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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Questo articolo dimostra l'uso di flussometria Doppler laser per valutare la capacità della circolazione cerebrale di autoregolare il suo flusso sanguigno durante la riduzione della pressione arteriosa.

Abstract

Quando si studiano i meccanismi del corpo per regolare il flusso sanguigno cerebrale, è possibile ottenere una misurazione relativa del flusso sanguigno microcircolatorio utilizzando la flowmetria Doppler laser (LDF). Questo documento dimostra una preparazione del cranio chiusa che consente di valutare il flusso sanguigno cerebrale senza penetrare il cranio o installare una camera o una finestra cerebrale. Per valutare i meccanismi di autoregolamentazione, un modello di riduzione controllata della pressione sanguigna tramite emorragia graduata può essere utilizzato mentre allo stesso tempo impiega l'LDF. Ciò consente il monitoraggio in tempo reale dei cambiamenti relativi nel flusso sanguigno in risposta a riduzioni della pressione arteriosa prodotta dal ritiro del volume sanguigno circolante. Questo paradigma è un valido approccio per studiare l'autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale durante la riduzione della pressione sanguigna arteriosa e, con piccole modifiche nel protocollo, è anche prezioso come modello sperimentale di shock emorragico. Oltre a valutare le risposte autoregolatorie, LDF può essere utilizzato per monitorare il flusso sanguigno corticale durante lo studio dei meccanismi metabolici, miogenici, endoteliali, umorali o neurali che regolano il flusso sanguigno cerebrale e l'impatto di vari meccanismi sperimentali interventi e condizioni patologiche sul flusso sanguigno cerebrale.

Introduzione

I meccanismi autoregolanti nella circolazione cerebrale svolgono un ruolo cruciale nel mantenimento dell'omeostasi e della normale funzione cerebrale. L'autoregolazione del flusso sanguigno cerebrale è influenzata da molteplici fattori tra cui la frequenza cardiaca, la velocità del sangue, la pressione di perfusione, il diametro delle arterie di resistenza cerebrale e la resistenza microcircolatoria, che svolgono un ruolo nel mantenere costante il flusso sanguigno cerebrale totale nel cervello sulla gamma fisiologica delle pressioni sistemiche. Quando aumenta la pressione arteriosa, questi meccanismi restringono arteriole e arterie di resistenza per prevenire aumenti pericolosi nella pressione intracranica. Quando la pressione sanguigna arteriosa diminuisce, i meccanismi di controllo locali dilatano le arteriole per mantenere la perfusione dei tessuti e la consegna di O2. Varie condizioni patologiche come l'ipercapnia, la lesione cerebrale ipossica traumatica o globale e la microangiopatia diabetica1,2,3,4,5,6 possono interrompere la capacità del cervello di autoregolarne il suo flusso sanguigno. Ad esempio, l'ipertensione cronica sposta l'effettiva gamma di autoregolazione verso pressioni più elevate7,8,9e una dieta ad alto sale (HS) non solo interferisce con la normale dilatazione dipendente dall'endotelio nella microcircolazione cerebrale10, ma compromette anche la capacità dei meccanismi di autoregolamentazione nella circolazione cerebrale di dilatare e mantenere la perfusione dei tessuti quando la pressione arteriosa è ridotta di11. L'autoregolazione cerebrale è compromessa anche nei ratti sensibili al sale Dahl quando vengono alimentati con una dieta HS12.

Durante la riduzione della pressione arteriosa, la dilatazione delle arterie di resistenza cerebrale e arteriole ritorna inizialmente il flusso sanguigno cerebrale ai valori di controllo nonostante la ridotta pressione di perfusione. Man mano che la pressione arteriosa si riduce ulteriormente, il flusso sanguigno cerebrale rimane costante alla pressione inferiore (fase plateau della risposta autoregolatoria) fino a quando la vascolatura non può più dilatare per mantenere il flusso sanguigno alla pressione più bassa. La pressione più bassa alla quale un organo può mantenere il flusso sanguigno normale è definita il limite inferiore dell'autoregolazione (LLA). A pressioni inferiori al LLA, il flusso sanguigno cerebrale diminuisce in modo significativo dai valori di riposo e diminuisce in modo lineare con ogni riduzione della pressione arteriosaperfusione 13,14. Uno spostamento verso l'alto nel LLA, come osservato nell'ipertensione7,8,9, può aumentare il rischio e la gravità della lesione ischemica in condizioni in cui la pressione perlano arteriosa è ridotta (ad esempio, infarto miocardico, ictus ischemico o shock circolatorio).

LDF ha dimostrato di essere un approccio estremamente prezioso per valutare il flusso sanguigno nella microcircolazione in una varietà di circostanze, tra cui l'autoregolazione del flusso sanguigno nella circolazione cerebrale11,14,15. Oltre a valutare le risposte autoregolatorie, LDF può essere utilizzato per monitorare il flusso sanguigno corticale quando si studia meccanismi metabolici, miogenici, endoteliali, umorali o neurali che regolano il flusso sanguigno e l'impatto di vari interventi sperimentali e condizioni patologiche sul flusso sanguigno cerebrale10,16,17,18,19,20,21.

LDF misura lo spostamento della luce laser riflessa in risposta al numero e alla velocità delle particelle in movimento, in questo caso i globuli rossi (RBC). Per gli studi di autoregolazione vascolare cerebrale, la pressione arteriosa viene modificata dall'infusione di un agonista alfa-avverso per aumentare la pressione arteriosa (perché la circolazione cerebrale stessa è insensibile agli agonisti vasoconstrictor alfa-sensibili)12,15 o tramite ritiro controllato del volume sanguigno per ridurre la pressione arteriosa11,14. Nel presente studio, LDF è utilizzato per dimostrare gli effetti della riduzione graduata della pressione sanguigna sull'autoregolazione cerebrale in un ratto sano. Sebbene i metodi del cranio aperto e chiuso siano stati descritti nella letteratura22,23,24,25, il presente documento dimostra una preparazione del cranio chiusa, consentendo di valutare il flusso sanguigno cerebrale senza penetrare il cranio o installare una camera o una finestra cerebrale.

Protocollo

Il Medical College of Wisconsin Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ha approvato tutti i protocolli descritti in questo documento e tutte le procedure sono in conformità con il National Institutes of Health (NIH) Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) Regolamenti.

1. Animali sperimentali e preparazione per la registrazione

  1. Usa i ratti Sprague-Dawley di 8-12 settimane del peso di 250-300 g. Per questi esperimenti, nutrire i ratti una dieta standard composta da 0,4% NaCl, 200 g/kg di caseina, 3 g/kg DL-metionina, 497,77 g/kg di saccarosio, 150 g/kg di amido di mais, 50 g/kg di olio di mais, 50 g/kg di cellulosa, 2 g/kg di colina bitartrate, 35 g/kg di miscela minerale di
  2. Registrare la pressione sanguigna arteriosa e letture LDF utilizzando un software di acquisizione dati o qualsiasi metodo di registrazione comparabile.
  3. Collegare il trasduttore di pressione arteriosa a un canale del sistema di registrazione e la sonda LDF all'altro canale del sistema di registrazione.
  4. Prima della misurazione, calibrare la sonda Doppler laser per impostare uno standard di motilità e garantire che il misuratore di flusso Doppler laser fornisca un'uscita costante.
  5. Preparare l'attrezzatura aggiuntiva necessaria per la chirurgia preparatoria e per l'esperimento: un microscopio dissettivo, un ventilatore di roditore, un monitor di CO2 di marea finale, uno strumento stereotassico per fissare la testa del ratto in posizione e un micromanipolatore per localizzare la sonda LDF sulla microcircolazione del pial e mantenerla in una posizione costante.

2. Preparazione chirurgica

  1. Pesare il ratto e ananetizzare l'animale in una camera di induzione con 3.5% isoflurane e 30% O2 integratore.
  2. Rimuovere l'animale dalla camera di induzione e sostituire una maschera anestetica condogli 1,5-3% isoflurane con un integratore 30% O2.
  3. Mettere il ratto su una coperta d'acqua circolante mantenuta a 37 gradi centigradi e controllare i riflessi con un pizzico di punta per assicurarsi che ci sia un riflesso di ritiro. Applicare unguento oftalmico sterile su entrambi gli occhi per prevenire la disidratazione corneale.
  4. Rasare la parte superiore del cranio, zona del collo ventrale, e triangoli femorali. Rimuovere i capelli sciolti da quelle aree e pulire con l'alcol sfregamento.
  5. Posizionare il ratto in una posizione supina su una piastra di riscaldamento con una pompa di acqua calda circolante per mantenere la temperatura corporea dell'animale a 37 gradi centigradi e fissarlo temporaneamente al pad utilizzando nastro medico.
  6. Installare una cannula tracheale (PE240 tubi in polietilene) attraverso un'incisione ventrale nel collo come descritto altrove26.
  7. Attaccare la cannula tracheale a un monitor di CO2 di marea finale e al ventilatore che eroga 2,5-3,0% isoflurane (a seconda delle dimensioni dell'animale) e un completamento di inalazione del 30% O2. Assicurarsi che la frequenza respiratoria, il tempo di inspirazione e il volume di ventilazione dei minuti siano impostati e monitorati per garantire un'estremità scaduta di CO di mareadi circa 35 mmnel durante l'esperimento.
    NOTA: Questo è generalmente ottenuto con una frequenza respiratoria di circa 48-60 respiri/min, un volume di marea di 1,70–2,30 mL e un tempo di ispirazione di 0,50–0,60 s per un ratto da 250-300 g.
  8. Riempire due cannule in polietilene PE50 con 1 U/mL di eparina nella soluzione NaCl isotonica per prevenire la coagulazione e mantenere la pacienza dei cateteri. Dopo il riempimento, sfumare l'estremità aperta di ogni cannula con forbici chirurgiche per facilitare l'inserimento nell'arteria.
  9. Cannulate le arterie femorali destra e sinistra come descritto altrove27 per consentire il monitoraggio continuo della pressione arteriosa in un catetere e ritiro del sangue dall'altro catetere.
    1. Dopo aver accuratamente separare le arterie dal tessuto circostante sotto un microscopio dissettivo, legarsi l'estremità distale dell'arteria e posizionare due suture aggiuntive intorno alle estremità centrali e prossimali dell'arteria senza stringere i nodi.
    2. Utilizzare la sutura prossimale come legatura di sollevamento per prevenire il sanguinamento dall'arteria dopo l'incisione per l'inserimento della cannula (passaggio 2.11).
  10. Inserire un filo a forma di V modellato da una graffetta sotto l'arteria per occludere il vaso fino a quando la cannula è fissata.
  11. Sotto un microscopio dissezioso fare una piccola incisione nell'arteria femorale vicino alla legatura distale utilizzando forbici Vannas. Inserire l'estremità svelata della cannula nell'incisione e farla avanzare nell'arteria femorale. Stringere il nodo sulla legatura centrale per fissare la cannula in posizione in modo che non venga sloggiata dalla pressione arteriosa quando la legatura di sollevamento o la graffetta viene rimossa.
  12. Dopo che la legatura centrale è stretta, rilasciare la tensione sulla legatura di sollevamento e / o rimuovere la graffetta, e stringere la legatura prossimale.
  13. Chiudere l'incisione con suture fini (seta 3-0) o un fiocco chirurgico. In alternativa, posizionare una garza umida sul sito di incisione, a seconda delle dimensioni dell'incisione.

3. Assottigliamento del cranio per le misurazioni LDF

  1. Immediatamente dopo le cannule sono in posizione, posizionare l'animale in posizione sternale e fissare la testa in un dispositivo stereotassico, facendo attenzione a non spostare i cateteri o tubo tracheale.
  2. Utilizzare forbici chirurgiche per fare un'incisione ellittica nella pelle che copre il cranio. Utilizzare un tampone di cotone per rimuovere qualsiasi tessuto connettivo, assicurando che il cranio sia pulito e asciutto. Posizionare un piccolo pezzo di carta velina allungato e arrotolato intorno all'incisione sul cuoio capelluto per fermare qualsiasi sanguinamento.
  3. Sotto il microscopio dissecinte, utilizzare uno strumento Dremel o un trapano dentale con una punta di perforazione di 2,15 mm per assottigliare una piccola area di osso (circa 0,5-1 cm a seconda delle dimensioni del ratto) nell'area parietale sopra la corteccia somatosensoriale sinistra o destra.
    AMMONIMento: Assottigliare l'osso lentamente e con attenzione per evitare di penetrare il cranio. Durante l'esecuzione di questo passaggio, soluzione salina deve essere applicata liberamente per evitare che l'area di surriscaldamento.
  4. Una volta che il cranio è stato assottigliato e l'area ha un aspetto rosa e/o i vasi sanguigni sono visualizzati, coprire l'area con olio minerale e utilizzare un micromanipolatore per posizionare la sonda Doppler laser sulla microcircolazione cerebrale esposta in modo che la punta della sonda stia solo toccando la parte superiore del pool di olio minerale (Figura 1).
    NOTA: È essenziale effettuare misurazioni LDF in un'area in cui non vi sono vibrazioni esterne che interferirebbero con le letture di Doppler laser e che la sonda è fissata saldamente sulla stessa area di destinazione durante l'esperimento.

4. Valutazione dell'autoregolazione vascolare cerebrale

  1. Una volta fissata la sonda LDF in posizione, lasciare un periodo di conquistimento di 30-45 orecazione prima di iniziare l'esperimento. Dopo il periodo di equilibratore, misurare la pressione arteriosa media (MAP) e laser flusso sanguigno cerebrale (LCBF) ogni 30 s per 2 min e la media dei valori per ottenere i valori di base per la pressione sanguigna della emorragia e LCBF.
  2. Per valutare l'autoregolazione vascolare cerebrale in risposta alla riduzione della pressione arteriosa, misurare l'LCBF e MAP dopo successivi prelievi di 1,5 mL di sangue dall'arteria femorale11. Per mantenere il brevetto del catetere, assicurarsi che un volume di soluzione di eparina (100 U/mL in salina isotonica) approssimativamente uguale al volume del catetere sia infuso dopo ogni prelievo di sangue.
    NOTA: Quando si infonde la soluzione di eparina per mantenere la patenza del catetere, è importante abbinare il volume della soluzione di eparina al volume del catetere il più vicino possibile per evitare che l'animale riceva troppa eparina, il che potrebbe causare Sanguinamento.
  3. Dopo ogni prelievo di volume di sangue, lasciare che il ratto equilibrate per 2 min, dopo di che il MAP e LCBF vengono registrati ogni 30 s per 2 min. Ripetere i prelievi di volume di sangue fino a quando l'animale raggiunge una mappa di circa 20 mmHg.
  4. Determinare l'effettiva gamma di autoregolamentazione identificando la gamma di pressione sanguigna dalla MAP della emorragia al LLA (passaggi 4.5 e 5.3, di seguito).
  5. Determinare il LLA identificando la pressione più bassa in cui LCBF torna ancora all'interno del 20% del valore di controllo della emorragia in seguito al ritiro del volume sanguigno, come descritto in precedenza11,28 o identificando il punto di intersezione delle linee di regressione determinato durante la fase di plateau dell'autoregolazione e al di sotto della LLA, dove LCBF diminuisce ad ogni successivo prelievo del sangue (passaggio 5.3, sotto).
    NOTA: I criteri per la definizione dell'altopiano LLA e dell'autoregolamentazione possono differire tra i laboratori (ad esempio, Takada et al.28 rispetto a Jones et al.29) e le procedure per ridurre la pressione arteriosa (ad esempio, il ritiro di un volume specifico di sangue rispetto a un'emorragia controllata per raggiungere specifici livelli di pressione arteriosa)11.
  6. Alla fine dell'esperimento, eutanasia l'animale creando uno pneumotorace bilaterale sotto un piano chirurgico di anestesia, come approvato dall'IACUC.
  7. I valori di LDF ottenuti nel tessuto dopo l'eutanasia forniranno il valore di flusso della linea di base zero per la configurazione sperimentale.

5. Analisi statistica

  1. Eseguire l'analisi di regressione lineare per valutare la correlazione tra i valori LDF e la corrispondente pressione arteriosa. Utilizzare le letture LDF di base ottenute dopo che l'animale è eutanasia per garantire che non vi fosse alcun segnale LDF non specifico che influenza le portate misurate.
  2. Calcolare il LLA utilizzando l'intersezione tra le linee di regressione sopra e sotto l'altopiano autoregolatore. Per calcolare l'LLA utilizzando questo metodo, combinare le due equazioni di regressione e risolvere l'equazione risultante per la pressione arteriosa.
  3. Quando si confrontano diversi gruppi sperimentali, utilizzare l'analisi di regressione lineare per calcolare le pendenze del rapporto di pressione LDF contro arteriosa sopra e sotto il LLA per ogni animale e riassumerle come media : SEM per gli animali in quel gruppo sperimentale.

Risultati

La figura 2 riassume i risultati degli esperimenti condotti in 10 ratti Maschi Sprague-Dawley alimentati con chow di laboratorio standard. In tali esperimenti, media LCBF è stato mantenuto entro il 20% del valore di emorragia dopo i primi tre prelievi del volume di sangue, fino a quando la pressione arteriosa media ha raggiunto il LLA. I successivi prelievi di volume sanguigno a pressioni al di sotto del LLA hanno causato una progressiva riduzione di LCBF, dimostrando che la circolazione ce...

Discussione

Valutazione delle risposte del flusso sanguigno dei tessuti con Laser Doppler Flowmetry (LDF). Come notato in precedenza, il segnale LDF è proporzionale al numero e alla velocità delle particelle in movimento, in questo caso RBC, nella microcircolazione. Le letture LDF in diversi organi sono ben correlate al flusso sanguigno dell'intero organo valutato con metodi stabiliti come i misuratori di flusso elettromagnetico e le microsfere radioattive30 e sono generalmente coerenti con...

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Gli autori esprimono il loro sincero ringraziamento a Kaleigh Kozak, Megan Stumpf e Jack Bullis per la loro eccezionale assistenza nel completare questo studio e preparare il manoscritto. Supporto: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 e #R21-OD024781.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
3-0 braided black silk sutureMidwest Vet193.73000.2
Arterial Pressure TransducerMerit Medical041516504A
Automated Data Acquisition Systems (WINDAQ & BIOPAC system)DATAQ Instruments
Blood Pressure Display UnitStoelting50115
Circulating warm water pumpGaymar IndustriesT-pump
End-tidal CO2 monitorStoeltingCapstar-100
Heparin SodiumMidwest Vet191.46720.3
KimwipeFisher Scientific06-666A
Laser Doppler Flow MeterPerimedPeriFlux 5000 LDPM
Laser Doppler Refill Motility StandardPerimedPF1001
Polyethylene Tubing (PE240) (for trachea cannula)VWR63018-828
Polyethylene Tubing (PE50) (for femoral catheters)VWR63019-048
Rodent VentilatorCwe/StoeltingSAR-830/P
SalineMidwest Vet193.74504.3
Sprague-Dawley Outbred RatsVariableN/ARats were ordered from various companies
Standard Rat ChowDyets, Inc.113755
Stereotaxic InstrumentCwe/StoeltingClasic Lab Standard

Riferimenti

  1. Aso, Y., Inukai, T., Takemura, Y. Evaluation of microangiopathy of the skin in patients with non-insulin-dependent diabetes mellitus by laser Doppler flowmetry; microvasodilatory responses to beraprost sodium. Diabetes Research and Clinical Practice. 36, 19-26 (1997).
  2. Golding, E. M., Robertson, C. S., Bryan, R. M. The consequences of traumatic brain injury on cerebral blood flow and autoregulation: a review. Clinical and Experimental Hypertension. 21, 299-332 (1999).
  3. Grunwald, J. E., DuPont, J., Riva, C. E. Retinal haemodynamics in patients with early diabetes mellitus. British Journal of Ophthalmology. 80, 327-331 (1996).
  4. Mankovsky, B. N., Piolot, R., Mankovsky, O. L., Ziegler, D. Impairment of cerebral autoregulation in diabetic patients with cardiovascular autonomic neuropathy and orthostatic hypotension. Diabetic Medicine. 20, 119-126 (2003).
  5. Symon, L., Held, K., Dorsch, N. W. A study of regional autoregulation in the cerebral circulation to increased perfusion pressure in normocapnia and hypercapnia. Stroke. 4, 139-147 (1973).
  6. Taccone, F. S., et al. Cerebral autoregulation is influenced by carbon dioxide levels in patients with septic shock. Neurocritical Care. 12, 35-42 (2010).
  7. Barry, D. I., et al. Cerebral blood flow in rats with renal and spontaneous hypertension: resetting of the lower limit of autoregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2, 347-353 (1982).
  8. Faraci, F. M., Baumbach, G. L., Heistad, D. D. Cerebral circulation: humoral regulation and effects of chronic hypertension. Journal of the American Society of Nephrology. 1, 53-57 (1990).
  9. Strandgaard, S. Autoregulation of cerebral blood flow in hypertensive patients. The modifying influence of prolonged antihypertensive treatment on the tolerance to acute, drug-induced hypotension. Circulation. 53, 720-727 (1976).
  10. McEwen, S. T., Schmidt, J. R., Somberg, L., de la Cruz, L., Lombard, J. H. Time-course and mechanisms of restored vascular relaxation by reduced salt intake and angiotensin II infusion in rats fed a high-salt diet. Microcirculation. 16, 220-234 (2009).
  11. Allen, L. A., et al. High salt diet impairs cerebral blood flow regulation via salt-induced angiotensin II suppression. Microcirculation. , e12518 (2018).
  12. Smeda, J. S., Payne, G. W. Alterations in autoregulatory and myogenic function in the cerebrovasculature of Dahl salt-sensitive rats. Stroke. 34, 1484-1490 (2003).
  13. Greene, N. H., Lee, L. A. Modern and Evolving Understanding of Cerebral Perfusion and Autoregulation. Advances in Anesthesia. 30, 97-129 (2012).
  14. Merzeau, S., Preckel, M. P., Fromy, B., Leftheriotis, G., Saumet, J. L. Differences between cerebral and cerebellar autoregulation during progressive hypotension in rats. Neuroscience Letters. 280, 103-106 (2000).
  15. Zagorac, D., Yamaura, K., Zhang, C., Roman, R. J., Harder, D. R. The effect of superoxide anion on autoregulation of cerebral blood flow. Stroke. 36, 2589-2594 (2005).
  16. Hudetz, A. G., Lee, J. G., Smith, J. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Effects of volatile anesthetics on cerebrocortical laser Doppler flow: hyperemia, autoregulation, carbon dioxide response, flow oscillations, and role of nitric oxide. Advances in Pharmacology. 31, 577-593 (1994).
  17. Hudetz, A. G., Shen, H., Kampine, J. P. Nitric oxide from neuronal NOS plays critical role in cerebral capillary flow response to hypoxia. American Journal of Physiology. 274, H982-H989 (1998).
  18. Okamoto, H., Hudetz, A. G., Roman, R. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Neuronal NOS-derived NO plays permissive role in cerebral blood flow response to hypercapnia. American Journal of Physiology. 272, H559-H566 (1997).
  19. Okamoto, H., Roman, R. J., Kampine, J. P., Hudetz, A. G. Endotoxin augments cerebral hyperemic response to halothane by inducing nitric oxide synthase and cyclooxygenase. Anesthesia and Analgesia. 91, 896-903 (2000).
  20. Schulte, M. L., Hudetz, A. G. Functional hyperemic response in the rat visual cortex under halothane anesthesia. Neuroscience Letters. 394, 63-68 (2006).
  21. Schulte, M. L., Li, S. J., Hyde, J. S., Hudetz, A. G. Digit tapping model of functional activation in the rat somatosensory cortex. Journal of Neuroscience Methods. 157, 48-53 (2006).
  22. Alkayed, N. J., et al. Inhibition of brain P-450 arachidonic acid epoxygenase decreases baseline cerebral blood flow. American Journal of Physiology. 271, H1541-H1546 (1996).
  23. Alonso-Galicia, M., Hudetz, A. G., Shen, H., Harder, D. R., Roman, R. J. Contribution of 20-HETE to vasodilator actions of nitric oxide in the cerebral microcirculation. Stroke. 30, 2727-2734 (1999).
  24. Kurosawa, M., Messlinger, K., Pawlak, M., Schmidt, R. F. Increase of meningeal blood flow after electrical stimulation of rat dura mater encephali: mediation by calcitonin gene-related peptide. British Journal of Pharmacology. 114, 1397-1402 (1995).
  25. Mayhan, W. G., Faraci, F. M., Heistad, D. D. Impairment of endothelium-dependent responses of cerebral arterioles in chronic hypertension. American Journal of Physiology. 253, H1435-H1440 (1987).
  26. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
  27. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for femoral vascular access in the rat. MethodsX. 4, 498-507 (2017).
  28. Takada, J., et al. Valsartan improves the lower limit of cerebral autoregulation in rats. Hypertension Research. 29, 621-626 (2006).
  29. Jones, S. C., Radinsky, C. R., Furlan, A. J., Chyatte, D., Perez-Trepichio, A. D. Cortical NOS inhibition raises the lower limit of cerebral blood flow-arterial pressure autoregulation. American Journal of Physiology. 276, H1253-H1262 (1999).
  30. Smits, G. J., Roman, R. J., Lombard, J. H. Evaluation of laser-Doppler flowmetry as a measure of tissue blood flow. Journal of Applied Physiology (1985). 61, 666-672 (1986).
  31. Durand, M. J., Raffai, G., Weinberg, B. D., Lombard, J. H. Angiotensin-(1-7) and low-dose angiotensin II infusion reverse salt-induced endothelial dysfunction via different mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299, H1024-H1033 (2010).
  32. Lombard, J. H., Sylvester, F. A., Phillips, S. A., Frisbee, J. C. High-salt diet impairs vascular relaxation mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 284, H1124-H1133 (2003).
  33. Weber, D. S., Lombard, J. H. Elevated salt intake impairs dilation of rat skeletal muscle resistance arteries via ANG II suppression. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278, H500-H506 (2000).
  34. Weber, D. S., Lombard, J. H. Angiotensin II AT1 receptors preserve vasodilator reactivity in skeletal muscle resistance arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 280, H2196-H2202 (2001).
  35. Liu, Y., Rusch, N. J., Lombard, J. H. Loss of endothelium and receptor-mediated dilation in pial arterioles of rats fed a short-term high salt diet. Hypertension. 33, 686-688 (1999).
  36. Priestley, J. R., et al. Reduced angiotensin II levels cause generalized vascular dysfunction via oxidant stress in hamster cheek pouch arterioles. Microvascular Research. 89, 134-145 (2013).
  37. McEwen, S. T., Balus, S. F., Durand, M. J., Lombard, J. H. Angiotensin II maintains cerebral vascular relaxation via EGF receptor transactivation and ERK1/2. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 297, H1296-H1303 (2009).
  38. Jensen, N. F., Todd, M. M., Kramer, D. J., Leonard, P. A., Warner, D. S. A comparison of the vasodilating effects of halothane and isoflurane on the isolated rabbit basilar artery with and without intact endothelium. Anesthesiology. 76, 624-634 (1992).
  39. Avram, M. J., et al. Isoflurane alters the recirculatory pharmacokinetics of physiologic markers. Anesthesiology. 92, 1757-1768 (2000).
  40. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?. Experimental Brain Research. 207, 249-258 (2010).
  41. Ayata, C., et al. Pronounced hypoperfusion during spreading depression in mouse cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 1172-1182 (2004).
  42. Niwa, K., et al. Cerebrovascular autoregulation is profoundly impaired in mice overexpressing amyloid precursor protein. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283, H315-H323 (2002).
  43. Carreira, S., et al. Diaphragmatic Function Is Preserved during Severe Hemorrhagic Shock in the Rat. Anesthesiology. 120, 425-435 (2014).
  44. Kerby, J. D., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with HBOC-201 in the setting of traumatic brain injury. Shock. 27, 652-656 (2007).
  45. Krejci, V., et al. Continuous measurements of microcirculatory blood flow in gastrointestinal organs during acute haemorrhage. British Journal of Anaesthesia. 84, 468-475 (2000).
  46. Rosengarte, B., Hecht, M., Wolff, S., Kaps, M. Autoregulative function in the brain in an endotoxic rat shock model. Inflammation Research. 57, 542-546 (2008).
  47. Rozet, I., et al. Cerebral autoregulation and CO2 reactivity in anterior and posterior cerebral circulation during sevoflurane anesthesia. Anesthesia and Analgesia. 102, 560-564 (2006).
  48. Hudetz, A. G., Biswal, B. B., Feher, G., Kampine, J. P. Effects of hypoxia and hypercapnia on capillary flow velocity in the rat cerebral cortex. Microvascular Research. 54, 35-42 (1997).
  49. Shi, Y., et al. Interaction of mechanisms involving epoxyeicosatrienoic acids, adenosine receptors, and metabotropic glutamate receptors in neurovascular coupling in rat whisker barrel cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 28, 111-125 (2008).

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