells for the oromaxillofacial area: Could they be a promising source for regeneration in dentistry. Adv Exp Med Biol. 1144, 101-121 (2019).
  6. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: A study in quail-chick chimeras. Development. 117 (2), 409-429 (1993).
  7. Leucht, P., et al. Embryonic origin and hox status determine progenitor cell fate during adult bone regeneration. Development. 135 (17), 2845-2854 (2008).
  8. Jeyaraman, M., et al. Is mandible derived mesenchymal stromal cells superior in proliferation and regeneration to long bone-derived mesenchymal stromal cells. World J Methodol. 13 (2), 10-17 (2023).
  9. Mouraret, S., et al. The potential for vertical bone regeneration via maxillary periosteal elevation. J Clin Peri.odontol. 41 (12), 1170-1177 (2014).
  10. Li, T. Q., Meng, X. B., Shi, Q., Zhang, T. Research progress in biological characteristics and influencing factors of jaw bone marrow mesenchymal stem cell. Zhonghua Kou Qiang Yi Xue Za Zhi. 57 (1), 107-112 (2022).
  11. Arthur, A., Gronthos, S. Clinical application of bone marrow mesenchymal stem/stromal cells to repair skeletal tissue. Int J Mol Sci. 21 (24), 9759 (2020).
  12. Yamaza, T., et al. Mouse mandible contains distinctive mesenchymal stem cells. J Dent Res. 90 (3), 317-324 (2011).
  13. Chen, L., et al. Directional homing of glycosylation-modified bone marrow mesenchymal stem cells for bone defect repair. J Nanobiotechnology. 19 (1), 228 (2021).
  14. Hong, Y., et al. Isolation and cultivation of mandibular bone marrow mesenchymal stem cells in rats. J Vis Exp. (162), e61532 (2020).
  15. Cheng, B., et al. Isolation, culture and biological characteristics of high-purity orofacial-bone-derived mesenchymal stem cells of the rats. Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu. 25 (1), 67-72 (2021).
  16. Lee, D. J., et al. Osteogenic potential of mesenchymal stem cells from rat mandible to regenerate critical sized calvarial defect. J Tissue Eng. 10, 2041731419830427 (2019).
  17. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The international society for cellular therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  18. Fathi, E., Mesbah-Namin, S. A., Vietor, I., Farahzadi, R. Mesenchymal stem cells cause induction of granulocyte differentiation of rat bone marrow c-kit(+) hematopoietic stem cells through jak3/stat3, erk, and pi3k signaling pathways. Iran J Basic Med Sci. 25 (10), 1222-1227 (2022).
  19. Xu, W., et al. Exosomes from microglia attenuate photoreceptor injury and neovascularization in an animal model of retinopathy of prematurity. Mol Ther Nucleic Acids. 16, 778-790 (2019).
  20. Chu, D. T., et al. An update on the progress of isolation, culture, storage, and clinical application of human bone marrow mesenchymal stem/stromal cells. Int J Mol Sci. 21 (3), 708 (2020).
  21. Liu, Y., et al. Systemic infusion of mesenchymal stem cells improves cell-based bone regeneration via upregulation of regulatory T cells. Tissue Eng Part A. 21 (3-4), 498-509 (2015).
  22. Matsubara, T., et al. Alveolar bone marrow as a cell source for regenerative medicine: Differences between alveolar and iliac bone marrow stromal cells. J Bone Miner Res. 20 (3), 399-409 (2005).
  23. Zhang, G., Li, Q., Yuan, Q., Zhang, S. Spatial distributions, characteristics, and applications of craniofacial stem cells. Stem Cells Int. 2020, 8868593 (2020).
  24. Akintoye, S. O. The distinctive jaw and alveolar bone regeneration. Oral Dis. 24 (1-2), 49-51 (2018).
  25. Park, J. B., Kim, I., Lee, W., Kim, H. Evaluation of the regenerative capacity of stem cells combined with bone graft material and collagen matrix using a rabbit calvarial defect model. J Periodontal Implant Sci. 53 (6), 467-477 (2023).
  26. Ni, X., et al. Isolation, culture and identification of SD rat bone marrow mesenchymal stem cells in tissue engineering. Materials Exp. 12, 817-822 (2022).
  27. Abdallah, B. M., Khattab, H. M. Recent approaches to isolating and culturing mouse bone marrowderived mesenchymal stromal stem cells. Curr Stem Cell Res Ther. 16 (5), 599-607 (2021).
  28. Tan, S. L., Ahmad, T. S., Selvaratnam, L., Kamarul, T. Isolation, characterization and the multilineage differentiation potential of rabbit bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J Anat. 222 (4), 437-450 (2013).
  29. Mason, S., Tarle, S. A., Osibin, W., Kinfu, Y., Kaigler, D. Standardization and safety of alveolar bone-derived stem cell isolation. J Dent Res. 93 (1), 55-61 (2014).
  30. Kagami, H., Agata, H., Tojo, A. Bone marrow stromal cells (bone marrow-derived multipotent mesenchymal stromal cells) for bone tissue engineering: Basic science to clinical translation. Int J Biochem Cell Biol. 43 (3), 286-289 (2011).
  31. Liu, J., Watanabe, K., Dabdoub, S. M., Lee, B. S., Kim, D. G. Site-specific characteristics of bone and progenitor cells in control and ovariectomized rats. Bone. 163, 116501 (2022).
  32. Lee, B. K., Choi, S. J., Mack, D., Oh, S. H. Isolation of mesenchymal stem cells from the mandibular marrow aspirates. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 112 (6), e86-e93 (2011).
  33. Zhu, H., et al. A protocol for isolation and culture of mesenchymal stem cells from mouse compact bone. Nat Protoc. 5 (3), 550-560 (2010).
  34. Short, B. J., Brouard, N., Simmons, P. J. Prospective isolation of mesenchymal stem cells from mouse compact bone. Methods Mol Biol. 482, 259-268 (2009).
  35. Guo, Z., et al. In vitro characteristics and in vivo immunosuppressive activity of compact bone-derived murine mesenchymal progenitor cells. Stem Cells. 24 (4), 992-1000 (2006).
  36. Pal, B., Das, B. In vitro culture of naïve human bone marrow mesenchymal stem cells: A stemness based approach. Front Cell Dev Biol. 5, 69 (2017).
  37. Lu, L. L., et al. Isolation and characterization of human umbilical cord mesenchymal stem cells with hematopoiesis-supportive function and other potentials. Haematologica. 91 (8), 1017-1026 (2006).
  38. Cao, W., et al. Mir-344d-3p regulates osteogenic and adipogenic differentiation of mouse mandibular bone marrow mesenchymal stem cells. PeerJ. 11, e14838 (2023).
  39. Zong, C., Zhao, L., Huang, C., Chen, Y., Tian, L. Isolation and culture of bone marrow mesenchymal stem cells from the human mandible. J Vis Exp. (182), e63811 (2022).
  40. Park, J. C., et al. Acquisition of human alveolar bone-derived stromal cells using minimally irrigated implant osteotomy: In vitro and in vivo evaluations. J Clin Periodontol. 39 (5), 495-505 (2012).
  41. Mason, S., Tarle, S. A., Osibin, W., Kinfu, Y., Kaigler, D. Standardization and safety of alveolar bone-derived stem cell isolation. J Dent Res. 93 (1), 55-61 (2014).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены