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  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Cet article démontre l'utilisation de la fluidité de Doppler de laser pour évaluer la capacité de la circulation cérébrale pour autoréguler son flux sanguin pendant des réductions de la tension artérielle.

Résumé

En examinant les mécanismes du corps pour réguler le flux sanguin cérébral, une mesure relative du flux sanguin microcirculatoire peut être obtenue à l'aide de la fluidité d'écoulement de Doppler de laser (LDF). Cet article démontre une préparation fermée de crâne qui permet à la circulation de sang cérébrale d'être évaluée sans pénétrer le crâne ou installer une chambre ou une fenêtre cérébrale. Pour évaluer les mécanismes d'autorégulation, un modèle de réduction contrôlée de la pression artérielle par hémorragie graduée peut être utilisé tout en employant simultanément LDF. Cela permet le suivi en temps réel des changements relatifs dans le flux sanguin en réponse à la réduction de la pression artérielle produite par le retrait du volume sanguin circulant. Ce paradigme est une approche valable pour étudier l'autorégulation cérébrale de flux sanguin pendant des réductions de tension artérielle et, avec des modifications mineures dans le protocole, est également valable comme modèle expérimental de choc hémorragique. En plus d'évaluer les réponses autorégulatrices, LDF peut être utilisé pour surveiller le flux sanguin cortical lors de l'étude métabolique, myogénique, endothéliale, humoral, ou les mécanismes neuronaux qui régulent le flux sanguin cérébral et l'impact de divers interventions et conditions pathologiques sur le flux sanguin cérébral.

Introduction

Les mécanismes autorégulateurs dans la circulation cérébrale jouent un rôle crucial dans le maintien de l'homéostasie et de la fonction normale dans le cerveau. L'autorégulation du flux sanguin cérébral est affectée par de multiples facteurs, y compris la fréquence cardiaque, la vitesse du sang, la pression de perfusion, le diamètre des artères de résistance cérébrale, et la résistance microcirculatoire, qui jouent tous un rôle dans le maintien de la constante totale du flux sanguin cérébral dans le cerveau sur la gamme physiologique de la pression artérielle systémique. Lorsque la pression artérielle augmente, ces mécanismes resserrent les artérioles et les artères de résistance pour prévenir les augmentations dangereuses de la pression intracrânienne. Quand la tension artérielle diminue, les mécanismes locaux de commande dilatent les artérioles pour maintenir la perfusion de tissu et la livraisond'O 2. Diverses conditions pathologiques telles que l'hypercapnie, traumatisme ou des lésions cérébrales hypoxiques globales, et la microangiopathie diabétique1,2,3,4,5,6 peut perturber la capacité du cerveau à autoréguler son flux sanguin. Par exemple, l'hypertension chronique déplace la gamme autorégulatrice efficace vers des pressions plus élevées7,8,9, et un régime à haute teneur en sel (HS) interfère non seulement avec la dilatation normale endothélium-dépendante dans la microcirculation cérébrale10, mais altère également la capacité des mécanismes d'autorégulation dans la circulation cérébrale à dilater et maintenir la perfusion de tissu lorsque la pression artérielle est réduite11. L'autorégulation cérébrale est également altérée chez les rats sensibles au sel Dahl lorsqu'ils sont nourris avec un régime HS12.

Pendant des réductions de la pression artérielle, la dilatation des artères et des artérioles de résistance cérébrale retourne au commencement le flux sanguin cérébral pour commander des valeurs en dépit de la pression réduite de perfusion. Comme la pression artérielle est réduite davantage, le flux sanguin cérébral reste constant à la pression inférieure (phase de plateau de la réponse autorégulatrice) jusqu'à ce que la vascularisation ne peut plus se dilater pour maintenir le flux sanguin à la pression inférieure. La pression la plus basse à laquelle un organe peut maintenir le flux sanguin normal est appelée la limite inférieure de l'autorégulation (LLA). Aux pressions au-dessous du LLA, le flux sanguin cérébral diminue de manière significative des valeurs de repos et diminue d'une manière linéaire avec chaque réduction de la pression de perfusion artérielle13,14. Un décalage vers le haut dans le LLA, comme observé dans l'hypertension7,8,9, peut augmenter le risque et la gravité des dommages ischémiques pendant les conditions où la pression de perfusion artérielle est réduite (par exemple, infarctus du myocarde, accident vasculaire cérébral ischémique, ou choc circulatoire).

LDF s'est avéré être une approche extrêmement précieuse pour évaluer le flux sanguin dans la microcirculation dans une variété de circonstances, y compris l'autorégulation du flux sanguin dans la circulation cérébrale11,14,15. En plus d'évaluer les réponses autorégulatrices, LDF peut être utilisé pour surveiller le flux sanguin cortical lors de l'étude métabolique, myogénique, endothéliale, humoral, ou des mécanismes neuronaux qui régulent le flux sanguin cérébral et l'impact de diverses interventions expérimentales et des conditions pathologiques sur le flux sanguin cérébral10,16,17,18,19,20,21.

LDF mesure le déplacement de la lumière laser réfléchie en réponse au nombre et à la vitesse des particules en mouvement - dans ce cas, les globules rouges (RBC). Pour les études de l'autorégulation vasculaire cérébrale, la tension artérielle artérielle est changée soit par l'infusion d'un agoniste alpha-adrénergique pour augmenter la pression artérielle (parce que la circulation cérébrale elle-même est insensible aux agonistes vasoconstricteurs vasoconstricteurs alpha-adrénergiques)12,15 ou par le retrait contrôlé de volume sanguin pour réduire la pression artérielle11,14. Dans la présente étude, LDF est utilisé pour démontrer les effets des réductions graduées de la pression artérielle sur l'autorégulation cérébrale chez un rat en bonne santé. Bien que des méthodes ouvertes et fermées de crâne aient été décrites dans la littérature22,23,24,25, le présent article démontre une préparation fermée de crâne, permettant le flux sanguin cérébral pour être évalué sans pénétrer le crâne ou installer une chambre ou une fenêtre cérébrale.

Protocole

Le Medical College of Wisconsin Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) a approuvé tous les protocoles décrits dans le présent document et toutes les procédures sont conformes au National Institutes of Health (NIH) Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) Règlements.

1. Animaux expérimentaux et préparation à l'enregistrement

  1. Utilisez des rats Mâles Sprague-Dawley de 8 à 12 semaines pesant de 250 à 300 g. Pour ces expériences, nourrir les rats d'un régime alimentaire standard composé de 0,4 % de NaCl, 200 g/kg de caséine, 3 g/kg de DL-méthionine, 497,77 g/kg de saccharose, 150 g/kg de fécule de maïs, 50 g/kg d'huile de maïs, 50 g/kg de cellulose, 2 g/kg de bitartrate de choline, 35 g/kg de mélange minéral, et 10 g/kg de mélange de vitamine.
  2. Enregistrez la pression artérielle artérielle et les lectures de LDF à l'aide d'un logiciel d'acquisition de données ou de toute méthode d'enregistrement comparable.
  3. Fixez le transducteur de pression artérielle à un canal du système d'enregistrement et la sonde LDF à l'autre canal du système d'enregistrement.
  4. Avant la mesure, calibrer la sonde laser Doppler pour établir une norme de motilité et s'assurer que le compteur d'écoulement doppler laser fournit une sortie régulière.
  5. Préparer l'équipement supplémentaire nécessaire pour la chirurgie préparatoire et pour l'expérience : un microscope disséqué, un ventilateur de rongeur, un moniteur de CO2 de marée de fin, un instrument stéréotaxique pour fixer la tête du rat en position, et un micromanipulateur pour localiser la sonde de LDF au-dessus de la microcirculation piale et la maintenir dans une position régulière.

2. Préparation chirurgicale

  1. Peser le rat et anesthésier l'animal dans une chambre à induction avec 3,5% isoflurane et 30% O2 supplément.
  2. Retirez l'animal de la chambre d'induction et remplacez un masque anesthésique délivrant un isoflurane de 1,5 à 3 % par un supplément de 30 % O2.
  3. Placez le rat sur une couverture d'eau en circulation maintenue à 37 oC et vérifiez les réflexes avec une pince d'orteil pour s'assurer qu'il y a un réflexe de retrait. Appliquer ondulé ophtalmique stérile sur les deux yeux pour prévenir la dessiccation cornéenne.
  4. Raser le haut du crâne, la région du cou ventral et les triangles fémoraux. Enlever les cheveux lâches de ces zones et nettoyer avec de l'alcool à friction.
  5. Placez le rat en position de supine sur un coussin chauffant à l'aide d'une pompe à eau chaude en circulation pour maintenir la température corporelle de l'animal à 37 oC et fixez-le temporairement sur le coussin à l'aide de ruban adhésif médical.
  6. Installer une canule trachéale (pe240 tube de polyéthylène) par une incision ventrale dans le cou comme décrit ailleurs26.
  7. Fixez la canule trachéale à un moniteur de CO2 des marées et le ventilateur délivrant un isoflurane de 2,5 à 3,0 % (selon la taille de l'animal) et un supplément d'inhalation de 30 % O2. Assurez-vous que la fréquence respiratoire, le temps d'inspiratoire et le volume ventilatoire minute sont réglés et surveillés afin d'assurer un CO2 de marée expiré d'environ 35 mmHg tout au long de l'expérience.
    REMARQUE : Ceci est généralement réalisé avec un taux respiratoire d'environ 48-60 respirations/min, un volume de marée de 1,70 à 2,30 ml, et un temps d'inspiration de 0,50 à 0,60 s pour un rat de 250 à 300 g.
  8. Remplir deux canules de polyéthylène PE50 avec 1 u/mL d'héparine dans une solution isotonique NaCl pour prévenir la coagulation et maintenir la patency des cathéters. Après le remplissage, vel l'extrémité ouverte de chaque canule avec des ciseaux chirurgicaux pour faciliter l'insertion dans l'artère.
  9. Cannuer les artères fémorales droites et gauches comme décrit ailleurs27 pour permettre la surveillance continue de la pression artérielle dans un cathéter et le retrait de sang de l'autre cathéter.
    1. Après avoir soigneusement séparé les artères du tissu environnant sous un microscope disséquant, ligate l'extrémité distale de l'artère et placez deux sutures additionnelles autour des extrémités moyennes et proximales de l'artère sans serrer les noeuds.
    2. Utilisez la suture proximale comme ligature de levage pour empêcher le saignement de l'artère après l'incision pour l'insertion de canule (étape 2.11).
  10. Insérez un fil en forme de V façonné à partir d'un trombone sous l'artère afin d'occluder le vaisseau jusqu'à ce que la canule soit fixée.
  11. Sous un microscope disséquant faire une petite incision dans l'artère fémorale près de la ligature distale à l'aide de ciseaux Vannas. Insérez l'extrémité bevée de la canule dans l'incision et avancez-la dans l'artère fémorale. Resserrer le noeud sur la ligature du milieu pour fixer la canule en place afin qu'elle ne soit pas délogée par la pression artérielle lorsque la ligature de levage ou le trombone est enlevé.
  12. Après que la ligature du milieu est serrée, relâchez la tension sur la ligature de levage et/ou retirez le trombone, et serrez la ligature proximale.
  13. Fermez l'incision avec de fines sutures (3-0 soie) ou un agrafe chirurgicale. Sinon, placez une gaze humide sur le site d'incision, selon la taille de l'incision.

3. Amincissement du crâne pour les mesures LDF

  1. Immédiatement après que les canules sont en place, placez l'animal dans une position sternale et fixez la tête dans un dispositif stéréotaxique, en prenant soin de ne pas déloger les cathéters ou le tube trachéal.
  2. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une incision elliptique dans la peau couvrant le crâne. Utilisez un coton-tige pour enlever tout tissu conjonctif, en veillant à ce que le crâne soit propre et sec. Placez un petit morceau allongé et roulé de papier de soie autour de l'incision sur le cuir chevelu pour arrêter tout saignement.
  3. Sous le microscope disséquant, utilisez un outil Dremel ou un perceur dentaire avec un foret de 2,15 mm pour éclaircir une petite zone d'os (environ 0,5 à 1 cm selon la taille du rat) dans la zone pariétale au-dessus du cortex somatosensoriel gauche ou droit.
    CAUTION: Mincez l'os lentement et soigneusement pour éviter de pénétrer le crâne. Pendant l'exécution de cette étape, la solution saline devrait être appliquée généreusement pour empêcher la zone de surchauffer.
  4. Une fois que le crâne a été éclairci et la zone a un aspect rose et / ou les vaisseaux sanguins sont visualisés, couvrir la zone avec de l'huile minérale et utiliser un micromanipulateur pour positionner la sonde laser Doppler sur la microcirculation cérébrale exposée de sorte que la pointe de la sonde est juste toucher le haut de la piscine d'huile minérale (Figure 1).
    REMARQUE : Il est essentiel de prendre des mesures LDF dans une zone où il n'y a pas de vibrations externes qui interfèreraient avec les lectures d'Undeet laser et que la sonde est solidement fixée sur la même zone cible tout au long de l'expérience.

4. Évaluer l'autorégulation vasculaire cérébrale

  1. Une fois que la sonde LDF est fixée en position, prévoyez une période d'équilibre de 30 à 45 minutes avant de commencer l'expérience. Après la période d'équilibre, mesurez la pression artérielle moyenne (MAP) et le flux sanguin cérébral de laser (LCBF) tous les 30 s pendant 2 min et moyennes les valeurs pour obtenir les valeurs de base pour la tension artérielle de préhemorrhage et LCBF.
  2. Pour évaluer l'autorégulation vasculaire cérébrale en réponse à la réduction artérielle de pression, mesurez le LCBF et le MAP suivant des retraits successifs de 1,5 ml de sang de l'artère fémorale11. Pour conserver le brevet du cathéter, assurez-vous qu'un volume de solution héparine (100 U/mL en solution saline isotonique) est à peu près égal au volume du cathéter après chaque prélèvement sanguin.
    REMARQUE : Lors de l'infusion de la solution d'héparine pour maintenir la patency de cathéter, il est important de faire correspondre le volume de la solution d'héparine au volume du cathéter aussi étroitement que possible pour empêcher l'animal de recevoir trop d'héparine, qui pourrait causer des non désirés Saignement.
  3. Après chaque retrait du volume sanguin, permettre au rat d'ajuster pendant 2 min, après quoi le MAP et le LCBF sont enregistrés tous les 30 s pendant 2 min. Répétez les retraits de volume sanguin jusqu'à ce que l'animal atteigne un MAP d'environ 20 mmHg.
  4. Déterminer la plage d'autorégulation efficace en identifiant la gamme de tension artérielle du MAP préhémorragique au LLA (étapes 4.5 et 5.3, ci-dessous).
  5. Déterminer la LLA en identifiant la pression la plus basse à laquelle l'ALF retourne encore à moins de 20 % de la valeur de contrôle de préhemorrhage après le retrait du volume sanguin, tel que décrit précédemment11,28 ou en identifiant le point d'intersection des lignes de régression déterminées au cours de la phase de plateau de l'autorégulation et en dessous de la LL, où la LCBF diminue à chaque retrait sanguin successif (étape 5.3, ci-dessous).
    REMARQUE : Les critères de définition du lLA et du plateau autorégulateur peuvent différer d'un laboratoire à l'autre (p. ex. Takada et coll.28 vs Jones etcoll. 29) ainsi que des procédures de réduction de la pression artérielle artérielle (p. ex., retrait d'un volume spécifique de sang par rapport à une hémorragie contrôlée pour atteindre des niveaux de pression artérielle spécifiques)11.
  6. À la fin de l'expérience, euthanasiez l'animal en créant un pneumothorax bilatéral sous un plan chirurgical d'anesthésie, tel qu'approuvé par l'IACUC.
  7. Les valeurs De FLD obtenues dans le tissu après l'euthanasie de l'animal fourniront la valeur de flux de base zéro pour la configuration expérimentale.

5. Analyse statistique

  1. Effectuer une analyse linéaire de régression pour évaluer la corrélation entre les valeurs de LDF et leur pression artérielle correspondante. Utilisez les relevés de référence de FLD obtenus après l'euthanasie de l'animal pour vous assurer qu'il n'y avait pas de signal LDF non spécifique affectant les débits mesurés.
  2. Calculez le LLA à l'aide de l'intersection entre les lignes de régression au-dessus et au-dessous du plateau autorégulateur. Pour calculer le LLA à l'aide de cette méthode, combinez les deux équations de régression et résolvez l'équation résultante pour la pression artérielle.
  3. Lorsque vous comparez différents groupes expérimentaux, utilisez l'analyse linéaire de régression pour calculer les pentes de la relation de pression ldiférique par rapport à la relation artérielle au-dessus et au-dessous du LLA pour chaque animal et les résumer comme moyennes - SEM pour les animaux de ce groupe expérimental.

Résultats

La figure 2 résume les résultats d'expériences menées chez 10 rats mâles Sprague-Dawley nourris en chow de laboratoire standard. Dans ces expériences, le LCBF moyen a été maintenu dans 20% de la valeur de préhemorrhage suivant les trois premiers retraits de volume de sang, jusqu'à ce que la pression artérielle moyenne ait atteint le LLA. Les retraits subséquents de volume sanguin aux pressions au-dessous du LLA ont causé une réduction progressive de LCBF, montrant que la circul...

Discussion

Évaluation des réponses de flux sanguin de tissu avec la flowmemétrie de Doppler de laser (LDF). Comme indiqué ci-dessus, le signal LDF est proportionnel au nombre et à la vitesse des particules en mouvement, en l'occurrence RBC, dans la microcirculation. Les lectures de LDF dans différents organes sont bien corrélées avec le flux sanguin entier d'organe évalué par des méthodes établies telles que les compteurs d'écoulement électromagnétiques et les microsphères radioactives

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Les auteurs expriment leurs sincères remerciements à Kaleigh Kozak, Megan Stumpf et Jack Bullis pour leur aide exceptionnelle dans la réalisation de cette étude et la préparation du manuscrit. Soutien accordé : NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 et #R21-OD024781.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
3-0 braided black silk sutureMidwest Vet193.73000.2
Arterial Pressure TransducerMerit Medical041516504A
Automated Data Acquisition Systems (WINDAQ & BIOPAC system)DATAQ Instruments
Blood Pressure Display UnitStoelting50115
Circulating warm water pumpGaymar IndustriesT-pump
End-tidal CO2 monitorStoeltingCapstar-100
Heparin SodiumMidwest Vet191.46720.3
KimwipeFisher Scientific06-666A
Laser Doppler Flow MeterPerimedPeriFlux 5000 LDPM
Laser Doppler Refill Motility StandardPerimedPF1001
Polyethylene Tubing (PE240) (for trachea cannula)VWR63018-828
Polyethylene Tubing (PE50) (for femoral catheters)VWR63019-048
Rodent VentilatorCwe/StoeltingSAR-830/P
SalineMidwest Vet193.74504.3
Sprague-Dawley Outbred RatsVariableN/ARats were ordered from various companies
Standard Rat ChowDyets, Inc.113755
Stereotaxic InstrumentCwe/StoeltingClasic Lab Standard

Références

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