Финансирование из почек исследования Великобритании, Королевский колледж хирургов Эдинбурга и Европейского общества трансплантации органов поддержали это исследование.

Соответствующие национальные и местные институциональные этика должна быть на месте, прежде чем выполнять эксперименты на животных. В частности, в Великобритании следующие эксперименты были проведены в соответствии с животных (научные процедуры) Закон 1986 года Где два микрохирурги доступны одновременно работать донор хирург должен выполнить шаги 1,1 до 1,16, то 3,1 до 3,5, в то время как хирург получатель выполняет 2,1 до 2,8 . Для одного оператора, что шаги могут быть выполнены последовательно. 1 Донор Подготовка Примечание: Эта процедура, представленные здесь, донора C57BL / 6 BM12 и получателя C57BL / 6 мышей-самцов в возрасте от 8 до 16 недель с массой тела, превышающей 20 г. Однако эта процедура может быть воспроизводимо выполняется на множестве линий мышей. Данные, представленные в разделе репрезентативные результаты были получены от мышей C57BL / 6, C57BL / 6 и BM12 линии BALB / C мышей. <ol><li> Процедуры Проведение Усинг стерильные хирургические инструменты и расходные материалы (автоклавного), с начинаниях сохранить рабочую зону максимальную стерильность. Выполните подготовку донорской одновременно с подготовкой получателя, если два хирурга доступны. </li><li> Обезболить мыши путем внутрибрюшинной инъекции (31G иглы) медетомидина (0,5 мг / кг) и кетамина гидрохлорида (200 мг / кг). Это приводит к анестезии плоскости, которая ведется в течение 4 часов, обеспечивая достаточно времени для всей процедуры выполняться. Справочная анестезия не требуется. </li><li> Убедитесь, что мышь не наркоз (ответа на носок щепотку). </li><li> Бритье живот мыши и удалить любые свободные волосы с помощью клейкой ленты. </li><li> Наведите на спине на стерильно завернуто подогревом коврик и свободно иммобилизации конечности стерильной липкой лентой. </li><li> Монитор мыши на протяжении всей процедуры для термических ожогов. Если можно использовать не электрический источник тепла. </li><li> Нанесите смазку глаз и саnitize брюшную стенку разбавленным раствором йода. </li><li> Сделайте срединный разрез в брюшной полости, чтобы войти в брюшную полость и вставить 3 см Calibri животе втягивающим. </li><li> Применить подогретое физиологический раствор, чтобы держать кишечник и хирургическую область влажной и избегать ненужного высыхание внутренних органов. </li><li> Накройте мышь с стерильными пеленками и двигаться кишечник налево оператора (правой мыши), чтобы разоблачить аорты, полой вены и левую почку. </li><li> Нанесите храповиком Forcep в желудок и тянуть кверху, чтобы выставить основные сосуды и левую почку полностью. Пакет влажные стерильные тампоны (2 мм х 2 мм) в брюшную полость для втягивания ткани от хирургической области, такие как долей печени, семенных пузырьков и кишечника. </li><li> Изолировать левую почку от окружающей adventia, жиров и левого надпочечника в брюшную полость по прямо рассекает соединительной ткани с помощью тоненького кончика пинцета. Поместите закрытых кончики щипцов между областями, что Neред должны быть разделены и медленно позволяют кончики Forcep, чтобы открыть рассекать пространство. </li><li> Изолировать левой почечной вены путем лигирования с последующим делением левой надпочечниковой вены и оставил половые железы вены с 9 / O нейлона. Поместите шва близко к почечной вене. </li><li> Перевязывать и разделить мочеточник с 7 / O шелковой нити близко к мочевого пузыря, оставляя шов заканчивается долго. Эти концы длиной шовные будет использоваться при почка собирают и необходимы для мочеточника анастомоза. </li><li> Мобилизовать и полностью рассекать аорты и полой вены главно и уступает почечной артерии и вены использовать тонким наконечником пинцет, чтобы тупо рассекать лимфатические сосуды и жир из передней и боковых сосудов. </li><li> Найдите тканей самолет между аортой и полой вены и медленно распространяются пинцетом. Медленно откройте кончики точная наклоненная щипцов распространяться ткани с минимальной травмой. </li><li> Свяжите свободную 7 / O шелк вокруг аорты верхней и нижней в почечной артерии, проходя под углом штрафнаконечник щипцы вокруг задней сосудов и чертежные шовного материала через. Эти швы будут ужесточены до извлечения почки, чтобы ретроградной перфузии университет Висконсина решения. </li></ol> 2 Получатель Подготовка В соответствии с подготовки донора выполните шаги 1,2 до 1,8. <ol><li> Перемещение кишечник направо оператора (левой мыши), чтобы разоблачить аорты, полой вены. Обложка кишечник с помощью стерильного физиологического раствора пропитанной тампоном. </li><li> Выполните правый нефрэктомию путем лигирования правой почечной артерии и вены вместе с 7/0 шелковой нити, а затем разделить. </li><li> Лигировать правого мочеточника с 7 / O шелковой нити и разделить. </li><li> Мобилизовать и полностью рассекать аорты и нижней полой вены в почечной артерии и вены, как описано в шаге 1,14 и 1,15. Убедитесь, полный рассечение между аортой и полой вены. Позаботьтесь, чтобы сохранить внутренней семенной артерии, которая проходит кпереди от полой вены и aortнаряду с лимфатической расслоения. </li><li> Определить поясничные сосуды, работающие в забрюшинного пространства от полой вены и вены к позвоночнику, перевязывать с 9 / O шелка в непрерывности, нет необходимости делить сосуды. </li><li> Определите достаточное пространство для размещения микрососудистых зажимы с пространством между сосудистых анастомозов. </li><li> Администрирование внутривенно гепарин (5 единиц) через спинной полового члена вены. </li></ol> 3 донорской почки поисковая Затянуть шелковые 7 / вывода связей, которые были поставлены вокруг низшие и высшие аорты изолировать почку от артериального кровообращения. <ol><li> Настаивать ретроградные холодные 0,2 - 0,5 мл университет Висконсина раствора с иглой (31G) в аорту. </li><li> Разделите аорты в течение швов и разделить почечной вены на ее стыке с полой вены удалить почку и почечной артерии с длиной аорты. Разделите поясничные сосуды, вытекающие из аорты, если они присутствуют, жОтсутствует перевязки. </li><li> Поместите почку в холодном физрастворе на стерильный тампон в культуральной чашке. </li><li> Усыпить мыши-донора путем смещения шейных позвонков. </li></ol> 4 трансплантации почки - Подготовка почек <ol><li> Создание аорты путем деления участок стенки аорты в продольном направлении прямо напротив почечных артерий. Выявление любых люмен сосудов в патче, которые должны быть лигирована или избежать при выполнении артериальное анастомоза. </li><li> Поместите 10 / вывода шов снаружи внутрь почечных вен просвет главно и второй отдельный шва книзу. Швы используются для разделения надпочечников вену и гонадной вены может быть использован, чтобы ориентироваться на судно. </li><li> Поместите почку правом фланге получателя (Рисунок 1.1) и обеспечить швы имеют хорошие возможности для обеспечения сосудистые анастомозы может быть завершена без швов становится переплетенных в мазках или других инструментов. </li></ol> 5 почек Transplanставление - Сосудистая Anastomosis Применить микрососудистых зажимы первый книзу то главно охватывающих полой вены и аорты. <ol><li> Сделать ventomy с иглой (31G) выкалыванием переднюю стенку полой вены. Флеш кровь из полой вены путем введения примерно 50 мкл 0,9% NaCl. </li><li> Расширить venotomy помощью тоненького кончика щипцы, открывая их в venotomy так, чтобы длина эквивалентно диаметру доноров почечной вены. </li><li> Поместите 10 / вывода превосходную шов (который уже в просвете почечной вены) сначала на вершине venotomy (Рисунок 1.2) и присоединиться заднюю стенку анастомоза в работающей шва до уступает вершина не будет достигнута (Рисунок 1.3). </li><li> Поместите 10 / вывода уступает шва и связать сначала с одной узла (Рисунок 1.4) затем связать с управлением шва от задней стенки. </li><li> Использование уступает шов создать переднюю Walл анастомоза (Рисунок 1.5) с управлением шва и галстук на верхнем конце шва на верхней вершине (рисунок 1.6). </li><li> Создайте aortotomy, подняв стенки аорты с пинцетом и резки эллиптическую патч с ножницами (примерно aortotomy должна быть пятая часть окружности аорты и три раза просвета почечной артерии в длину). </li><li> Поставьте шов 10 / вывода в верхней точке аорты патч снаружи внутрь (рисунок 1.7) и пройти через аорту, чтобы связать вне сосудов в верхней вершине aortotomy. </li><li> Создать артериальное анастомоза с работы шов, начиная главно (Рисунок 1.8) анастомоза доноров патча в аорту получателя, заботиться, чтобы не стягивать анастомоза, связывая нити слишком туго (Рисунок 1.9). </li><li> Удалить низшие сосудистые зажимы сначала тогда превосходную зажим для reperfuse почку (Рисунок 1.10 и 1.11). Видимый перистальтика мочеточника возможно увидеть, если адекватного кровоснабжения в мочеточнике достигается. </li></ol> 6 трансплантации почки - мочеточников Anastomosis <ol><li> Разделите все вложения мочевого пузыря из брюшной стенки. </li><li> Pass иглу (21G) от слева направо мочевого пузыря через обе стены. </li><li> Поместите прямые концы Forcep в просвете иглы и передать обратно и через мочевой пузырь, так что в настоящее время щипцы, проходящей в направлении справа налево из левой части мочевого пузыря. </li><li> Draw шва на мочеточник доноров через мочевой пузырь, так что мочеточник проходит в левом дефекта мочевого пузыря, то из правой стороны. </li><li> Шовный адвентиции мочеточника к адвентиции мочевого пузыря с тремя односпальными узловыми швами вокруг точки входа с 9 / O нейлона шва на круглом здоровых иглы. </li><li> Разрежьте мочеточника проксимальнее лигатуры, тем самым открыв йэлектронной мочеточника, чтобы позволить моче протекать и позволяют конец мочеточника, чтобы убрать в тело мочевого пузыря. Видимый производство мочи может наблюдаться наряду с кровотечением из пригородных мочеточника сосудов. </li><li> Закройте правую дефект сторона мочевого пузыря с одной прерванной 9 / O шелковой нити. </li></ol> 7 Восстановление и послеоперационный уход Замените желудочно внутренности в брюшную полость в исходной ориентации и закрыть брюшную стенку путем аппроксимации прямых мышц с 6 / O рассасывающимся швом. <ol><li> Приблизительная кожу клипов металла кожи. </li><li> Частично обратном анестезии с подкожной инъекции atipamazole гидрохлорид (10 мкл / г). </li><li> Администрирование обезболивание путем подкожной бупренорфина гидрохлорида (0,05 мг / кг) и для инъекций поддержки жидкости 1 мл подкожно 0,9% NaCl. </li><li> Восстановление мышь в потеплением шкафу при 28 ° С в течение 24 до 48 часов. Соблюдайте мышь для болезни дозавершение эксперимента. </li><li> Удалить клипы металла кожи 7 - 10 дней после операции. </li><li> После того, как эксперимент завершен усыпить мыши путем смещения шейных позвонков. </li><li> Удалить и собирать контралатеральной почки и аллотранспланта гистологического анализа. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Наиболее хорошо описаны способ для выполнения артериального анастомоза является использование дистальный аорты донора, с почечной артерии в продолжение, в виде конца в сторону, чтобы аорты реципиента. Мы описали использование аорты патч, похожий на &#39;Карелл патч &quot;зеркалирования, ч...

Успешная трансплантация почки для лечения почечной недостаточности был впервые описан в 1955 году между монозиготных близнецов 1, с тех пор он стал революционером лечения для пациентов с терминальной стадией почечной недостаточности во всем мире, предлагая как улучшение длины и качества жизни 2. Однако долгосрочная выживаемость трансплантата была затруднена множеством патологических процессов, приводящих к хроническим повреждением трансплантата 3. Отказ от пересаженной почки у человека остается одной из основных причин заболеваемости, несмотря на значительные улучшения в immunosupporessive схем. Цель разработки модели мыши почечной трансплантации является тесно повторить процесс и патологии, найденный в трансплантации почки человека 4. Skoskiewicz др. Впервые описал модель мыши трансплантации почки в 1973 году 5. Несмотря на передовые микрохирургические навыки необходимы, она является ценным тоол по нескольким причинам: геном мыши был хорошо охарактеризован и есть большое разнообразие экспериментальных методов и методик для исследований на мышах. Многие группы с использованием мышиной модели трансплантации почки использовали трансплантированной почки в качестве жизни поддержки органа, однако в других исследованиях, и в нашей методики, описанной одного нативного почек, получающей мыши остается на месте в течение всего срока эксперимента 4. Выгода в том, что мышь подвергается одного анестезии и операции тем самым снижая заболеваемость к мыши и риск смерти от второй процедуры. Кроме мышь не страдают от неблагоприятных последствий постепенного почечной недостаточности. Хотя модели аллогенной отказа существует и в других органах, таких как сердце и кожу, они не всегда непосредственное отношение к трансплантации почки. Существует доказательство того, что эти модели вызывают различные режимы и думика отказа, например, время, конечно, отторжения аллотрансплантата в сердечной и почечной аллотрансплантата существенно отличается в определенных комбинациях деформации 6. Мы описали острых модели почек отторжение аллотрансплантата в линии BALB / C доноров в не-трансгенных FVB / NJ мышей, эта модель показала сотовой опосредованное повреждение с накоплением Т-клеток и макрофагов 7. В качестве альтернативы мы также описали модель хронического повреждения трансплантата, который проявляет интерстициальный фиброз и трубчатую атрофию, это объясняется пересадки почки от C57BL / 6 BM12 доноров в C57BL / 6 получателей, как эти мыши характеризуются одного МНС класса II локусов MIS -match 8. Несколько аспекты трансплантации были изучены с использованием мышиной модели трансплантации почки в том числе острого отторжения, клеточного и гуморального отторжения, ишемии, реперфузионного повреждения и испытания той новых терапевтических агентов. Мы модифицировали хирургическую тechnique сократить время работы и улучшить простоту операции. Особенно мы описали одновременное донора и подготовка получателя и упрощенную технику сосудистого анастомоза за счет использования непрерывный аорты патч анастомоза. Это видео и рукопись обеспечит ключевые моменты, чтобы помочь в создании этой техники.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Почечная отторжение аллотрансплантата может быть оценена с помощью гистологического анализа methacarn фиксированной парафин тканевых секций трансплантированной почки (рисунок 2). Изотрансплантат трансплантация почки между сингенным мышей приводит к почечной реперфузии ишемич...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Мышь трансплантации почки: Модели аллотрансплантата Отказ

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K Views.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Метод мышей Изоляция Островок и субкапсулярной трансплантации почек

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases. Episodes of acute cellular allograft rejection (AR) are a negative prognostic factor for long-term allograft survival, and its timely diagnosis is crucial for allograft function 1. At present, AR can only be definitely diagnosed by core-needle biopsy, which, as an invasive method, bares significant risk of graft injury or even loss. Moreover, biopsies are not feasible in patients taking anticoagulant drugs and the limited sampling site of this technique may result in false negative results if the AR is focal or patchy. As a consequence, this gave rise to an ongoing search for new AR detection methods, which often has to be done in animals including the use of various transplantation models.
Since the early 60s rat renal transplantation is a well-established experimental method for the examination and analysis of AR 2. We herein present in addition small animal positron emission tomography (PET) using 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) to assess AR in an allogeneic uninephrectomized rat renal transplantation model and propose graft FDG-PET imaging as a new option for a non-invasive, specific and early diagnosis of AR also for the human situation 3. Further, this method can be applied for follow-up to improve monitoring of transplant rejection 4.

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

We herein present a rat renal transplantation model to non-invasively assess acute allograft rejection using positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose.

Неинвазивная визуализация острого отторжения аллотрансплантата после трансплантации почки крысы Использование<sup&gt; 18</sup&gt; F-ФДГ ПЭТ

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Мышиные трансплантации почек Техника

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Нормотермических<em&gt; Экс Vivo</em&gt; Почки перфузии по охране почки графты до трансплантации

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function in diabetic nephropathy and podocyte-specific VEGF-A knock-out mice; therefore, this protocol describes the full kidney work-up used in our lab to assess these mouse models of glomerular disease, enabling a vast amount of information regarding kidney and glomerular function to be obtained from a single mouse. In comparison to alternative methods presented in the literature to assess glomerular function, the use of the method outlined in this paper enables the glomerular phenotype to be fully evaluated from multiple aspects. By using this method, the researcher can determine the kidney phenotype of the model and assess the mechanism as to why the phenotype develops. This vital information on the mechanism of disease is required when examining potential therapeutic avenues in these models. The methods allow for detailed functional assessment of the glomerular filtration barrier through measurement of the urinary albumin creatinine ratio and individual glomerular water permeability, as well as both structural and ultra-structural examination using the Periodic Acid Schiff stain and electron microscopy. Furthermore, analysis of the genes dysregulated at the mRNA and protein level enables mechanistic analysis of glomerular function. This protocol outlines the generic but adaptable methods that can be applied to all mouse models of glomerular disease.

This protocol describes a full kidney work-up that should be carried out in mouse models of glomerular disease. The methods allow for detailed functional, structural, and mechanistic analysis of glomerular function, which can be applied to all mouse models of glomerular disease.

Оценка функции почек в моделях мыши клубочковых болезни

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Трансплантация почки ортотопическая: Роман и упрощенный хирургический подход

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

Оптическая очистка и визуализация иммуномаркированных тканей почек

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

Цифровой домашний мониторинг пациентов после трансплантации почки: платформа MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

Роботизированная трансплантация почки

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Протокол гетеротопной трансплантации сердца свиней для доставки терапевтических средств к сердечному аллотрансплантату

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...