Zecken-Fütterung mit künstlicher Membran für Ixodes scapularis

Zusammenfassung

Hier wird eine Methode vorgestellt, um Zecken in vitro über ein künstliches Membransystem zu ernähren, um eine teilweise oder vollständige Überfüllung einer Vielzahl von Zeckenlebensstadien zu ermöglichen.

Zusammenfassung

Zecken und die damit verbundenen Krankheiten sind aufgrund ihrer Belastung für die öffentliche Gesundheit und die Veterinärmedizin ein wichtiges Studienthema. Der Fütterungsbedarf von Zecken sowohl während der Studie als auch während der Aufzucht kann jedoch experimentelle Fragen oder die Fähigkeit von Laboren, Zecken und die damit verbundenen Krankheitserreger zu erforschen, einschränken. Ein künstliches Membranfütterungssystem kann diese Probleme reduzieren und neue Forschungswege eröffnen, die mit herkömmlichen Tierfütterungssystemen möglicherweise nicht möglich gewesen wären. Diese Studie beschreibt ein künstliches Membranfütterungssystem, das für den Fütterungs- und Schwellungserfolg für alle Lebensstadien von Ixodes scapularis verfeinert wurde. Darüber hinaus kann das in dieser Studie beschriebene künstliche Membranfütterungssystem durch einfache Verfeinerung der gewünschten Membrandicke für die Verwendung mit anderen Zeckenarten modifiziert werden. Die Vorteile eines künstlichen Membranfütterungssystems werden durch die Arbeitsintensität des Systems, die zusätzlichen Umweltfaktoren, die sich auf den Fütterungserfolg auswirken können, und die Notwendigkeit, die Technik für jede neue Art und jedes neue Lebensstadium von Zecken zu verfeinern, aufgewogen.

Einleitung

Durch Zecken übertragene Krankheiten haben weltweit starke Auswirkungen auf die Gesundheit von Mensch und Tier und waren von 2004 bis 2016 für mehr als zwei Drittel aller vektorassoziierten Erkrankungen in den USA verantwortlich¹. Darüber hinaus sind die Fallzahlen in den letzten Jahren gestiegen, wobei immer mehr Menschen und Nutztiere von Zecken und den damit verbundenen Krankheiten betroffen sind ^2,3. Während es wahrscheinlich zahlreiche Ursachen für den Aufwärtstrend bei den Fallzahlen gibt, ist der Klimawandel ein wichtiger Faktor ^3,4. Der prognostizierte anhaltende Anstieg der Zahl der durch Zecken übertragenen Krankheitsfälle unterstreicht die Notwendigkeit, neue Instrumente zu entwickeln, um die Beziehungen zwischen Zecken und den von ihnen übertragenen Krankheitserregern zu untersuchen.

Es ist bekannt, dass Zecken während der Fütterung Veränderungen in der Physiologie und Genexpression erfahren und dass diese Veränderungen eine Rolle bei der Übertragung von Krankheitserregern spielen ^5,6. Es kann schwierig sein, Studien durchzuführen, die die Auswirkungen der vollständigen und teilweisen Fütterung auf die Übertragung und den Erwerb von Krankheitserregern anhand von Tiermodellen untersuchen, insbesondere in Situationen, in denen Nagetiermodelle nicht anfällig für eine Infektion mit einem bestimmten Erreger sind. Zum Beispiel wird der Stamm Anaplasma phagocytophilum Variant-1 auf natürliche Weise zwischen Ixodes scapularis und Hirschen übertragen, ist aber nicht in der Lage, Mäuse zu infizieren, was die Zeckeninfektion im Labor erschwert⁷. Künstliche Fütterungssysteme können auch eingesetzt werden, um Krankheitserreger wie Borrelia burgdorferi durch den Einsatz transgener Mutanten zu untersuchen, die Gendeletionen aufweisen, die die Übertragung oder Infektion hemmen⁸. Die Verwendung eines künstlichen Fütterungssystems hilft den Forschern, die Rolle der Gene zu isolieren, indem eine Infektion oder Übertragung nur auf der Seite der Zecke stattfindet und dadurch jede Wirtsreaktion isoliert wird, die solche Studien verwirren könnte.

In ähnlicher Weise können einige Lebensstadien von Zecken, die an der Übertragung von Krankheiten und Tieren beteiligt sind, nicht dazu veranlasst werden, sich von gängigen Labormodellarten zu ernähren. Ixodes scapularis-Weibchen zum Beispiel müssen mit größeren Tieren, typischerweise Kaninchen, gefüttert werden⁹. Obwohl sie oft für Laborexperimente zugänglich sind, übersteigen die Verwaltungs- und Haltungsanforderungen für die Verwendung von Kaninchen die von kleinen Nagetieren und können für einige Laboratorien unerschwinglich sein. Andere Zeckenarten, insbesondere solche, die tierärztlich bedenklich sind, müssen mit Rindern oder anderen großen Tieren gefüttert werden, die in den meisten Laboratorien nicht praktikabel sind. In-vitro-Fütterungs - und Infektionsmethoden, wie z. B. künstliche Membranfütterung, bieten Alternativen zur Verwendung großer oder exotischer Wirtstiere.

Darüber hinaus ermöglicht die Verwendung eines künstlichen Fütterungssystems bestimmte Analysen, die mit herkömmlichen Tierfütterungsmethoden möglicherweise nicht möglich sind. Ein Beispiel dafür ist, dass durch die Trennung der Blutquelle vom Fütterungsmechanismus die Untersuchung der Rolle, die das Blut verschiedener Wirte bei der Übertragung von B. burgdorferi spielen kann, möglich wird¹⁰. Diese Untersuchung des Wirtsblutes und der Rolle, die das Blut selbst in Abwesenheit der Immunantwort des Wirts spielt, ist ein wichtiger Faktor, um die Übertragungszyklen von Krankheitserregern zu verstehen, und einer, den künstliche Fütterungssysteme beantworten können¹¹. Es wird auch möglich, die genauen Übertragungszahlen eines Erregers während einer Fütterung zu quantifizieren, anstatt nur den Übertragungserfolg und die Etablierung in einem Wirt^{zu untersuchen 8,12}.

Einige der ersten künstlichen Futtermembranen für harte Zecken wurden in den 1950er und 1960er Jahren aus Tierhäuten oder tierischen Membranen hergestellt^13,14. Aufgrund der biologischen Beschaffenheit dieser Membranen gab es Probleme sowohl bei der Herstellung neuer Membranen als auch bei der Haltbarkeit. In den 1990er Jahren wurden vollständig künstliche Membranen entwickelt, die eine Unterlage aus Netz, Papier oder Gewebe mit Silikonimprägnierung verwendeten^15,16. Silikon war ideal, da seine physikalischen Eigenschaften die Dehnbarkeit und leichte Klebrigkeit der Haut sowie seine bioinhärente Natur nachahmen. Darauf aufbauend beschrieben Krober und Guerin, auf deren Arbeit diese Technik basierte, eine silikonimprägnierte Viskosemembran-Fütterungstechnik für die künstliche Ernährung von I. ricinus¹⁷.

Die Verfeinerung der Methoden für I. scapularis, eine eng verwandte Art, hat zu bemerkenswerten Unterschieden in der Härte von Silikon geführt, das bei der Membranimprägnierung verwendet wird, das Rezept für die Membranherstellung, die Abmessungen der Kammer und das Bindungsstimulans. Während die in dieser Studie berichteten Verfeinerungen zu ähnlichen Membraneigenschaften geführt haben wie die von Andrade et al., die auch eine Membran auf Silikonbasis auf der Basis von Krober und Guerin für den Einsatz in I. scapularis entwickelt haben, gibt es einen Unterschied in den Silikonimprägnierschritten, der die Flexibilität ermöglicht, dieses Protokoll für unreife Lebensstadien von I. scapularis¹⁵ zu verwenden. ¹⁸. Auflage. Diese Studie beschreibt auch Ergänzungen und technische Änderungen, die auf der wiederholten Anwendung dieser Methode basieren, Best Practices, die zu einem erfolgreichen Feed führen, und die Behebung von Problemen, die auftreten können. Diese Methode wurde verwendet, um alle aktiven Lebensstadien zu füttern, Zecken mit pathogenen Bakterien zu infizieren und Zecken mehreren Dosierungen von Antibiotika auszusetzen^19,20. Während die gezeigte künstliche Membranfütterungsmethode für I. scapularis gilt, ist diese Methode mit geringfügigen Änderungen der Membrandicke leicht an andere Zeckenarten anpassbar.

Protokoll

1. Vorbereitung der Zeckenmembrankammer

1. Bereiten Sie eine flache, nicht poröse Oberfläche vor, z. B. eine Ebene aus Glas oder eine keramikbeschichtete Metallbasis eines Armständers, indem Sie sie mit 70% Ethanol abwischen und dann mit einer einzigen Schicht Plastikfolie abdecken, wobei Sie darauf achten, dass die Kunststofffolie flach und ohne Blasen oder Falten ist (siehe Abbildung 1A).
2. Kleben Sie 100% Viskoselinsen-Reinigungspapier auf die vorbereitete Oberfläche. Stellen Sie sicher, dass es flach und leicht gespannt ist, mit Klebeband auf allen vier Seiten des Papiers. Zwei Stücke von 4 Zoll x 6 in Linsenpapier können unter Verwendung der in Schritt 1.3 beschriebenen Volumina zu Membranen verarbeitet werden.
   HINWEIS: Dies reicht aus, um bis zu 12 Fütterungskammern herzustellen (siehe Abbildung 1B). Wenn die Membran für Zeckenlarven gedacht ist, verwenden Sie Unryu-Papier anstelle von Linsenreinigungspapier.
3. Bereiten Sie die Silikonmischung mit der Härte 00-10 vor, indem Sie 5 ml jedes Teils des Silikonkits in einen Einwegbehälter abmessen und die beiden Flüssigkeiten leicht mischen, bevor Sie 1,5 ml Hexan hinzufügen. Mischen Sie weiter, bis die Mischung homogen und gründlich gemischt ist.
   HINWEIS: Wenn Sie Membranen für erwachsene Zecken herstellen, verwenden Sie Silikon mit der Härte 00-50.
4. Verwenden Sie einen kleinen Rakel, um die Silikonmischung über das Linsenpapier zu verteilen. 1 Minute stehen lassen, um sicherzustellen, dass das Silikon in das Linsenpapier eingedrungen ist. Überschüssiges Silikon mit dem Rakel mit etwas Druck nach unten zur Seite kratzen. Führen Sie einen zweiten Durchgang mit dem Rakel durch, ohne Druck nach unten auszuüben, um Silikonlinien zu entfernen und eine glatte Schicht zu erzeugen.
   HINWEIS: Dieser Schritt des Verfahrens kann etwas Übung erfordern, um Membranen mit optimaler Dicke für jedes Lebensstadium herzustellen (Erwachsene: 150-200 μm; Nymphen: 90-120 μm; Larven: 80-100 μm). Eine dickere Membran (innerhalb der Fütterungstoleranzen des Lebensstadiums) führt in der Regel zu besseren Ergebnissen, indem sie die Kondensation in der Kammer reduziert und die Selbstheilungseigenschaften der Membran verbessert.
5. Tauchen Sie nur für Larven die Oberseite der Fütterungskammer mehrmals in Fluon-Fluorpolymerharz (PTFE-30), damit sie zwischen den Anwendungen trocknen kann, um eine gleichmäßige Schicht zu erzeugen.
   HINWEIS: Die Anwendung von Fluon bildet eine Antihaftschicht aus Fluorpolymerharz, ähnlich einer antihaftbeschichteten Kochpfanne. Dadurch wird die Anzahl der Larven reduziert, die auf die Oberseite der Kammer^{klettern 21}.
6. Lassen Sie die Membran mindestens 24 Stunden in einer staubfreien Umgebung, z. B. in einer geschlossenen Chemikalien- oder Biosicherheitswerkbank, aushärten, bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren. In Abbildung 1C sehen Sie , wie das Viskoselinsenpapier aussieht, nachdem das Silikon getrocknet wurde.
7. Bereiten Sie die Silikonmischung mit 30 Härten vor, um die Kammern an der Membran zu befestigen, indem Sie zu gleichen Teilen die Silikonmischung A und B mischen.
8. Tauchen Sie die Polycarbonatkammern etwa einen Viertelzoll (6 mm) in die Silikonmischung ein und legen Sie sie dann auf die Membranfolie, wobei darauf zu achten ist, dass sich das Klebeband nicht überlappt (Abbildung 1D).
9. Lassen Sie das anhaftende Silikon mindestens 24 Stunden aushärten, bevor Sie mit den nächsten Schritten fortfahren.
10. Schneiden Sie die Membran vorsichtig mit einem Skalpell um jede der angebrachten Kammern herum und schneiden Sie die Kanten so ab, dass sie ohne großes Abkratzen an den Seiten problemlos in eine Vertiefung der 6-Well-Platte passt (Abbildung 1E). Lassen Sie ausreichend Material außerhalb der Kammer, um die Haftung der Membran zu maximieren.
    HINWEIS: Wenn zu viel Außenmaterial übrig bleibt, kann das wiederholte Entfernen der Kammer von der 6-Well-Platte dazu führen, dass sich die Membran teilweise von der Kammer löst. Die Reparatur abgelöster Membranen wird in Abschnitt 5 beschrieben.
11. Schneiden Sie ein kleines Stück der übrig gebliebenen Membran aus jeder der Ecken und der Mitte der Membranfolie. Entfernen Sie die Plastikfolie von jedem Stück. Messen Sie die Teile mit einem Mikrometer, um die durchschnittliche Membrandicke zu bestimmen.
    HINWEIS: Wenn die Membrandicke nicht innerhalb des Toleranzbereichs für das Lebensstadium liegt (siehe Schritt 1.4), sollten die Membranen verworfen und neu hergestellt werden. Die Dicke des Unryu-Papiers ist aufgrund seiner dicken Faserstränge und dünnen Bereiche sehr variabel. Während diese Eigenschaft es Larven ermöglicht, Regionen mit optimaler Dicke zu finden, ist es schwierig, die tatsächliche Membrandicke zu bestimmen.
12. Die Fütterungskammern werden zusammen mit einem O-Ring pro Kammer in ein Becherglas gegeben, das bei 121 °C für mindestens 20 Minuten zur Sterilisation autoklaviert wird. Lassen Sie die Kammern abkühlen, bevor Sie sie verwenden.

2. Einrichten des Tick-Feeds

1. Bereiten Sie eine Lampe oder einen Raum so vor, dass das Licht für 16 h eingeschaltet und dann für 8 h ausgeschaltet ist. Wenn Sie eine Lampe verwenden, stellen Sie sicher, dass das Wasserbad im nächsten Schritt für diese 8 Stunden im Dunkeln ist.
2. Stellen Sie ein Wasserbad bei 34 °C und mit Stützen auf, so dass eine 6-Well-Platte darin sitzen und leicht schwimmen kann. Verwenden Sie kleine Glasbecher, die im Wasserbad versenkt sind, als Stützen. Verwenden Sie eine transparente Abdeckung für das Wasserbad, um einen Hell-Dunkel-Zyklus für die Zecken aufrechtzuerhalten. Verwenden Sie bei Bedarf einen T-Ständer und eine Plastikfolie, um eine Abdeckung herzustellen. Um das Kontaminationsrisiko zu verringern, geben Sie 0,02% Benzalkoniumchlorid in das Wasserbad und stellen Sie ein weiteres Wasserbad auf 36 °C ein, um das gekühlte Blut zu erwärmen.
3. Nehmen Sie die vorbereiteten, autoklavierten Membrankammern heraus, legen Sie den O-Ring um die Kammer herum (Abbildung 1F) und füllen Sie dann jede Kammer mit genügend 70% igem Ethanol, um die Membran zu bedecken. Lassen Sie es 5 Minuten in einer 6-Well-Platte gut sitzen und suchen Sie dann nach Leckagen zwischen der Kammer und der Membran und in der Membran selbst.
   HINWEIS: Wenn die Membran undicht ist, sammelt sich Ethanol im Boden des Bohrlochs an. Undichte Membranen sollten entsorgt werden.
4. Entleeren Sie das Ethanol aus den Kammern und lassen Sie es dann in einer Biosicherheitswerkbank oder einer Laminar-Flow-Haube an der Luft trocknen.
   HINWEIS: Dies kann je nach Luftfeuchtigkeit einige Minuten dauern.
5. Während der Wartezeit wird das Komplement im Blut durch Erhitzen bei 56 °C für 40 Minuten hitzeinaktiviert. Ergänzen Sie mechanisch defibriniertes Rinderblut mit 2 g/L Glukose.
6. Nachdem die Membran trocken ist, tragen Sie ~ 20 μL Phagostimulans auf das Innere der Kammer auf und verteilen Sie es dann auf der Oberfläche, indem Sie die Kammer kippen. Siehe Abschnitt 6 für Anweisungen zur Herstellung eines Phagostimulans aus Zeckenfrass.
7. Warten Sie, bis das Phagostimulans trocken ist, bevor Sie die Zecken mit einer Bürste oder einer Pinzette in die Kammer geben. Arbeiten Sie so schnell wie möglich, wenn Sie die Zecken in die Kammer übertragen, um ein Entweichen zu verhindern. Legen Sie die Zecken für 1-2 Minuten in ein Röhrchen auf Eis, bevor Sie sie übertragen, um ihre Fluchtfähigkeit zu verlangsamen. Nachdem die Zecken übertragen wurden, versiegeln Sie die Oberseite mit Parafilm; Überdehnen Sie den Parafilm nicht, da die Hitze des Wasserbades dazu führen kann, dass er reißt.
   HINWEIS: Pinzetten funktionieren am besten mit Nymphen- und Erwachsenenlebensstadien und Bürsten funktionieren am besten mit Larvenlebensstadien.
8. 5 ml des wärmeinaktivierten Blutes pro Vertiefung/Kammer in ein konisches Röhrchen geben und in das bei 36 °C eingestellte Wasserbad geben. Bringen Sie gekühltes Blut mindestens auf Raumtemperatur, bevor Sie die Zecken ihm aussetzen. Stellen Sie vier Kammern pro 6-Well-Platte zur Verfügung, um die Handhabung der Kammern zu erleichtern. Mehr Kammern pro Platte sollten vermieden werden, je nach Größe des Wasserbades können jedoch mehr Platten verwendet werden.
9. Geben Sie 5 μL 3 mM ATP und 50 μL 100x Penicillin/Streptomycin/Fungizone pro 5 ml Blut in das Röhrchen.
10. Übertragen Sie 4,5 ml des Blutes in eine Vertiefung einer 6-Well-Platte und legen Sie dann die Kammer vorsichtig in die Vertiefung, wobei Sie die Höhe des O-Rings auf der Kammer so einstellen, dass die Membran im Blut sitzt, aber der Blutspiegel um die Seite herum nicht über die Vertiefung hinausragt. Platzieren Sie die Vertiefung in einem Winkel im Blut, um die Bildung von Luftblasen zwischen dem Blut und der Membran zu vermeiden.
    HINWEIS: Eine fertige Platte ist in Abbildung 2 dargestellt.
11. Legen Sie den Deckel der 6-Well-Platte auf die Fütterungskammern. Anschließend die 6-Well-Platte mit den Kammern in das vorbereitete 34 °C warme Wasserbad geben und den Deckel schließen.
    HINWEIS: Der Deckel auf der Oberseite verhindert, dass kondensiertes Wasser mit dem Parafilm in Kontakt kommt und das Blut in den Vertiefungen verdünnt.

3. Aufrechterhaltung der fütternden Zecken durch Wechsel des Blutes alle 12 Stunden

1. Aliquot 5 ml des wärmeinaktivierten Blutes pro Vertiefung in ein Röhrchen geben und in einem 36 °C warmen Wasserbad erwärmen. Tauen Sie ATP und Penicillin / Streptomycin / Pilzzone gleichzeitig im Wasserbad auf.
2. Geben Sie 5 μL 3 mM ATP und 50 μL 100x Penicillin/Streptomycin/Fungizone pro Vertiefung in das Blutröhrchen. Übertragen Sie 4,5 ml Blut in eine Vertiefung einer frischen 6-Well-Platte.
3. Nehmen Sie die 6-Well-Platte mit der Zeckenkammer aus dem Wasserbad. Nehmen Sie die Kammer aus dem Brunnen und spülen Sie die Außenseite der Kammer und der Membran mit 10 ml sterilem 1x PBS, um das Blut zu entfernen.
4. Tupfen Sie die Membran und die Kammer mit autoklaviertem Filterpapier vorsichtig trocken, um das überschüssige PBS zu entfernen. Setzen Sie den Parafilm auf der Oberseite der Kammer wieder ein. Wenn sich in der Kammer viel Kondenswasser befindet, tupfen Sie die nassen Stellen mit autoklaviertem Filterpapier ab, bevor Sie sie mit frischem Parafilm verschließen.
5. Legen Sie die Zeckenkammer in die neue 6-Well-Platte mit frischem Blut und passen Sie bei Bedarf die Höhe des O-Rings an. Wiederholen Sie die Schritte 3.3-3.5 für jede Kammer auf der Platte. Legen Sie den Deckel der 6-Well-Platte über die Oberseite der Kammern. Schieben Sie die neue 6-Well-Platte zurück in das 34 °C warme Wasserbad.
6. Wiederholen Sie die Schritte 3.1-3.5 alle 12 Stunden bis zum Abschluss des Zeckenfutters. Warten Sie, bis sich die Zecken von selbst von der Membran lösen, wenn sie geschwollen sind, oder entfernen Sie sie vorsichtig mit einer Soft-Touch-Pinzette, während sie noch befestigt sind, um teilweise verstopfte Zecken zu erhalten.

4. Antimykotische Behandlung

HINWEIS: Nur durchführen, wenn Pilzwachstum auf der Membran zu sehen ist. Es ist wahrscheinlich, dass sich Pilze auf der Blutseite der Membran bilden, wenn die Fütterung von ausreichender Dauer ist. Der erste Hinweis auf eine Pilzkontamination sind kleine (1-3 mm) Flocken aus geronnenem Blut, die auf der Membran sichtbar sind. Wenn eine Pilzkontamination festgestellt wird, können antimykotische Behandlungen die Dauer des Experiments verlängern und den Schwellungserfolg verbessern.

1. Lösen Sie 10.000 U Nystatin pro ml in destilliertem Wasser auf, 5 ml pro Fütterungskammer. Filtersterilisieren Sie mit einem 0,1 μm Spritzenvorsatzfilter.
2. Fügen Sie 5 ml Nystatinlösung pro Vertiefung einer neuen 6-Well-Platte hinzu, eine Vertiefung für jede Fütterungskammer.
3. Legen Sie PBS-gespülte Kammern in die Lösung. 10 min einwirken lassen.
4. Spülen Sie die behandelten Membranen mit PBS ab, bevor Sie sie wieder in frisches Blut geben.
5. Wiederholen Sie die antimykotische Behandlung alle 2-3 Tage (abhängig vom Ausmaß der Pilzbefallung) bis zum Abschluss des Experiments.

5. Abgelöste Membranen mit Cyanacrylat-Kleber wieder verkleben

HINWEIS: Nur durchführen, wenn eine Membranablösung bemerkt wird.

1. Membranen können sich teilweise von den Zuführkammern lösen, insbesondere während der Entnahme von der 6-Well-Platte. Wenn dies geschieht, spülen Sie die Blutmembran mit PBS.
2. Trocknen Sie die betroffene Stelle vorsichtig ab. Es muss nicht perfekt trocken sein, aber das Vorhandensein von Feuchtigkeit führt dazu, dass der Klebstoff schneller aushärtet.
   HINWEIS: Das Wiederverkleben der Membran begrenzt die Arbeitszeit, je nach Ablösungsgröße kann jedoch eine schnellere Abbindezeit wünschenswert sein.
3. Drücken Sie eine kleine Menge Cyanacrylat-Kleber in den Spalt, in dem sich die Membran von der Kammer entfernt hat. Halten Sie es für ~ 2 Minuten an Ort und Stelle, damit der Kleber aushärten kann.
4. Legen Sie die Kammer wieder in das Blut in der 6-Well-Platte.

6. Herstellung von Phagostimulans

HINWEIS: Führen Sie die Durchführung am Ende eines Feeds oder vor dem Start eines Membranfeeds durch.

1. Sammeln Sie Zeckenkot entweder von einer vorherigen Membranfütterung oder einer anderen Quelle von Zecken. Lagern Sie den Kot bei -20 °C, bevor Sie das Phagostimulans herstellen. Zerkleinern Sie die Pellets von Zeckenkot und mischen Sie 0,1 g pro 1 ml Wasser. Fügen Sie 1 mM Tripeptid reduziertes Glutathion hinzu, lösen Sie es auf und mischen Sie es gründlich durch Vortexen.
2. Filtersterilisieren Sie mit einem 0,1 μm Spritzenvorsatzfilter.
3. Bei -20 °C einfrieren, bis sie benötigt werden.

Ergebnisse

Eine erfolgreiche Fütterung hängt davon ab, ob eine Teil- oder Vollverstopfung gewünscht wird. Erfolgreich gefütterte I. scapularis färben sich für Erwachsene grau und lösen sich von selbst von der Membran. Wenn sie jedoch mindestens erbsengroß sind, können sie sich nach Beendigung der Fütterung von der Membran lösen. Bei unreifen Stadien von I. scapularis variiert die Größe für vollständig geschwollene Zecken, und da sie im Gegensatz zu Erwachsenen keine Farbänderung aufweisen, ist die ...

Diskussion

Die künstliche Membranfütterung von Zecken ist ein nützliches Werkzeug für eine Vielzahl von experimentellen Verfahren, wird aber wahrscheinlich nicht für alle Anwendungen die Tierfütterung ersetzen. Die Erhaltung großer Zeckenkolonien in allen Lebensstadien ohne Tierfütterung ist in der Regel unhaltbar. Stattdessen ist das künstliche Fütterungssystem für andere Zwecke wertvoll, wie z. B. die Infektion von Zecken mit Krankheitserregern, die nicht von Modellwirten unterstützt werden, die Bewertung der Auswirku...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
00-10 Hardness Silicone	Smooth-On	Ecoflex 00-10	Trial size from Smooth-On Store
00-50 Hardness Silicone	Smooth-On	Ecoflex 00-50	Trial size from Smooth-On Store
30 Hardness Silicone	Smooth-On	Mold Star 30	Trial size from Smooth-On Store
6-well cell culture plates	Corning Incorporated	3516
Adenosine triphosphate (ATP)	Millipore Sigma	A1852-1VL	Used to make an aqueous solution of 3 mM ATP that has been filter sterlized via 0.2 micometer filter
Bovine blood	HemoStat	DBB500	Mechanically defibrinated; 500 mL is usually sufficient for one experiment
Clingwrap	Fisherbrand	22-305654
Filter Paper	Fisherbrand	09-790-2C	Autoclave and let cool before using. Can use Fine quality instead of medium too
Fluon (aqueous polytetrafluoroethylene)	Bioquip	2871	Available from other sources such as https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml
Glucose	Millipore Sigma	G8270-100G
Hexane	Millipore Sigma	139386-100ML
Lens paper	Fisherbrand	11-995	100% rayon
Nystatin	Gold Biotechnology	N-750-10
Parafilm	Fisherbrand	S37440
Penicillin/streptomycin/fungizone	Gibco	15240-096	Or equivalent generic with concentration as follows (10,000 units/mL of penicillin, 10,000 µg/mL of streptomycin, and 25 µg/mL of Amphotericin B)
Phagostimulant	Made in House		Collected from prior tick feeds
Polycarbonate Pipe	McMaster-Carr	8585K204	Cut to 45 mm length, 1.25 inch outer diameter, 1 inch inner diameter. Cutting requires a chop saw grinding wheel.
Rubber O-rings	McMaster-Carr	9452K38	5 mm thick, 1.25 inch inner diameter
Soft touch forceps	VWR	470315-238
Super glue			cyanoacrylate glue
Unryu paper	Art supply stores		mulberry fiber 10 g/m2. Purchased at Wet Paint art supply store, St. Paul, MN, USA