Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu makalede, arteriyel kan basıncında azalma sırasında kan akışını otomatik düzenleme serebral dolaşımın yeteneğini değerlendirmek için lazer Doppler flowmetry kullanımını göstermektedir.

Özet

Serebral kan akışını düzenleyen vücudun mekanizmaları araştırırken, mikrosirkülasyon kan akışının göreceli bir ölçüm lazer Doppler flowmetry kullanılarak elde edilebilir (LDF). Bu kağıt, serebral kan akışının kafatasını delmeden veya bir oda veya serebral pencere kurmadan değerlendirilmesini sağlayan kapalı bir kafatası hazırlığı göstermektedir. Otodüzenleyici mekanizmaları değerlendirmek için, aynı anda LDF istihdam ederken dereceli kanama yoluyla kontrollü kan basıncı azaltma modeli kullanılabilir. Bu dolaşımdaki kan hacminin çekilmesi ile üretilen arteriyel kan basıncında azalmayanıt olarak kan akışında göreceli değişikliklerin gerçek zamanlı izleme sağlar. Bu paradigma arteriyel kan basıncında azalma sırasında serebral kan akımı otoregülasyonu incelemek için değerli bir yaklaşımdır ve protokolde küçük değişiklikler ile, hemorajik şok deneysel bir model olarak da değerlidir. Otodüzenleyici yanıtları değerlendirmeye ek olarak, LDF, serebral kan akışını ve çeşitli deneysel etkileri düzenleyen metabolik, miyojenik, endotel, humoral veya nöral mekanizmaları araştırırken kortikal kan akışını izlemek için kullanılabilir serebral kan akımına müdahaleler ve patolojik durumlar.

Giriş

Serebral dolaşımdaki otodüzenleyici mekanizmalar homeostazın ve beyindeki normal fonksiyonun korunmasında önemli bir rol oynar. Serebral kan akımının otoregülasyonu kalp hızı, kan hızı, perfüzyon basıncı, serebral direnç arterlerin çapı ve mikrosirkülasyon direnci gibi birçok faktörden etkilenir, bunların hepsi sistemik kan basıncının fizyolojik aralığı üzerinde beyindeki toplam serebral kan akımı sabitinin korunmasında rol oynar. Arteriyel basınç arttığında, Bu mekanizmalar intrakraniyal basınçta tehlikeli artışları önlemek için arteriyol ve direnç arterleri daraltır. Arteriyel kan basıncı düştüğünde, lokal kontrol mekanizmaları doku perfüzyonu ve O2 doğum korumak için arteriyolleri dilfle. Hiperkapni gibi çeşitli patolojik koşullar, travmatik veya küresel hipoksik beyin hasarı, ve diyabetik mikroanjiyopati1,2,3,4,5,6 kan akışını otomatik düzenleme beynin yeteneğini bozabilir. Örneğin, kronik hipertansiyon yüksek basınçlar doğru etkili otodüzenleyici aralığı kaydırıyor7,8,9, ve yüksek tuz (HS) diyet sadece serebral mikrosirkülasyon normal endotel bağımlı dilatasyon ile müdahale10, ama aynı zamanda arteriyel basınç azaldığında doku perfüzyonu azaltmak ve korumak için serebral dolaşımda otodüzenleyici mekanizmaların yeteneğini bozar11. Serebral otoregülasyon da Bir HS diyet12beslenir dahl tuza duyarlı sıçanlarda bozulur.

Arteriyel basınç azalmaları sırasında, serebral direnç arterler ve arteriyollerin genişlemesi başlangıçta azaltılmış perfüzyon basıncına rağmen değerleri kontrol etmek için serebral kan akımı nı döndürür. Arteriyel basınç daha da azalır gibi, serebral kan akımı düşük basınçta sabit kalır (otodüzenleyici yanıt plato faz) vaskülatür artık düşük basınçta kan akışını korumak için genişledikçe kadar. Bir organın normal kan akışını koruyabileceği en düşük basınç, otoregülasyonun alt sınırı (LLA) olarak adlandırılır. LLA altındaki basınçlarda, serebral kan akımı istirahat değerlerinden önemli ölçüde azalır ve arteriyel perfüzyon basıncı nda her azalma ile doğrusal bir şekilde azalır13,14. LLA bir yukarı kayma, hipertansiyon gözlenen7,8,9, arteriyel perfüzyon basıncı azalır koşullar sırasında iskemik yaralanma riskini ve şiddetini artırabilir (örneğin, miyokard infarktüsü, iskemik inme, veya dolaşım şoku).

LDF serebral dolaşımda kan akışının otoregülasyonu da dahil olmak üzere çeşitli koşullar altında mikrosirkülasyon kan akışını değerlendirmek için son derece değerli bir yaklaşım olduğu kanıtlanmıştır11,14,15. Otodüzenleyici yanıtları değerlendirmeye ek olarak, LDF metabolik araştırırken kortikal kan akışını izlemek için kullanılabilir, miyojenik, endotel, humoral, veya serebral kan akışını düzenleyen nöral mekanizmalar ve serebral kan akımı üzerinde çeşitli deneysel müdahaleler ve patolojik koşulların etkisi10,16,17,18,19,20,21.

LDF, yansıyan lazer ışığındaki değişimi hareket eden parçacıkların sayısı ve hızına yanıt olarak ölçer- bu durumda, kırmızı kan hücreleri (RBC). Serebral vasküler otoregülasyon çalışmaları için, arteriyel kan basıncı arteriyel basıncı artırmak için bir alfa-adrenerjik agonist infüzyonu ile değiştirilir (çünkü beyin dolaşımı kendisi alfa-adrenerjik vazokonstriktör agonistler duyarsız olduğu için)12,15 veya arteriyel basıncı azaltmak için kontrollü kan hacmi çekilmesi yoluyla11,14. Bu çalışmada, LDF sağlıklı bir sıçanda serebral otoregülasyon üzerine kan basıncında dereceli azalmaetkilerini göstermek için kullanılmaktadır. Literatürde açık ve kapalı kafatası yöntemleri tanımlanmış olmasına rağmen22,23,24,25, Bu kağıt kapalı bir kafatası hazırlığı gösterir, serebral kan akışının kafatası nüfuz veya bir oda veya serebral pencere yüklemeden değerlendirilmesine izin.

Protokol

Wisconsin Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi Tıp Koleji (IACUC) bu yazıda açıklanan tüm protokolleri onayladı ve tüm prosedürler Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) Laboratuvar Hayvan Refahı Ofisi (OLAW) ile uyumludur Yönetmelik.

1. Deneysel hayvanlar ve kayıt için hazırlık

  1. 8-12 haftalık erkek Sprague-Dawley sıçanlarının 250-300 g ağırlığında olduğunu kullanın. Bu deneyler için, %0.4 NaCl, 200 g/kg kazein, 3 g/kg DL-metiyonin, 497,77 g/kg sakaroz, 150 g/kg mısır nişastası, 50 g/kg mısır yağı, 50 g/kg selüloz, 2 g/kg kolin bitartrat, 35 g/kg mineral karışımı ve 10 kg vitamin karışımından oluşan standart bir diyetdir.
  2. Veri toplama yazılımı veya karşılaştırılabilir bir kayıt yöntemi kullanarak arteriyel kan basıncı ve LDF okumaları kaydedin.
  3. Arteriyel basınç transdüserini kayıt sisteminin bir kanalına ve LDF sondasını kayıt sistemindeki diğer kanala takın.
  4. Ölçümden önce, bir hareketlilik standardı ayarlamak ve lazer Doppler akış ölçerin sabit bir çıkış sağladığından emin olmak için lazer Doppler probu kalibre edin.
  5. Hazırlık cerrahisi ve deney için gerekli ek ekipmanı hazırlayın: bir diseksiyon mikroskobu, bir kemirgen ventilatör, bir son gelgit CO2 monitörü, farenin kafasını pozisyonda onarmak için stereotaksik bir alet ve pial mikrosirkülasyon üzerinde LDF probu bulmak ve sabit bir konumda tutmak için bir mikromanipülatör.

2. Cerrahi hazırlık

  1. Sıçan tartMak ve% 3.5 isofluran ve% 30 O2 takviyesi ile bir indüksiyon odasında hayvan anestezik.
  2. Indüksiyon odasından hayvan çıkarın ve% 30 O2 takviyesi ile% 1.5-3 isofluran veren bir anestezik maske yerine.
  3. Fareyi 37 °C'de tutulan dolaşan bir su battaniyesine yerleştirin ve geri çekilme refleksi olduğundan emin olmak için refleksleri bir ayak tutamı ile kontrol edin. Kornea desiccation önlemek için her iki göze steril oftalmik merhem uygulayın.
  4. Kafatasının üst kısmını, ventral boyun bölgesini ve femoral üçgenleri tıraş edin. Bu alanlardaherhangi bir gevşek saç çıkarın ve sürtünme alkol ile temizleyin.
  5. 37 °C'de hayvanın vücut ısısını korumak ve tıbbi bant kullanarak geçici olarak ped için güvenli bir sirkülasyon sıcak su pompası ile bir ısıtma yastığı üzerinde bir supine pozisyonda sıçan yerleştirin.
  6. Başka bir yerde açıklandığı gibi boyun bir ventral kesi ile bir trakeal kanül (PE240 polietilen tüp) yükleyin26.
  7. Bir son gelgit CO2 monitör ve% 2.5-3.0 izofluran (hayvanın büyüklüğüne bağlı olarak) ve% 30 O2 inhalasyon takviyesi teslim ventilatör trakeal kanül takın. Solunum hızı, inspiratuar zaman ve dakika ventilatör hacmi ayarlanmış ve deneme boyunca yaklaşık 35 mmHg bir süresi dolmuş son gelgit CO2 sağlamak için izlenen emin olun.
    NOT: Bu genellikle yaklaşık 48-60 nefes/dk solunum hızı, 1.70-2.30 mL gelgit hacmi ve 250-300 g sıçan için 0.50-0.60 s'lik bir ilham süresi ile elde edilir.
  8. Pıhtılaşmayı önlemek ve kateterlerin açıklığını korumak için izotonik NaCl çözeltisinde iki PE50 polietilen kanülleri 1 U/mL heparin ile doldurun. Doldurduktan sonra, arter içine ekleme kolaylaştırmak için cerrahi makas ile her kanül açık ucunu bevel.
  9. Başka bir yerde açıklandığı gibi sağ ve sol femoral arterler Kanülasyon27 bir kateter arteriyel basıncın sürekli izlenmesi ve diğer kateter kan çekilmesi sağlamak için.
    1. Dikkatle bir diseksiyon mikroskop altında çevre dokudan arterler ayırdıktan sonra, arterin distal ucunu ligate ve düğümleri sıkma olmadan arterin orta ve proksimal uçları etrafında iki ek dikişler yerleştirin.
    2. Kanül insersiyonu için insizyon sonrası arterden kanamayı önlemek için proksimal sütür olarak kullanın (adım 2.11).
  10. Kanül sabitlenene kadar damarı tıkamak için arterin altına ataştan yapılmış V şeklinde bir tel yerleştirin.
  11. Bir diseksiyon mikroskop altında Vannas makas kullanarak distal ligasyon yakın femoral arter küçük bir kesi yapmak. Kanülün yontma ucunu kesiye yerleştirin ve femoral artere doğru ilerletin. Kaldırma ligatür veya ataş çıkarıldığında arteriyel basınç tarafından yerinden olmaz böylece yerinde kanül güvenli orta ligatür üzerinde düğüm sıkın.
  12. Orta ligatür sıkıldıktan sonra, kaldırma ligatür üzerinde gerginlik bırakın ve / veya ataş çıkarın, ve proksimal ligature sıkın.
  13. Kesiyi ince dikişlerle (3-0 ipek) veya cerrahi bir zımba ile kapatın. Alternatif olarak, kesi nin boyutuna bağlı olarak, kesi bölgesinin üzerine nemli bir gazlı bez yerleştirin.

3. LDF ölçümleri için kafatası inceltme

  1. Kanüller yerleştirildikten hemen sonra, hayvanı sert bir konuma yerleştirin ve kateterleri veya trakeal tüpü çıkarmamaya dikkat edin.
  2. Kafatası kapsayan deride eliptik bir kesi yapmak için cerrahi makas kullanın. Herhangi bir bağ dokusu kaldırmak için bir pamuklu bez kullanın, kafatası temiz ve kuru olduğundan emin olun. Herhangi bir kanamayı durdurmak için kafa derisi üzerinde kesi etrafında küçük bir uzatılmış ve haddelenmiş kağıt parçası yerleştirin.
  3. Diseksiyon mikroskobu altında, sol veya sağ somatosensoriyel korteks üzerinde parietal alanda küçük bir kemik alanını (farenin büyüklüğüne bağlı olarak yaklaşık 0,5-1 cm) inceltmek için 2,15 mm matkap ucuna sahip bir Dremel aracı veya diş matkabı kullanın.
    DİkKAT: Kafatasına girmemek için kemiği yavaşça ve dikkatlice inceltin. Bu adımı gerçekleştirirken, alanın aşırı ısınmasını önlemek için tuzlu çözelti serbestçe uygulanmalıdır.
  4. Kafatası inceltildikten ve alan pembe bir görünüme sahip ve/veya kan damarları görselleştirildikten sonra, bölgeyi mineral yağla kaplayın ve lazer Doppler sondasını maruz kalan serebral mikrosirkülasyon üzerine konumlandırmak için bir mikromanipülatör kullanın, böylece sondanın ucu sadece mineral yağ havuzunun tepesine dokunuyor(Şekil 1).
    NOT: Lazer Doppler okumalarını engelleyecek harici titreşimlerin olmadığı ve probun deney boyunca aynı hedef alan üzerinde güvenli bir şekilde sabitlendiği bir alanda LDF ölçümleri almak esastır.

4. Serebral vasküler otoregülasyonun değerlendirilmesi

  1. LDF probu konumlandırıldıktan sonra, deneye başlamadan önce 30-45 dk'lık bir denge süresi bekleyin. Equilibr döneminden sonra, ortalama arteriyel basınç (MAP) ve lazer serebral kan akımı (LCBF) 2 dakika için her 30 s ve ortalama değerleri prehemorrhage kan basıncı ve LCBF için temel değerleri elde etmek için ölçün.
  2. Arteriyel basınç azaltma yanıt olarak serebral vasküler otoregülasyon değerlendirmek için, femoral arter11kan 1.5 mL ardışık çekilmesi sonrasında LCBF ve MAP ölçmek. Kateter patentini korumak için, her kan çekiminden sonra kateter hacmine yaklaşık olarak eşit bir heparin çözeltisi (100 U/mL) olduğundan emin olun.
    NOT: Kateter açıklığını korumak için heparin çözeltisini infüzyonu yapılırken, heparin çözeltisinin hacmini kateterin hacmine mümkün olduğunca yakın bir şekilde eşleştirmek önemlidir, bu da hayvanın çok fazla heparin almasını önlemek için, istenmeyen neden olabilir Kanama.
  3. Her kan hacmi çekilmesinden sonra, sıçan 2 dakika için denge sağlar, sonra MAP ve LCBF 2 dk için her 30 s kaydedilir. Hayvan yaklaşık 20 mmHg bir MAP ulaşana kadar kan hacmi çekilmesi tekrarlayın.
  4. Prehemorrhage MAP'den LLA'ya kadar kan basıncı aralığını belirleyerek etkili otodüzenleyici aralığı belirleyin (aşağıdaki adım 4.5 ve 5.3).
  5. LCBF'nin kan hacminin çekilmesinden sonra hala prehemorrhage kontrol değerinin %20'sine geri döndüğü en düşük basıncı belirleyerek, daha önce11,28'de açıklandığı gibi veya otoregülasyonplato aşamasında ve LCBF'nin art arda her kan çekilmesiile azaldığı LLA'nın altında belirlenen regresyon hatlarının kesişme noktasını belirleyerek (adım 5.3, aşağıda).
    NOT: LLA ve otodüzenleyici plato tanımlama kriterleri laboratuvarlar arasında farklılık gösterebilir (örneğin, Takada ve ark.28 vs Jones ve ark.29)yanı sıra arteriyel kan basıncını azaltmak için prosedürler (örneğin, belirli arteriyel basınç düzeylerine ulaşmak için kan ve kontrollü kanama belirli bir hacmin çekilmesi)11.
  6. Deneyin sonunda, IACUC tarafından onaylandığı gibi, anestezi cerrahi bir düzlem altında iken ikili bir pnömotoraks oluşturarak hayvan ötenazi.
  7. Hayvan ötenazi den sonra dokuda elde edilen LDF değerleri deneysel kurulum için sıfır temel akış değeri sağlayacaktır.

5. İstatistiksel analiz

  1. LDF değerleri ile bunlara karşılık gelen arteriyel basınç arasındaki korelasyonun değerlendirilmesi için doğrusal regresyon analizi yapın. Ölçülen akış oranlarını etkileyen spesifik olmayan LDF sinyali olmadığından emin olmak için hayvan ötenazi yapıldıktan sonra elde edilen temel LDF okumalarını kullanın.
  2. LlA'yı, otodüzenleyici platonun üstündeki ve altındaki regresyon çizgileri arasındaki kesişimi kullanarak hesaplayın. Bu yöntemi kullanarak LLA hesaplamak için, iki regresyon denklemi birleştirmek ve arteriyel basınç için ortaya çıkan denklemi çözmek.
  3. Farklı deney gruplarını karşılaştırırken, LDF ile arteriyel basınç ilişkisinin eğimlerini her hayvan için LLA'nın üstünde ve altında hesaplamak için doğrusal regresyon analizini kullanın ve bunları bu deney grubundaki hayvanlar için ortalama ± SEM olarak özetleyin.

Sonuçlar

Şekil 2, standart laboratuvar yemekle beslenen 10 erkek Sprague-Dawley sıçanında yapılan deneylerin sonuçlarını özetlemektedir. Bu deneylerde ortalama LCBF, ortalama arteriyel basınç LLA'ya ulaşana kadar ilk üç kan hacmi çekilmesinden sonra premoraji değerinin %20'sinde muhafaza edildi. LLA'nın altındaki basınçlarda sonraki kan hacmi çekilmeleri LCBF'nin ilerleyici bir azalmaya neden oldu, serebral dolaşımın artık düşük perfüzyon basınçlarında serebral kan ak?...

Tartışmalar

Lazer Doppler Flowmetri (LDF) ile Doku Kan Akımı Yanıtlarının Değerlendirilmesi. Yukarıda belirtildiği gibi, LDF sinyali mikrosirkülasyonda, bu durumda RBC, hareketli parçacıkların sayısı ve hızı ile orantılıdır. Farklı organlarda LDF okumaları iyi elektromanyetik akış ölçerler ve radyoaktif mikroküreler30 gibi kurulan yöntemlerle değerlendirilen tüm organ kan akımı ile ilişkilidir ve genellikle kanüle arter preparatları aktif ton regülasyonu de?...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Yazarlar Kaleigh Kozak, Megan Stumpf ve Jack Bullis'e bu çalışmanın tamamlanması ve el yazmasının hazırlanmasındaki olağanüstü yardımları için içten teşekkürlerini sunarlar. Hibe Desteği: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 ve #R21-OD024781.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
3-0 braided black silk sutureMidwest Vet193.73000.2
Arterial Pressure TransducerMerit Medical041516504A
Automated Data Acquisition Systems (WINDAQ & BIOPAC system)DATAQ Instruments
Blood Pressure Display UnitStoelting50115
Circulating warm water pumpGaymar IndustriesT-pump
End-tidal CO2 monitorStoeltingCapstar-100
Heparin SodiumMidwest Vet191.46720.3
KimwipeFisher Scientific06-666A
Laser Doppler Flow MeterPerimedPeriFlux 5000 LDPM
Laser Doppler Refill Motility StandardPerimedPF1001
Polyethylene Tubing (PE240) (for trachea cannula)VWR63018-828
Polyethylene Tubing (PE50) (for femoral catheters)VWR63019-048
Rodent VentilatorCwe/StoeltingSAR-830/P
SalineMidwest Vet193.74504.3
Sprague-Dawley Outbred RatsVariableN/ARats were ordered from various companies
Standard Rat ChowDyets, Inc.113755
Stereotaxic InstrumentCwe/StoeltingClasic Lab Standard

Referanslar

  1. Aso, Y., Inukai, T., Takemura, Y. Evaluation of microangiopathy of the skin in patients with non-insulin-dependent diabetes mellitus by laser Doppler flowmetry; microvasodilatory responses to beraprost sodium. Diabetes Research and Clinical Practice. 36, 19-26 (1997).
  2. Golding, E. M., Robertson, C. S., Bryan, R. M. The consequences of traumatic brain injury on cerebral blood flow and autoregulation: a review. Clinical and Experimental Hypertension. 21, 299-332 (1999).
  3. Grunwald, J. E., DuPont, J., Riva, C. E. Retinal haemodynamics in patients with early diabetes mellitus. British Journal of Ophthalmology. 80, 327-331 (1996).
  4. Mankovsky, B. N., Piolot, R., Mankovsky, O. L., Ziegler, D. Impairment of cerebral autoregulation in diabetic patients with cardiovascular autonomic neuropathy and orthostatic hypotension. Diabetic Medicine. 20, 119-126 (2003).
  5. Symon, L., Held, K., Dorsch, N. W. A study of regional autoregulation in the cerebral circulation to increased perfusion pressure in normocapnia and hypercapnia. Stroke. 4, 139-147 (1973).
  6. Taccone, F. S., et al. Cerebral autoregulation is influenced by carbon dioxide levels in patients with septic shock. Neurocritical Care. 12, 35-42 (2010).
  7. Barry, D. I., et al. Cerebral blood flow in rats with renal and spontaneous hypertension: resetting of the lower limit of autoregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2, 347-353 (1982).
  8. Faraci, F. M., Baumbach, G. L., Heistad, D. D. Cerebral circulation: humoral regulation and effects of chronic hypertension. Journal of the American Society of Nephrology. 1, 53-57 (1990).
  9. Strandgaard, S. Autoregulation of cerebral blood flow in hypertensive patients. The modifying influence of prolonged antihypertensive treatment on the tolerance to acute, drug-induced hypotension. Circulation. 53, 720-727 (1976).
  10. McEwen, S. T., Schmidt, J. R., Somberg, L., de la Cruz, L., Lombard, J. H. Time-course and mechanisms of restored vascular relaxation by reduced salt intake and angiotensin II infusion in rats fed a high-salt diet. Microcirculation. 16, 220-234 (2009).
  11. Allen, L. A., et al. High salt diet impairs cerebral blood flow regulation via salt-induced angiotensin II suppression. Microcirculation. , e12518 (2018).
  12. Smeda, J. S., Payne, G. W. Alterations in autoregulatory and myogenic function in the cerebrovasculature of Dahl salt-sensitive rats. Stroke. 34, 1484-1490 (2003).
  13. Greene, N. H., Lee, L. A. Modern and Evolving Understanding of Cerebral Perfusion and Autoregulation. Advances in Anesthesia. 30, 97-129 (2012).
  14. Merzeau, S., Preckel, M. P., Fromy, B., Leftheriotis, G., Saumet, J. L. Differences between cerebral and cerebellar autoregulation during progressive hypotension in rats. Neuroscience Letters. 280, 103-106 (2000).
  15. Zagorac, D., Yamaura, K., Zhang, C., Roman, R. J., Harder, D. R. The effect of superoxide anion on autoregulation of cerebral blood flow. Stroke. 36, 2589-2594 (2005).
  16. Hudetz, A. G., Lee, J. G., Smith, J. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Effects of volatile anesthetics on cerebrocortical laser Doppler flow: hyperemia, autoregulation, carbon dioxide response, flow oscillations, and role of nitric oxide. Advances in Pharmacology. 31, 577-593 (1994).
  17. Hudetz, A. G., Shen, H., Kampine, J. P. Nitric oxide from neuronal NOS plays critical role in cerebral capillary flow response to hypoxia. American Journal of Physiology. 274, H982-H989 (1998).
  18. Okamoto, H., Hudetz, A. G., Roman, R. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Neuronal NOS-derived NO plays permissive role in cerebral blood flow response to hypercapnia. American Journal of Physiology. 272, H559-H566 (1997).
  19. Okamoto, H., Roman, R. J., Kampine, J. P., Hudetz, A. G. Endotoxin augments cerebral hyperemic response to halothane by inducing nitric oxide synthase and cyclooxygenase. Anesthesia and Analgesia. 91, 896-903 (2000).
  20. Schulte, M. L., Hudetz, A. G. Functional hyperemic response in the rat visual cortex under halothane anesthesia. Neuroscience Letters. 394, 63-68 (2006).
  21. Schulte, M. L., Li, S. J., Hyde, J. S., Hudetz, A. G. Digit tapping model of functional activation in the rat somatosensory cortex. Journal of Neuroscience Methods. 157, 48-53 (2006).
  22. Alkayed, N. J., et al. Inhibition of brain P-450 arachidonic acid epoxygenase decreases baseline cerebral blood flow. American Journal of Physiology. 271, H1541-H1546 (1996).
  23. Alonso-Galicia, M., Hudetz, A. G., Shen, H., Harder, D. R., Roman, R. J. Contribution of 20-HETE to vasodilator actions of nitric oxide in the cerebral microcirculation. Stroke. 30, 2727-2734 (1999).
  24. Kurosawa, M., Messlinger, K., Pawlak, M., Schmidt, R. F. Increase of meningeal blood flow after electrical stimulation of rat dura mater encephali: mediation by calcitonin gene-related peptide. British Journal of Pharmacology. 114, 1397-1402 (1995).
  25. Mayhan, W. G., Faraci, F. M., Heistad, D. D. Impairment of endothelium-dependent responses of cerebral arterioles in chronic hypertension. American Journal of Physiology. 253, H1435-H1440 (1987).
  26. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
  27. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for femoral vascular access in the rat. MethodsX. 4, 498-507 (2017).
  28. Takada, J., et al. Valsartan improves the lower limit of cerebral autoregulation in rats. Hypertension Research. 29, 621-626 (2006).
  29. Jones, S. C., Radinsky, C. R., Furlan, A. J., Chyatte, D., Perez-Trepichio, A. D. Cortical NOS inhibition raises the lower limit of cerebral blood flow-arterial pressure autoregulation. American Journal of Physiology. 276, H1253-H1262 (1999).
  30. Smits, G. J., Roman, R. J., Lombard, J. H. Evaluation of laser-Doppler flowmetry as a measure of tissue blood flow. Journal of Applied Physiology (1985). 61, 666-672 (1986).
  31. Durand, M. J., Raffai, G., Weinberg, B. D., Lombard, J. H. Angiotensin-(1-7) and low-dose angiotensin II infusion reverse salt-induced endothelial dysfunction via different mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299, H1024-H1033 (2010).
  32. Lombard, J. H., Sylvester, F. A., Phillips, S. A., Frisbee, J. C. High-salt diet impairs vascular relaxation mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 284, H1124-H1133 (2003).
  33. Weber, D. S., Lombard, J. H. Elevated salt intake impairs dilation of rat skeletal muscle resistance arteries via ANG II suppression. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278, H500-H506 (2000).
  34. Weber, D. S., Lombard, J. H. Angiotensin II AT1 receptors preserve vasodilator reactivity in skeletal muscle resistance arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 280, H2196-H2202 (2001).
  35. Liu, Y., Rusch, N. J., Lombard, J. H. Loss of endothelium and receptor-mediated dilation in pial arterioles of rats fed a short-term high salt diet. Hypertension. 33, 686-688 (1999).
  36. Priestley, J. R., et al. Reduced angiotensin II levels cause generalized vascular dysfunction via oxidant stress in hamster cheek pouch arterioles. Microvascular Research. 89, 134-145 (2013).
  37. McEwen, S. T., Balus, S. F., Durand, M. J., Lombard, J. H. Angiotensin II maintains cerebral vascular relaxation via EGF receptor transactivation and ERK1/2. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 297, H1296-H1303 (2009).
  38. Jensen, N. F., Todd, M. M., Kramer, D. J., Leonard, P. A., Warner, D. S. A comparison of the vasodilating effects of halothane and isoflurane on the isolated rabbit basilar artery with and without intact endothelium. Anesthesiology. 76, 624-634 (1992).
  39. Avram, M. J., et al. Isoflurane alters the recirculatory pharmacokinetics of physiologic markers. Anesthesiology. 92, 1757-1768 (2000).
  40. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?. Experimental Brain Research. 207, 249-258 (2010).
  41. Ayata, C., et al. Pronounced hypoperfusion during spreading depression in mouse cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 1172-1182 (2004).
  42. Niwa, K., et al. Cerebrovascular autoregulation is profoundly impaired in mice overexpressing amyloid precursor protein. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283, H315-H323 (2002).
  43. Carreira, S., et al. Diaphragmatic Function Is Preserved during Severe Hemorrhagic Shock in the Rat. Anesthesiology. 120, 425-435 (2014).
  44. Kerby, J. D., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with HBOC-201 in the setting of traumatic brain injury. Shock. 27, 652-656 (2007).
  45. Krejci, V., et al. Continuous measurements of microcirculatory blood flow in gastrointestinal organs during acute haemorrhage. British Journal of Anaesthesia. 84, 468-475 (2000).
  46. Rosengarte, B., Hecht, M., Wolff, S., Kaps, M. Autoregulative function in the brain in an endotoxic rat shock model. Inflammation Research. 57, 542-546 (2008).
  47. Rozet, I., et al. Cerebral autoregulation and CO2 reactivity in anterior and posterior cerebral circulation during sevoflurane anesthesia. Anesthesia and Analgesia. 102, 560-564 (2006).
  48. Hudetz, A. G., Biswal, B. B., Feher, G., Kampine, J. P. Effects of hypoxia and hypercapnia on capillary flow velocity in the rat cerebral cortex. Microvascular Research. 54, 35-42 (1997).
  49. Shi, Y., et al. Interaction of mechanisms involving epoxyeicosatrienoic acids, adenosine receptors, and metabotropic glutamate receptors in neurovascular coupling in rat whisker barrel cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 28, 111-125 (2008).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

T pSay 155serebral kan ak mkanamalazer Doppler flowmetryotoreg lasyonmikrosirk lasyonkan ak m

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır