Festuca rubra ve Zea mays'ın Köklerinde Kolonizasyon Kalıplarını ve Mantar Stratejilerini Keşfetmek İçin Bir Araç Olarak Mikorizal Haritalar

Özet

Buradaki protokol, arbusküler mikorizal kolonizasyon paternlerinin değerlendirilmesi için yöntemleri ve iki türün köklerindeki stratejiyi açıklamaktadır: Zea mays ve Festuca rubra. MycoPatt yönteminin kullanılması, parametrelerin hesaplanmasına, mikorizal yapıların dijital verilere dönüştürülmesine ve köklerdeki gerçek konumlarının haritalandırılmasına izin verir.

Özet

Arbusküler mikorizal mantarlar bitki köklerindeki simbiyontlardır. Rolleri, konakçı gelişimini sürdürmek ve ekosistemlerdeki beslenme dengesini korumaktır. Kolonizasyon süreci toprak ekolojisi, mantarların ve konakçıların genetik çeşitliliği ve agronomik uygulamalar gibi çeşitli faktörlere bağlıdır. Senkronize etkileri, karmaşık bir hifal ağının gelişmesine yol açar ve kök hücrelerde veziküllerin ve arbusküllerin ikincil gelişimine yol açar. Bu araştırmanın amacı, mantar yapılarının Festuca rubra ve Zea mays köklerinde konumlandırılmasında mikorizal paternler (MycoPatt) yönteminin etkinliğini analiz etmektir. Diğer bir amaç, her türün mikorizal haritalarının ortaya koyduğu mantar kolonizasyon stratejisini araştırmaktı. Birden fazla mikroskobik görüntünün elde edilmesi ve bir araya getirilmesi, hem mısır hem de kırmızı fescue bitkilerinde mikorizal kolonizasyon değerlendirmesinin, gelişmiş yapıların gerçekçi konumu hakkında bilgi sağlamasına izin verir. Gözlemlenen mikorizal desenler, uygulanan tedavilerin ve büyüme aşamasının neden olduğu toprak simbiyotik mantarları ile bağlantılar geliştirmek açısından her bitkinin değişken verimliliğini vurgulamaktadır. MycoPatt yöntemi ile elde edilen mikorizal detaylı haritalar, topraktan simbiyotik edinimde bitki etkinliğinin erken tespiti için yararlıdır.

Giriş

Arbusküler mikoriza () mantarları, araştırmacılar için sürekli ilgi alanı olan toprak kaynaklı endofitlerin bir kategorisidir. Çoğu bitkinin köklerindeki varlıkları ve besin döngülerine katılımları, onları otsu bitkilerin bulunduğu her ekosistemin stabilitesinde hayati bileşenler haline getirir ^1,2. Ekstra-radiküler miselyumları sayesinde, özellikle ulaşılması zor bölgelerde, bitki kökleri için mantar uzantısı görevi görür³. Ana aktivite,'nin büyük hifa ağları ve arbuskül adı verilen spesifik hücre içi yapılar geliştirdiği konakçı bitki köklerindedir. Konakçı özgüllüğünün olmaması, simbiyontun aynı anda birden fazla türü kolonileştirmesine izin verir. Bu yetenek,'ye ekosistemde kaynak tahsisi ve besin düzenlemesinin rolünü sağlar; mantar ayrıca bitki hayatta kalmasında destek sağlar ve bitki performansına yardımcı olur ^4,5,6,7. türlerinin konakçı köklere reaksiyonu, intraradiküler miselyumun uzaması ve konumunda ve hücre içinde gelişen arbusküllerin varlığında ve şeklinde görülebilir. Hücre içi arbusküller, iki simbiyont arasında bir değişim noktası görevi görür ve hızlı transfer süreçleri ile karakterize edilen alanları temsil eder. 'nin ürettiği yapılar türe bağımlıdır ve arbusküllere ek olarak, köklerde veziküller, sporlar ve yardımcı hücreler de gelişir.

Bitki köklerinde simbiyontlarının değerlendirilmesinde birçok zorluk vardır ^8,9. Birincisi, konakçıların tüm bitki örtüsü döneminde sürekli gelişimleridir ve bu da hifal arbusküler yapısında çoklu değişikliklere yol açar. Arbusküler büyümenin farklı aşamaları, çöküşlerine kadar, köklerde açıkça bulunur, ancak yaşlanan yapıları bazen sindirilir, bu da onları sadece kısmen görünür kılar¹⁰. İkinci zorluk, boyama yöntemi ve protokolü, kök sistemlerinin büyük çeşitliliği, hücrelerinin boyutu ve birleşik bir yöntem önermeyi zorlaştıran kalınlık farklılıkları ile temsil edilir. Son zorluk, kolonizasyonunun değerlendirilmesi ve puanlanması ile temsil edilir. 'yi farklı derecelerde nesnellikle puanlayan çok sayıda yöntem vardır ve bunların çoğu hala mikroskopi teknikleriyle sınırlıdır. Basit olanlar kök korteksteki yapıların varlığına / yokluğuna dayanırken, daha karmaşık olanlar görsel skorlamaya ve kolonizasyon sınıflarının kullanımına, kolonizasyon fenomeninin sıklığının ve yoğunluğunun entegrasyonuna dayanmaktadır. Son on yıllarda birden fazla türün mikorizal durumu hakkında birçok veri üretilmiştir, ancak yöntemlerin çoğu, kök korteksteki her bir yapının gerçek konumuna işaret etmeden kolonizasyonun gözlemlenen değeri ile sınırlıdır. kolonizasyonunda daha doğru sonuçların gerekliliğine yanıt olarak, ayrıntılı mikorizal haritaları dijital bir biçimde birleştirmek için köklerdeki mikorizal paternlerin (MycoPatt) mikroskobik analizine dayanan bir yöntem geliştirilmiştir¹¹. Ayrıca, yöntem kolonizasyon parametrelerinin objektif olarak hesaplanmasına ve kökteki her yapının gerçek konumunun belirlenmesine izin verir.

mantar yapılarının konumu aşağıdaki iki soruyu cevaplamada önemli olabilir. Birincisi, bir bitkinin bitki örtüsü döngüsünden belirli bir anda kolonizasyonun analizi ile ilgilidir. Bu bağlamda arbusküler/vezikül bolluğunu gözlemlemek, kökte nasıl yerleştiklerini raporlamak, çok net bir kolonizasyon görüntüsü ve parametreleri sağlamak çok yararlıdır. İkincisi, mantar stratejisinin tespiti ve yönelimi ve hatta gelecekteki gelişiminin tahmini ile ilgilidir. MycoPatt'ın bir uygulaması, günlük, her 2-3 günde bir, haftada bir veya çeşitli büyüme aşamalarında analiz edilen bitkiler için olabilir. Bu bağlamda, veziküllerin / arbusküllerin yeri, kolonizasyonunun biyolojik mekanizmasını daha iyi anlamak için önemlidir. Bu parametreler ve gözlemler matematiksel parametreleri tamamlamak için çok yararlıdır.

Bu makalenin amacı, MycoPatt sisteminin farklı gelişim aşamalarında Zea mays (mısır) köklerinde ve farklı uzun süreli döllenme koşulları altında Festuca rubra (kırmızı fescue) köklerinde doğal mantar kolonizasyon potansiyelini ve stratejisini keşfetme yeteneğini göstermektir. Amacı gerçekleştirmek için, iki deneyden iki büyük veritabanı analiz edildi. Mısır deneyi Cojocna'da (46°44′56" enlem N ve 23°50′0" uzunluğunda) kurulmuştur. E), Cluj Tarım Bilimleri ve Veterinerlik Üniversitesi Deneysel Didaktik Çiftliğinde, tınlı dokulu bir toprağa sahip bir phaeoziom üzerinde¹². Kırmızı fescue deneyi, 2001 yılında Ghețari, Apuseni Dağları'nda (46 ° 49'064 " enlem N ve 22 ° 81'418 '' uzunluğunda) kurulan daha büyük bir deney alanının bir parçasıdır. E), prelüvosol (terra rossa) toprak tipi^13,14. Mısır beş farklı büyüme fenofazında toplandı¹²: B1 = 2-4 yaprak (mikorizal kolonizasyonun başlangıcı için bir kontrol noktası olarak); B2 = 6 yaprak; B3 = 8-10 yaprak; B4 = koçan oluşumu; B5 = fizyolojik olgunluk. 2-4 yaprak aşamasından (A0) başlayarak, organik bir tedavi uygulandı ve bu da iki mezuniyet faktörü ile sonuçlandı (A1 = kontrol ve A2 = tedavi edildi). Kırmızı fescue'nin kökleri çiçeklenme sırasında beş uzun süreli döllenme ile yapılan bir deneyden toplandı^13,14: V1 = kontrol^, döllenmemiş; V2 = 10 t·^ha-1 gübre; V3 = 10 t·ha-1 gübre + N 50 kg·ha-1, P 2 O₅ 25 kg·ha-1, K₂O 25 kg·^ha-1; V4 = N 100 kg·ha-1, P 2 O₅ 50 kg·ha-1, K₂O 50 kg·^ha-1; V5 = 10 t·ha-1 gübre + N 100 kg·ha-1, P 2 O₅ 50 kg·ha-1, K₂O 50 kg·^ha-1. Her gelişme aşamasında, her gübreleme varyantından beş bitki toplandı. Boyama protokolleri ve numune işleme süresi ve boyama kalitesi açısından performansları analiz edildi. hifye gelişimi ile yapılarının köklerdeki varlığı arasındaki ilişki, her tür için ayrı ayrı analiz edilmiş ve kolonizasyon için en izin verilen köklerin belirlenmesiyle devam etmiştir. Her kök sisteminin spesifik kolonizasyon kalıpları, kolonizasyon haritalarına ve parametrelerinin değerine göre analiz edildi.

Mısır, köklerin sürekli büyümesini ima eden yıllık bir bitkidir ve bu, MycoPatt'ı büyüme aşamalarında uygulamanın ana nedeniydi. Kırmızı fescue, farklı gübrelerle uzun süre tedavi edilmiş bir otlaktan çok yıllık bir bitkidir. Kökleri 1 yıl daha kısa bir gelişime sahiptir ve antez, bitki metabolizmasını vejetatiften üretkene değiştirdiğinde bitki örtüsü noktası olarak kabul edilir. Bu yoğun aktivite dönemlerinde bu bitkileri yakalamak için yukarıda belirtilen zaman noktaları seçilmiştir. Bitki örtüsü döneminde örnekleme, doğal otlaklarda yetiştirildiğinde bu tür için zordur.

Protokol

1. Biyolojik materyal seçimi, kök örneklemesi ve depolama

1. Bitkilerin tüm kökünü bir kürekle (Şekil 1A) her varyant için ayrı ayrı toplayın ve çoğaltın. Büyük toprak topaklarını köklerden nazikçe çıkarın, elle çıkarın. Tüm kök sistemini yıkayın ve 1 cm x 1 cm hücreli bir ölçekte ölçün (Şekil 1B). Kökleri her bitki için ayrı ayrı kesin ve plastik bir torbaya koyun.
2. Her bitkinin tüm temiz köklerini plastik bir torbada toplayın ve bir varyanttan tüm örnekleri daha büyük bir torbada toplayın. Her torbaya aşama/varyant adını ve örnekleme tarihini yazın. Kökleri bir buzdolabında veya dondurucuda işleme kadar -4 °C ile -20 °C arasındaki bir sıcaklıkta saklayın.

2. Mikroskopi için kök işleme, temizleme ve boyama

NOT: Protokolün bu adımı için eldiven, maske ve mikrobiyolojik/kimyasal başlık kullanın.

1. Kök çözme işleminin oda sıcaklığında yavaşça yapıldığından emin olun. Tüm işleme adımları için, gerekli ajanların miktarını azaltmak için küçük kavanozlar (30-50 mL) kullanın.
2. Yavaş temizleme ve boyama prosedürünün aşağıdaki dört adımını uygulayın¹⁵. Tüm adımları oda sıcaklığında yapın. Bu yöntem, kaynatma için bir su banyosu kullanılmadan aynı anda çok sayıda numunenin işlenmesine izin verir.
   1. Kök temizleme: Bir bitkinin tüm köklerini bir kavanoza yerleştirin. Musluk suyuyla% 10'luk bir NaOH çözeltisi hazırlayın ve kökleri tamamen kaplayana kadar her kavanoza dökün. Köklerde temizleme çözeltisinin homojen bir dağılımını sağlamak için kavanozları 1 dakika veya 2 dakika boyunca kuvvetlice çalkalayın. Bu prosedürü 24 saat sonra tekrarlayın ve kökleri temizleme çözeltisinde en az 48 saat bekletin.
      NOT: Temiz köklerin soluk sarı (beyaza kadar) bir yönü vardır ve tutarlılık yumuşaktır (bir cımbızla bastırılarak kolayca ezilebilirler).
   2. Kök durulama: Bir seferde bir kavanozun içeriğini bir elek içinden geçirin. Takas çözümünü geri dönüştürün. Temizleme çözeltisi tamamen çıkarılana kadar kökleri musluk suyunda birkaç kez durulayın.
      NOT: Temizleme çözeltisi tamamen çıkarılmazsa, boyama prosedürünün kalitesini etkileyecektir.
   3. Kök boyama: Durulanmış kökleri temiz bir kavanoza yerleştirin. Musluk suyuyla% 5:% 5'lik bir mürekkep-sirke çözeltisi hazırlayın (5 mL mavi mürekkep + 5 mL% 9 asetik asit + 90 mL musluk suyu). Çözeltiyi, kökleri tamamen kaplayana kadar her kavanoza dökün. Köklerde boyama çözeltisinin homojen bir şekilde dağılmasını sağlamak için kavanozları 1 dakika veya 2 dakika boyunca kuvvetlice çalkalayın. Bu prosedürü 24 saat sonra tekrarlayın ve kökleri bu çözeltide 48 saat bekletin.
      NOT: Lekeli kökler yoğun mavi bir renge sahiptir.
   4. Kök kısmi destaining: Lekeli kökleri musluk suyunda 1-2 dakika durulayın. Ekstra boyama solüsyonunu çıkarmak için kavanozları kuvvetlice çalkalayın. Boyama çok yoğunsa ve net bir mikroskobik değerlendirmeye izin vermiyorsa prosedürü tekrarlayın.
      NOT: Lekeli kökler, lekelenme kalitesini değiştirmeden oda sıcaklığında 1 haftaya kadar musluk suyunda tutulabilir (Şekil 2). Daha uzun süreler boyunca, kökler% 5'lik bir ticari elma sirkesi çözeltisinde (% 5 asetik asit) 2-3 aya kadar muhafaza edilebilir.

3. Mikroskopi için kök işleme

1. Kök segmentasyonu: Her numuneden lekelenmiş kökleri ölçekli bir kesme tahtasına yerleştirin (Şekil 3A). Kökleri 1 cm'lik segmentler halinde kesin (Şekil 3B). Her varyasyon için 15 segment seçin.
2. Segment hazırlama için nazik kırma yöntemi: Kökleri bir slayta yayın. Kökleri örtmek için bir laminasyon torbası kullanın ve bir kenardan başlayarak yavaşça ezin (Şekil 3C, D). Slayttaki kökleri yavaşça görüntülemek için cımbız, neşter sapı, kalem veya sindirimli bir kalem gibi yumuşak plastik bir alet kullanın. Laminasyon torbasını dikkatlice çıkarın ve numuneyi bir kapak kayması ile örtün (Şekil 3E).
   NOT: Kökler boru şeklinde bir forma sahiptir, bu nedenle onları iki boyutlu bir düzlemde ayırmak gerekir. Bu eylem, köklerin orta noktada ayrıldığını varsayar ve iç çapın iki parçasının görüntülenmesine yol açar. Laminasyon torbalarının nazik kırma prosedüründe kullanılması, silindir formuna sahip köklerin, biri solda, diğeri sağda olmak üzere iki parça halinde orta noktalarına doğru görüntülenmesini sağlar. Bu şekilde, tüm kök derinlemesine analiz edilir ve kolonizasyon derecesi, hacimsel kolonizasyonu gösteren parametredir (MycoPatt¹¹ üzerindeki orijinal çalışmada açıklanmıştır). Temel olarak, bir silindiri ikiye böleriz ve ondan sonra matematiksel olarak yeniden inşa ederiz.
3. Slaytın bir köşesine pipetle su ekleyin ve suyun yavaşça slayta yayılmasına izin verin (Şekil 3F). Ekstra suyu bir kağıt havluyla çıkarın.

4. Kök örneklerinin mikroskobik analizi

1. İyi bir çözünürlüklü kamera ile donatılmış bir mikroskop kullanın.
2. Bir ekstremiteden başlayarak slaytları analiz edin. Her mikroskobik alanı yakalayın. Kök parçaların gerçek birleşme sonrasına izin verecek bir kodla yakalanan her görüntüyü yeniden adlandırın. Kalın kökler için 10x veya 40x büyütmeyi kullanın ve ince kökler için 40x büyütmeyi kullanın. Bir türden tüm kök kümesi için aynı hedefi ve büyütmeyi kullanın.

5. Mikroskopi sonrası görüntü montajı

1. Görüntü montajı için bir çizim tahtası tasarlamak üzere sunum yazılımını kullanın. Genişliği görüntü genişliğinden 2-3 cm daha geniş olarak ayarlayın. Bir segmentten yakalanan tüm görüntüleri yakalama sırasına göre ekleyin ve kök segmentin tüm uzunluğunu yeniden yapılandırın (Şekil 4A).
   1. Kısacası, her 1 cm'lik segment için toplam 15 resim toplayın ve segmenti yeniden oluşturmak için sunum yazılımında 1'den 15'e kadar dikey olarak düzenleyin.
2. Ortadaki görüntüleri hizalayın. Her görüntünün bir öncekini takip ettiğinden emin olmak için dikey hizalamayı kullanın. Tüm resimlerde, tüm kök segmenti kapsayacak şekilde 10 hücre x 150 hücreden oluşan bir ızgara yerleştirin.
   1. Ek olarak, her bir resme 10 x 10 ızgara yerleştirin ve bu ızgaranın her hücresine, bir yapısı görünüyorsa bir ila altı arasında bir sayı ekleyin veya yapısı yoksa boş bırakın. Bu şekilde, işlemin doğruluğu, yapılarının konumunda hiçbir hata gözlenmeden maksimumdur.
3. Genişliği 10 hücreli ve uzunluğu 150 hücreli (10 hücreli 15 kare x 10 hücreli) bir kılavuz için tablo ekleyin. Tablo genişliği boyutlarını görüntülerin genişliğine değiştirin. Tablonun uzunluğunu tüm görüntüleri içerecek şekilde değiştirin (Şekil 4B).

6. Mikorizal kolonizasyonun puanlanması

1. Hifa için mikorizal desenler yöntemi^{11: 1'de} açıklandığı gibi her bir yapı tipini puanlamak için benzersiz sayıyı kullanın; Arbusküller için 2; Veziküller için 3; Sporlar için 4; Yardımcı hücreler için 5; ve giriş noktaları için 6 (Şekil 4C). Daha önce uygulanan ızgaraların her hücresinden gözlemlenen her mikorizal yapıyı puanlayın (Şekil 4D).

7. Ham veri analizi ve sonuç çıkarma

1. Elde edilen tüm puanları MycoPatt elektronik tablosu^11'e ekleyin. Sunumdaki tüm puanları rawdata olarak adlandırılan ilk sayfaya aktarmak için kopyala/yapıştır işlevini kullanın (Şekil 5).
2. Sonuçların birincil analizi: Sonuçları üç biçimde ayrı ayrı yüzde (%) olarak görselleştirmek için MycoPatt elektronik tablo aracındaki parametreler adlı üçüncü sayfayı kullanın (Şekil 6A-C). Kolonizasyonun yatay görüntüsünü analiz etmek için A'dan K'ya sütunları kullanın; kolonizasyonun dikey görüntüsünü analiz etmek için M'den W'ye sütunlar; ve 15 10 x 10 karenin (satır 2-17) her biri için enine (ortalama) kolonizasyonu ve son ortalama kolonizasyonu (satır 19-20) analiz etmek için Y'den AI'ya sütunlar.
   NOT: Enine ortalama kolonizasyon, hem yatay hem de dikey analizle ilgili gerçek kolonizasyon parametrelerinin hesaplanmasında kullanılır. Bu şekilde, yalnızca yatay veya dikey analizin kullanılması ile karşılaştırıldığında hiçbir hata yapılamaz (orijinal çalışma^11'de ayrıntılı olarak açıklanmıştır). Ayrıca, bu parametre kümesi mikroskobik alanın tüm yüzeyi için hesaplanır.
   1. Sonuçları analiz etmek için her parametreye özgü tanımları ve formülleri kullanın¹¹. Aşağıdaki kolonizasyon parametrelerini kullanın: kolonizasyon sıklığı (%), kolonizasyon yoğunluğu (%), arbusküller (%) ve veziküller (%), sporlar (%) ve yardımcı hücreler (%), giriş noktaları (%), mikorizal olmayan alanların yüzdesi (%), genel kolonizasyon derecesi (%) ve mikorizal/mikorizal olmayan alanların raporu.
      NOT: Analiz edilen numunelerde arbusküller, veziküller, sporlar, yardımcı hücreler ve giriş noktaları eksikse, MycoPatt elektronik tablosu bunları sıfır (0) olarak puanlayacaktır.
3. Mikorizal haritaların üretimi ve ekstraksiyonu: Mikorizal yapı kodunun renklere dönüştürülmesinden elde edilen görüntüyü MycoPatt adlı grafiklerin ikinci sayfasında görselleştirin (Şekil 7A). Elde edilen görüntüyü grafik sayfasında görüntü olarak dışa aktarın (Şekil 7B). Mikorizal desenlerin analizi için göstergedeki renk kodunu kullanın.
4. Mikorizal harita analizi: Mikorizal haritalarda en önemli yapıları ve bunların montajını tanımlayın. Analiz edilen köklerde gözlenen mikorizal kolonizasyon paternini tanımlayın. Mikorizal kolonizasyon stratejisini kökte gözlenen yapısal gelişime, dallanma paternine ve arbuskül / vezikül gelişimine dayanarak tanımlayın.

Sonuçlar

Boyama işlemlerinden sonra köklerin nazik kırma yönteminin doğru kullanımı, hem Zea mays (Şekil 8A-C) hem de Festuca rubra (Şekil 9A-E) için mikorizal yapıların iyi ayrıntılarını, mikorizal yapılar ve kök hücreleri arasında iyi bir kontrast ve mavi renk nedeniyle stelin doğrulanmasını sağlar. Temizleme ve boyama prosedürleri başarılı olamazsa, kök ?...

Tartışmalar

Mikorizal kolonizasyon üzerine yapılan çalışmalar, agronomik alanda yeni strateji geliştirme için hayati öneme sahiptir. Birden fazla ekili bitkinin arbusküler mikorizalarla simbiyotik bir ilişki kurma potansiyeli, onları agroekosistemin sürdürülebilir gelişiminin ve sağlığının korunmasının önemli bir bileşeni haline getirmiştir 16,17,18,19,20.

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Apple vinegar 5%	FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L.	OȚET DE MERE	https://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-mere
Blue Ink	Pelikan	4001	https://www.pelikan.com/pulse/Pulsar/ro_RO.Store.displayStore.224848./cerneal%C4%83-4001-de-la-pelikan
Cover slips	Menzel-Glaser	D 263 M	https://si.vwr.com/store/product/20545757/cover-glasses-menzel-glaser
Forceps, PMP	Vitalab	9.171 411	http://shop.llg.de/info881_Forceps_PMP_lang_UK. htm?UID=55005bf838d8000000000000 &OFS=33
Glass jar 47 mL	Indigo Cards	BORCAN 47 ML HEXAGONAL	https://indigo.com.ro/borcan-47-ml-hexagonal
Laminating Pouches	Peach	PP525-08	Business Card (60x90mm) / https://supremoffice.ro/folie-laminare-60x90mm-125mic-carte-vizita-100-top-peach-pp525-08-510328
Microflow Class II ABS Cabinet	Bioquell UK Ltd	Microflow Class II ABS Cabinet	http://www.laboratoryanalysis.co.uk/graphics/products/034_11%20CLASS%202BSC%20(STD).pdf
Microscope slides	Deltalab	D100001	https://distrimed.ro/lame-microscop-matuite-la-un-capat-26x76-mm-deltalab/?utm_source=Google%20Shopping&utm_campaign= google%20shopping%20distrimed&utm_medium=cpc& utm_term=1647&gclid=CjwKCAjwu YWSBhByEiwAKd_n_odzr8CaCXQ hl9VQkAB3p-ODo2Ssuou9cnoRtz1Gb xsjqPY7F05HmhoCj6oQAvD_BwE
Microsoft Office 365	Microsoft	Office 365	Excel and Powerpoint; spreadsheet and presentation
NaOH	Oltchim	01-2119457892-27-0065	http://www.sodacaustica.com.ro/pdf/fisa-tehnica-soda-caustica.pdf
Nitrile gloves	SemperGuard	816780637	https://www.sigmaaldrich.com/RO/en/product/aldrich/816780637?gclid=CjwKCAjwuYWSBhByEiwAKd _n_rmo4RRt8zBql7ul8ox AAYhwhxuXHWZcw4hlR x0Iro_4IyVt69aFHRoCmd wQAvD_BwE
Optika camera	OPTIKA	CP-8; P8 Pro Camera, 8.3 MP CMOS, USB 3.0	https://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/c-p-series/
Optika Microscope	OPTIKA	B383pL	https://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/b-380-series/
Protective mask FFP3	Hermes Gift	HERMES000100	EN 149-2001+A1:2009 / https://www.emag.ro/set-10-masti-de-protectie-respiratorie-hermes-gift-ffp3-5-straturi-albe-hermes000100/pd/DTZ8CXMBM/#specification-section
Scalpel	Cutfix	9409814	https://shop.thgeyer-lab.com/erp/catalog/search/search.action;jsessionid=C258CA 663588CD1CBE65BF 100F85241B?model.query=9409809
White wine vinegar 9%	FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L.	OȚET DE VIN ALB	https://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-vin-alb