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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo mascellare hanno funzioni significative nella differenziazione, nell'autorinnovamento e nella modulazione immunitaria. Sono emersi come un serbatoio cruciale di cellule precursori nella terapia genica, nell'ingegneria tissutale e nella medicina rigenerativa. Qui, presentiamo un metodo unico per isolare le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo mascellare nei ratti.

Abstract

Le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo (BMMSC) sono un tipo di cellula staminale con potenziale di differenziazione multidirezionale. Rispetto alle BMMSC derivate dalle ossa appendicolari, le BMMSC derivate dalla mascella hanno una maggiore capacità di differenziazione proliferativa e osteogenica, diventando gradualmente importanti cellule seme per la riparazione dei difetti della mascella. Tuttavia, la mandibola ha una struttura ossea complessa e un contenuto spongioso inferiore rispetto alle ossa appendicolari. È difficile acquisire un gran numero di cellule staminali mesenchimali del midollo derivate dalla mascella di alta qualità utilizzando i metodi tradizionali. Questo studio presenta un "approccio di nicchia sulla staminalità" per isolare e coltivare cellule staminali mesenchimali del midollo osseo mascellare di ratto (JBMMSC). Le JBMMSC primarie di ratto sono state isolate e coltivate utilizzando il metodo aderente all'intero midollo osseo combinato con il metodo di digestione della fetta ossea. Le cellule isolate sono state identificate come JBMMSC attraverso l'osservazione della morfologia cellulare, il rilevamento di marcatori di superficie cellulare e l'induzione della differenziazione multidirezionale. Le cellule estratte con questo metodo mostrano una forma a fuso "simile a un fibroblasto". Le cellule sono lunghe, a forma di fuso e simili a fibroblasti. L'analisi della citometria a flusso mostra che queste cellule sono positive per CD29, CD44 e CD90 ma negative per CD11b/c, CD34 e CD45, il che è congruente con le caratteristiche delle BMMSC. Le cellule mostrano una forte capacità di proliferazione e possono andare incontro a differenziazione osteogenica, adipogenica e condrogenica. Questo studio fornisce un metodo efficace e stabile per ottenere un numero sufficiente di JBMMSC di alta qualità con una forte capacità di differenziazione in breve tempo, il che potrebbe facilitare ulteriori studi sull'esplorazione della funzione biologica, della medicina rigenerativa e delle relative applicazioni cliniche.

Introduzione

Le cellule staminali mesenchimali (MSC) sono state scoperte per la prima volta nel midollo osseo, che hanno mostrato la capacità di formare colonie adesive in coltura e un forte potenziale osteogenico1. Pittinger et al.2 hanno inoltre scoperto il loro potenziale di differenziazione multidirezionale verso ossa, grasso e cartilagine. Sebbene tutte le cellule staminali mesenchimali provenienti da fonti diverse abbiano il potenziale per la differenziazione multidirezionale, le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo hanno il più forte potenziale di differenziazione condrogenica rispetto alle cellule staminali mesenchimali derivate da altri tessuti, il che le rende considerate le migliori cellule candidate per l'ingegneria del tessuto osseo3. Tuttavia, molti studi hanno dimostrato che le BMMSC di diversa origine presentano caratteristiche e proprietà sito-specifiche come la capacità di differenziazione osteogenica e l'attività proliferativa cellulare 4,5. Ciò può essere dovuto a diversi strati germinali tra la mascella e le ossa appendicolari o la cresta iliaca6.

Le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo mascellare (JBMMSC) derivano dalle cellule della cresta neurale del neuroectoderma, mentre le BMMSC derivate dal femore originano dal mesoderma7. Rispetto alle BMMSC derivate dalle ossa lunghe e dalla cresta iliaca, le JBMMSC hanno un tasso di proliferazione, un'attività ALP eun potenziale osteogenico 8 più elevati. Inoltre, l'effetto applicativo delle BMMSC nei tessuti e negli organi può variare a seconda dei diversi tipi di cellule e ambienti9. La riparazione dei difetti della mascella dipende principalmente dal reclutamento di cellule staminali mesenchimali derivate dalla mascella. Pertanto, lo studio delle JBMMSC può fornire una base sperimentale per la sua applicazione clinica nell'ingegneria del tessuto osseo mascellare10. Tuttavia, la ricerca di base e le applicazioni cliniche si concentrano principalmente sulle BMMSC derivate dalle ossa appendicolari e assiali11. La ricerca sulle JBMMSC è limitata e ciò può essere dovuto al basso contenuto di osso spongioso nella mandibola e al fatto che le mascelle dei ratti hanno un contenuto di osso spongioso ancora inferiore12. Pertanto, è difficile separare le cellule staminali mesenchimali del midollo mascellare derivate dall'osso mascellare utilizzando il normale metodo di lavaggio del midollo osseo, comunemente utilizzato per isolare le BMMSC dalle ossa appendicolari o dalla cresta iliaca13. Sulla base dei metodi di Hong et al.14 e Cheng et al.15, abbiamo ipotizzato che la combinazione di digestione ossea densa e il metodo di lavaggio del midollo osseo potrebbe isolare in modo efficiente le JBMMSC di ratto.

Questo studio mira a stabilire un metodo efficiente per isolare le JBMMSC di ratto e fornire fonti di cellule seme sufficienti per l'ingegneria del tessuto osseo mascellare.

Protocollo

Il protocollo è stato approvato dal Comitato Etico Istituzionale per gli Animali dell'Ospedale Generale del PLA cinese. Per l'esperimento sono stati utilizzati ratti Wistar maschi di tredici settimane. I dettagli sugli animali, i reagenti e le attrezzature sono elencati nella Tabella dei materiali.

1. Preparazione sperimentale

  1. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici, comprese le forbici oftalmiche, le pinzette e i rongeur ossei, ad alta temperatura e pressione.
  2. Preparare in anticipo i terreni di coltura.
    1. Preparare il terreno completo α-MEM contenente il 10% di siero fetale bovino (FBS) e l'1% di penicillina-streptomicina.
    2. Preparare collagenasi di tipo II allo 0,1% in soluzione salina tamponata con fosfato (PBS).
    3. Preparare 50 ml di PBS con l'1% di penicillina-streptomicina in una provetta da centrifuga sterile monouso da 50 ml.

2. Isolamento e allevamento di JBMMSC di ratto

  1. Isolare la mandibola del ratto seguendo i passaggi seguenti:
    NOTA: Per mantenere la sterilità del campione, tutti gli strumenti chirurgici in metallo devono essere disinfettati ad alta temperatura sulla fiamma di una lampada ad alcool per almeno tre secondi prima dell'uso.
    1. Anestetizzare il ratto con pentobarbital sodico al 2% (2 ml/kg) mediante iniezione intraperitoneale.
    2. Sacrificare il ratto anestetizzato mediante lussazione delle vertebre cervicali (seguendo protocolli istituzionalmente approvati) dopo che la sua frequenza respiratoria è diminuita e i muscoli si sono rilassati completamente.
    3. Immergere il ratto in etanolo al 75% per 30 minuti per disinfettarlo e poi trasferirlo sul tavolo ultra-pulito.
    4. Metti il ratto su un panno sterile usa e getta o in un contenitore sterile e tienilo in posizione supina.
    5. Tagliare e separare la pelle e il muscolo dall'angolo o dall'articolazione lungo il ramo, quindi separare il condilo dalla fossa glenoidea tagliando orizzontalmente il disco dell'articolazione temporo-mandibolare e i legamenti periferici bilaterali con le forbici oftalmiche.
      NOTA: Determinare la posizione dell'articolazione temporo-mandibolare muovendo la mandibola e osservando la posizione del condilo esternamente.
    6. Tagliare e separare i muscoli e i tessuti connettivi della mandibola laterale usando le forbici dal solco vestibolare sul lato vestibolare degli incisivi inferiori ai lati sinistro e destro.
    7. Incidere i muscoli linguali della mandibola dal frenulo linguale alla regione posteriore della mandibola.
    8. Rimuovere la mandibola dal cranio.
    9. Dividere la mandibola a metà tagliando la sinfisi tra gli incisivi inferiori con le forbici oftalmiche.
    10. Rimuovere con cura i restanti muscoli attaccati, la fascia e gli altri tessuti molli sulla mandibola utilizzando forbici e pinze oftalmiche.
  2. Isolare i JBMMSC.
    1. Posizionare il becco del rongeur all'incrocio degli incisivi e della parte mesiale del primo molare, tagliare il collegamento tra gli incisivi inferiori e la mandibola con il rongeur ed estrarre completamente gli incisivi inferiori.
    2. Rimuovere tutti i molari con un rongeur osseo.
    3. Rimuovere il ramo mandibolare con un rongeur osseo ed esporre la cavità midollare separando la parte centrale della mandibola lungo il bordo distale dell'ultimo molare16.
    4. Aspirare il terreno completo α-MEM con una siringa sterile monouso da 1 ml. Inserire l'ago nella cavità del midollo osseo e sciacquare ripetutamente il midollo osseo nella piastra di coltura con α-MEM completo fino a quando l'osso diventa bianco.
    5. Raccogliere la soluzione per il lavaggio del midollo osseo in una provetta da centrifuga da 15 ml e centrifugarla a 800 x g per 3 minuti a temperatura ambiente.
    6. Scartare il surnatante con una pipetta, risospendere le cellule con 10 mL di terreno completo α-MEM e piastrle in un nuovo piatto di coltura da 10 cm.
    7. Dividere la mandibola arrossata in fette di osso di 1-3 mm³ con un rongeur e digerirle con 3 mL di collagenasi di tipo II allo 0,1% per 90 minuti in uno shaker a 200 giri/min a 37 °C.
    8. Centrifugare la mandibola digerita a 800 x g per 3 minuti a temperatura ambiente ed eliminare il surnatante.
    9. Coltura delle cellule prelevate e delle fette di osso digerite con terreno completo α-MEM a 37 °C in un incubatore umidificato al 5% di CO2 .
    10. Cambiare metà del terreno di coltura con terreno fresco dopo 72 ore e poi cambiarlo completamente ogni 2 giorni.
      NOTA: Non spostare il piatto di coltura per i primi tre giorni.
    11. Passaggio delle cellule aderenti con un rapporto di 1:2 quando raggiungono l'80%-90% di confluenza. Rimuovere le fette di osso durante la seconda sottocoltura. Usa le celle delle generazioni P2 o P3 per gli esperimenti.

3. Citometria a flusso per l'identificazione di marcatori di superficie cellulare

  1. Risospendere i JBMMSC della generazione P2 in tampone per citometria a flusso. Contare le cellule utilizzando un contatore automatico di cellule e regolare la concentrazione a 3 × 106 cellule/mL.
  2. Aggiungere 100 μl di sospensione cellulare e 2 μl di anticorpi monoclonali (CD11b/c, CD29, CD34, CD44, CD45 e CD90) a ciascuna provetta per microcentrifuga. Incubare per 30 minuti a 4 °C17,18.
  3. Lavare il campione due volte con 200 μL di tampone per citometria a flusso e centrifugarlo per 5 minuti a 250 x g a temperatura ambiente. Rimuovere il surnatante.
  4. Aggiungere 100 μl di tampone per citometria a flusso e 2 μl di anticorpo secondario fluorescente marcato con PE a ciascuna provetta. Incubare a 4 °C per 30 min.
  5. Ripetere il passaggio 3.3.
  6. Risospendere le JBMMSC in 300-500 μL di tampone per citometria a flusso per provetta.
  7. Condurre l'analisi citofluorimetrica utilizzando un citometro a flusso.
    NOTA: Utilizzare anticorpi omologhi come controlli negativi per eliminare la colorazione di fondo causata dalla combinazione non specifica di anticorpi.

4. Determinazione della proliferazione cellulare

  1. Seminare le JBMMSC della generazione P3 in una piastra da 96 pozzetti a una densità di 5 × 103 celle per pozzetto.
  2. Aggiungere 10 μL di soluzione CCK-8 a ciascun pozzetto.
  3. Posizionare la piastra a 96 pozzetti nell'incubatore per 2 ore e misurare l'assorbanza (valore OD a 450 nm) utilizzando un lettore di micropiastre.
    NOTA: Eseguire il test alla stessa ora ogni giorno per sette giorni consecutivi.

5. Capacità di formazione di colonie

  1. Seminare 1000 JBMMSC dal passaggio 3 in piastre di coltura da 10 cm e coltivare a 37 °C con il 5% di CO2.
  2. Cambiare il terreno di coltura ogni 3 giorni.
  3. Eseguire la colorazione con cristallovioletto dopo una coltivazione continua per 15 giorni.
  4. Quindi, fissare le cellule con metanolo per 5 minuti e colorare con il 2% di cristallovioletto per 5 minuti.

6. Differenziazione multilineage dei JBMMSC

NOTA: Utilizzare JBMMSC di generazione P3 per la differenziazione multilinea. Il gruppo di controllo è stato coltivato con α-MEM completo di terreno.

  1. Eseguire la differenziazione osteogenica.
    1. Inoculare 1 × 105 JBMMSC per pozzetto in una piastra a sei pozzetti.
    2. Quando la confluenza cellulare raggiunge il 70%, cambiare il mezzo in mezzo di induzione osteogenica.
      NOTA: Cambiare il mezzo di induzione osteogenica ogni 3 giorni.
    3. Eseguire la colorazione con fosfatasi alcalina (ALP) dopo 7 giorni di induzione osteogenica.
    4. Rimuovere il terreno dalla piastra a sei pozzetti, fissare le cellule con paraformaldeide al 4% a temperatura ambiente per 30 minuti, quindi lavarle con PBS tre volte.
    5. Colorare le cellule con la soluzione colorante ALP a temperatura ambiente per 30 minuti e proteggerle dalla luce.
    6. Sciacquare le cellule fino a quando non rimane più soluzione colorante e osservare i campioni al microscopio.
    7. Eseguire la colorazione con rosso di alizarina dopo 21 giorni di induzione osteogenica.
    8. Colorare le cellule con la soluzione colorante rossa di alizarina per 5 minuti dopo aver fissato le cellule con paraformaldeide al 4% per 30 minuti.
    9. Lavare le cellule con PBS fino a quando non rimane più una soluzione colorante rosso di alizarina.
    10. Osservare il numero di noduli di calcio al microscopio.
  2. Eseguire la differenziazione adipogenica.
    1. Inoculare 1 × 105 JBMMSC per pozzetto in una piastra a sei pozzetti.
    2. Quando la confluenza cellulare raggiunge il 70%, cambiare il mezzo in mezzo di induzione adipogenico.
      NOTA: Cambiare il mezzo di induzione adipogenica ogni tre giorni.
    3. Eseguire la colorazione con O rosso olio dopo 14 giorni di induzione adipogenica.
    4. Rimuovere il terreno dalla piastra a sei pozzetti, fissare le celle con la soluzione di fissaggio O rosso olio per 20-30 minuti, quindi lavarle con PBS tre volte.
    5. Rimuovere la soluzione fissante e lavare due volte le celle con acqua distillata.
    6. Immergere le cellule in isopropanolo al 60% per 20-30 s.
    7. Rimuovere l'isopropanolo al 60% e colorare le cellule con la colorazione O rosso olio per 20-30 minuti.
    8. Rimuovere la soluzione colorante, sciacquare le cellule con isopropanolo al 60% per 20-30 s, quindi lavarle con acqua distillata.
    9. Colorare il nucleo con una soluzione di ematossilina per 1-2 minuti.
    10. Rimuovere la soluzione di ematossilina e lavare le cellule 2-3 volte con acqua distillata. Aggiungere l'olio rosso O buffer per 1 minuto e rimuoverlo.
    11. Osservare il numero di goccioline lipidiche al microscopio.
  3. Eseguire la differenziazione condrogenica.
    1. Inoculare 1 × 105 JBMMSC per pozzetto in una piastra a sei pozzetti.
    2. Quando la confluenza cellulare raggiunge il 70%, cambiare il mezzo in mezzo di induzione condrogenica.
      NOTA: Cambiare il mezzo di induzione condrogenica ogni 3 giorni.
    3. Eseguire la colorazione blu di Alcian dopo 21 giorni di induzione condrogenica.
    4. Rimuovere il terreno dalla piastra a sei pozzetti, fissare le cellule con paraformaldeide al 4% a temperatura ambiente per 30 minuti, quindi lavarle con PBS tre volte.
    5. Colorare le celle con colorazione blu Alciano a 37 °C per 1 ora.
    6. Sciacquare le cellule fino a quando non rimane più soluzione colorante e osservarle al microscopio.

7. PCR in tempo reale

  1. Estrarre l'RNA totale utilizzando il kit di estrazione dell'RNA e misurare la concentrazione di RNA con un marcatore enzimatico (seguendo le istruzioni del produttore).
  2. Sintetizzare il cDNA utilizzando 500 ng di RNA19.
  3. Esecuzione di qRT-PCR su un sistema in tempo reale con 10 μL di miscela qRT-PCR contenente 1 μL di cDNA, 3,5 μL di acqua bidistillata, 5 μL di SYBR e 0,5 μL di miscela di primer (0,1 μM).
    NOTA: Le sequenze di primer sono elencate nella Tabella 1. Le condizioni dei cicli termici sono le seguenti: 50 °C per 2 min, 95 °C per 2 min, seguiti da 40 cicli di 95 °C per 15 s, 60 °C per 2 min, e poi incrementi di 0,5 °C per 5 s da 60 °C a 95 °C per la curva di fusione.
  4. Utilizzare GAPDH come controllo interno16.

Risultati

Dopo 72 ore di inoculazione cellulare, la maggior parte delle cellule era sospesa e di forma rotonda, con pochissime che aderivano alla parete (Figura 1B). Entro il quinto giorno, sono apparse colonie cellulari aderenti, che mostravano fusi o forme simili a fibroblasti (Figura 1C). Entro il settimo giorno, le cellule aderenti hanno raggiunto il 90% di confluenza, formando una forma a "banco di pesce" con un piccolo numero di celle sospese intermittenti (

Discussione

Le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo (BMMSC) rappresentano un sottogruppo di cellule staminali non ematopoietiche che risiedono nel midollo osseo, caratterizzate dalle loro capacità di auto-rinnovamento, potenziale di differenziazione multidirezionale e funzioni di supporto per l'emopoiesi. Queste cellule svolgono un ruolo fondamentale in vari processi fisiologici come la rigenerazione dei tessuti, l'angiogenesi e la regolazione delle attività cellulari20. Di conseguenza, le BMMSC...

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Questo studio è stato supportato dai progetti di assistenza sanitaria del Dipartimento di logistica della Commissione militare (19BJZ22), dalla Beijing Natural Science Foundation (7232154) e dalla Fourth Mil Med Univ. progetti di ricerca clinica (2021XB025).

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Alizarin Red S Solution 0.2%SolarbioG1450
BCIP/NBT Alkaline Phosphatase Color Development KitBeyotimeC3206
Bio-Rad CFX96 Real-Time SystemBio-Rad
CCK8 KitDujindoCK04
Cell culture dish 10 cmCorning353003
CentrifugeEppendorf5810R
Centrifuge Tube 15 mL Corning430790
Centrifuge Tube 50 mL Corning430828
CO2 incubatorThermo Fisher3111
Constant-temperature oscillatorShanghai Zhicheng Analysis Instrument Manufacturing Co., Ltd.ZWY-100H
Fetal bovine serumBI04-001-1ACS
Flow cytometerBDFACS C6 
Inverted phase-contrast microscopeOlympusCKX41 
Mesenchymal Stem Cell (Rat) Surface marker Detection Kit OricellRAXMX-09011
Multifunctional microplate reader BioTekSynergy LX Multi-Mode
Oil Red O Stain KitSolarbioG1262
Paraformaldehyde 4%SolarbioP1110
PBSMACGENECC008
penicillin-streptomycin 0.25%MACGENECC004
PowerUp SYBR Green Master MixThermo Fisher A25742
PrimeScript RT Master Mix TakaraRR036A
Rat Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Adipogenic Differentiation kitOricellRAXMX-90031
Rat Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Chondrogenic Differentiation kitOricellRAXMX-90041
Rat Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Osteogenic Differentiation kitOricellRAXMD-90021
RNA extraction kitTIANGENDP419
Super-clean benchBeijing Yataikelong Instrument Technology Co. Ltd.KLCZ-1220A
Trypsin-EDTA  0.25%MACGENECC012
Type II collagenaseSolarbioC8150
Wistar ratBeijing Yataikelong Instrument Technology Co. Ltd.
α-MEM culture medium GibcoC12571500BT

Riferimenti

  1. Friedenstein, A. J., Petrakova, K. V., Kurolesova, A. I., Frolova, G. P. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 6 (2), 230-247 (1968).
  2. Pittenger, M. F., et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science. 284 (5411), 143-147 (1999).
  3. Shao, J., Zhang, W., Yang, T. Using mesenchymal stem cells as a therapy for bone regeneration and repairing. Biol Res. 48, 62 (2015).
  4. Aghaloo, T. L., et al. Osteogenic potential of mandibular vs. Long-bone marrow stromal cells. J Dent Res. 89 (11), 1293-1298 (2010).
  5. Mendi, A., Ulutürk, H., Ataç, M. S., Yılmaz, D. Stem cells for the oromaxillofacial area: Could they be a promising source for regeneration in dentistry. Adv Exp Med Biol. 1144, 101-121 (2019).
  6. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: A study in quail-chick chimeras. Development. 117 (2), 409-429 (1993).
  7. Leucht, P., et al. Embryonic origin and hox status determine progenitor cell fate during adult bone regeneration. Development. 135 (17), 2845-2854 (2008).
  8. Jeyaraman, M., et al. Is mandible derived mesenchymal stromal cells superior in proliferation and regeneration to long bone-derived mesenchymal stromal cells. World J Methodol. 13 (2), 10-17 (2023).
  9. Mouraret, S., et al. The potential for vertical bone regeneration via maxillary periosteal elevation. J Clin Peri.odontol. 41 (12), 1170-1177 (2014).
  10. Li, T. Q., Meng, X. B., Shi, Q., Zhang, T. Research progress in biological characteristics and influencing factors of jaw bone marrow mesenchymal stem cell. Zhonghua Kou Qiang Yi Xue Za Zhi. 57 (1), 107-112 (2022).
  11. Arthur, A., Gronthos, S. Clinical application of bone marrow mesenchymal stem/stromal cells to repair skeletal tissue. Int J Mol Sci. 21 (24), 9759 (2020).
  12. Yamaza, T., et al. Mouse mandible contains distinctive mesenchymal stem cells. J Dent Res. 90 (3), 317-324 (2011).
  13. Chen, L., et al. Directional homing of glycosylation-modified bone marrow mesenchymal stem cells for bone defect repair. J Nanobiotechnology. 19 (1), 228 (2021).
  14. Hong, Y., et al. Isolation and cultivation of mandibular bone marrow mesenchymal stem cells in rats. J Vis Exp. (162), e61532 (2020).
  15. Cheng, B., et al. Isolation, culture and biological characteristics of high-purity orofacial-bone-derived mesenchymal stem cells of the rats. Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu. 25 (1), 67-72 (2021).
  16. Lee, D. J., et al. Osteogenic potential of mesenchymal stem cells from rat mandible to regenerate critical sized calvarial defect. J Tissue Eng. 10, 2041731419830427 (2019).
  17. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The international society for cellular therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  18. Fathi, E., Mesbah-Namin, S. A., Vietor, I., Farahzadi, R. Mesenchymal stem cells cause induction of granulocyte differentiation of rat bone marrow c-kit(+) hematopoietic stem cells through jak3/stat3, erk, and pi3k signaling pathways. Iran J Basic Med Sci. 25 (10), 1222-1227 (2022).
  19. Xu, W., et al. Exosomes from microglia attenuate photoreceptor injury and neovascularization in an animal model of retinopathy of prematurity. Mol Ther Nucleic Acids. 16, 778-790 (2019).
  20. Chu, D. T., et al. An update on the progress of isolation, culture, storage, and clinical application of human bone marrow mesenchymal stem/stromal cells. Int J Mol Sci. 21 (3), 708 (2020).
  21. Liu, Y., et al. Systemic infusion of mesenchymal stem cells improves cell-based bone regeneration via upregulation of regulatory T cells. Tissue Eng Part A. 21 (3-4), 498-509 (2015).
  22. Matsubara, T., et al. Alveolar bone marrow as a cell source for regenerative medicine: Differences between alveolar and iliac bone marrow stromal cells. J Bone Miner Res. 20 (3), 399-409 (2005).
  23. Zhang, G., Li, Q., Yuan, Q., Zhang, S. Spatial distributions, characteristics, and applications of craniofacial stem cells. Stem Cells Int. 2020, 8868593 (2020).
  24. Akintoye, S. O. The distinctive jaw and alveolar bone regeneration. Oral Dis. 24 (1-2), 49-51 (2018).
  25. Park, J. B., Kim, I., Lee, W., Kim, H. Evaluation of the regenerative capacity of stem cells combined with bone graft material and collagen matrix using a rabbit calvarial defect model. J Periodontal Implant Sci. 53 (6), 467-477 (2023).
  26. Ni, X., et al. Isolation, culture and identification of SD rat bone marrow mesenchymal stem cells in tissue engineering. Materials Exp. 12, 817-822 (2022).
  27. Abdallah, B. M., Khattab, H. M. Recent approaches to isolating and culturing mouse bone marrowderived mesenchymal stromal stem cells. Curr Stem Cell Res Ther. 16 (5), 599-607 (2021).
  28. Tan, S. L., Ahmad, T. S., Selvaratnam, L., Kamarul, T. Isolation, characterization and the multilineage differentiation potential of rabbit bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J Anat. 222 (4), 437-450 (2013).
  29. Mason, S., Tarle, S. A., Osibin, W., Kinfu, Y., Kaigler, D. Standardization and safety of alveolar bone-derived stem cell isolation. J Dent Res. 93 (1), 55-61 (2014).
  30. Kagami, H., Agata, H., Tojo, A. Bone marrow stromal cells (bone marrow-derived multipotent mesenchymal stromal cells) for bone tissue engineering: Basic science to clinical translation. Int J Biochem Cell Biol. 43 (3), 286-289 (2011).
  31. Liu, J., Watanabe, K., Dabdoub, S. M., Lee, B. S., Kim, D. G. Site-specific characteristics of bone and progenitor cells in control and ovariectomized rats. Bone. 163, 116501 (2022).
  32. Lee, B. K., Choi, S. J., Mack, D., Oh, S. H. Isolation of mesenchymal stem cells from the mandibular marrow aspirates. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 112 (6), e86-e93 (2011).
  33. Zhu, H., et al. A protocol for isolation and culture of mesenchymal stem cells from mouse compact bone. Nat Protoc. 5 (3), 550-560 (2010).
  34. Short, B. J., Brouard, N., Simmons, P. J. Prospective isolation of mesenchymal stem cells from mouse compact bone. Methods Mol Biol. 482, 259-268 (2009).
  35. Guo, Z., et al. In vitro characteristics and in vivo immunosuppressive activity of compact bone-derived murine mesenchymal progenitor cells. Stem Cells. 24 (4), 992-1000 (2006).
  36. Pal, B., Das, B. In vitro culture of naïve human bone marrow mesenchymal stem cells: A stemness based approach. Front Cell Dev Biol. 5, 69 (2017).
  37. Lu, L. L., et al. Isolation and characterization of human umbilical cord mesenchymal stem cells with hematopoiesis-supportive function and other potentials. Haematologica. 91 (8), 1017-1026 (2006).
  38. Cao, W., et al. Mir-344d-3p regulates osteogenic and adipogenic differentiation of mouse mandibular bone marrow mesenchymal stem cells. PeerJ. 11, e14838 (2023).
  39. Zong, C., Zhao, L., Huang, C., Chen, Y., Tian, L. Isolation and culture of bone marrow mesenchymal stem cells from the human mandible. J Vis Exp. (182), e63811 (2022).
  40. Park, J. C., et al. Acquisition of human alveolar bone-derived stromal cells using minimally irrigated implant osteotomy: In vitro and in vivo evaluations. J Clin Periodontol. 39 (5), 495-505 (2012).
  41. Mason, S., Tarle, S. A., Osibin, W., Kinfu, Y., Kaigler, D. Standardization and safety of alveolar bone-derived stem cell isolation. J Dent Res. 93 (1), 55-61 (2014).

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