Longissimus Kasını Keşfetmek: Bos indicus ve Melez Boğalarda Et Kalitesi ile İlişkisinin Çözülmesi

Özet

Et kalitesi özelliklerindeki farklılıkları açıklamak için Bos indicus ve melez boğalardaki iskelet kası dokusunu araştırdık. Warner-Bratzler kesme kuvvetinin (WBSF) 4,7 kg ile 4,2 kg arasında değiştiği bulunmuştur. Miyozin ağır zincir izoformları hayvanlar arasında farklılıklar ortaya çıkardı ve miyofibril parçalanma indeksi, hassasiyet (WBSF) varyasyonları hakkında daha fazla bilgi sağladı.

Özet

Bu çalışma, et kalitesi özelliklerindeki farklılıkları açıklamak için Bos indicus ve melez boğalardaki kas dokusunu araştırdı. Karkas özellikleri, et kalite parametreleri ve miyofibriller proteinlerin biyokimyasal ve moleküler incelemeleri anlatılmıştır. pH, kas içi yağ (IMF), et rengi (L*, a*, b*), su kayıpları, hassasiyet ve moleküler biyoloji testlerini değerlendirme yöntemleri özetlenmiştir. Her bir metot için kalibrasyon, numune hazırlama ve veri analizini detaylandıran özel prosedürler açıklanmaktadır. Bunlar, IMF içeriği için kızılötesi spektroskopi, objektif hassasiyet değerlendirmesi ve MyHC izoformlarının elektroforetik olarak ayrılması gibi teknikleri içerir.

Renk parametreleri, tüketici kararlarını etkileyen çok önemli bir kalite özelliği olan sığır eti hassasiyetini tahmin etmek için potansiyel araçlar olarak vurgulandı. Çalışmada Warner-Bratzler kesme kuvveti (WBSF) yöntemi kullanılmış ve Nellore ve Angus-Nellore için sırasıyla 4.68 ve 4.23 kg değerleri ortaya çıkmıştır (P < 0.01). Toplam pişirme kayıpları ve miyofibril parçalanma indeksi (MFI) dahil olmak üzere biyokimyasal analizler, hassasiyet değişimleri hakkında bilgi sağladı. Kas lifi tipleri, özellikle miyozin ağır zincir (MyHC) izoformları, incelenen Zebu hayvanlarında kayda değer bir MyHC-IIb izoformu yokluğu ile araştırıldı. MyHC-I ile et hassasiyeti arasındaki ilişki, literatürde farklı bulgular ortaya çıkarmış ve bu ilişkinin karmaşıklığını vurgulamıştır. Genel olarak, çalışma, Bos indicus ve melez (Bos taurus × Bos indicus) boğalarda et kalitesini etkileyen faktörler hakkında kapsamlı bilgiler sağlayarak sığır eti endüstrisi için değerli bilgiler sunmaktadır.

Giriş

Brezilya, yaklaşık 220 milyon hayvanla küresel olarak en büyük ticari sığır sürüsüne sahiptir ve yılda 9 milyon metrik tonun üzerinde karkas eşdeğeri üreterek ikinci en büyük et üreticisi olarak yer almaktadır¹. Besi sığırı üretim sektörü, toplam yıllık satışları 55 milyar R$'ı aşan ulusal tarım sistemine önemli ölçüde katkıda bulunmaktadır. 2004 yılından bu yana Brezilya, dünya et ticaretinin ~%50'sini temsil eden 180'den fazla ülkeye ihracat yaparak küresel et ticaretinde kilit bir oyuncu olmuştur².

Et hassasiyeti, tüketici memnuniyetini ve et tüketimini etkileyen en önemli kalite özelliği olarak öne çıkmaktadır³. Araştırmacılar, et hassasiyetini ölçmek için biyokimyasal ve objektif yöntemler kullanarak, hayvan genetiği, işleme teknikleri ve depolama koşulları gibi faktörler hakkında değerli bilgiler sağlamayı ve sonuçta tüketiciler için et ürünlerinin kalitesini ve tutarlılığını artırmayı amaçlıyor. Bu tür bilgiler yararlıdır, çünkü et hassasiyeti, satın alma sırasında tüketici karar vermede artan bir önem kazanmıştır. Ayrıca, et hassasiyet değerlendirmesi, et üretimi ve işleme endüstrilerinde kalite kontrol için değerli bilgiler sağlar. Üreticiler, hassasiyeti sürekli olarak izleyerek et ürünlerinin istenen standartları ve spesifikasyonları karşılamasını sağlayabilir. Bu bağlamda, Brezilyalı besi sığırı üreticileri, sermaye cirosunu artırmak için melez hayvanlarla yoğun besi yeri sistemlerini aşamalı olarak benimsiyor. Bu sistem Brezilya'da yılda üretilen karkasın yaklaşık %10'unu oluşturmaktadır ^4,5.

Tüketiciler tarafından et kalitesinin iyileştirilmesine yönelik artan talep, besi sığırı üreticilerini başta Aberdeen Angus⁶ olmak üzere Avrupa ırklarıyla melezlemeye sevk etti. Bu strateji, saf zebu hayvanlarına kıyasla üstün performans, arzu edilen karkas özellikleri ve gelişmiş et kalitesi ile bilinen F1 Angus-Nellore melezlerini üretmeyi amaçlamaktadır ^7,8. Brezilya'nın tropikal bölgelerinde, terbiye çiftliklerinde ileri olgunluğa sahip kısırlaştırılmamış hayvanların (boğalar) kullanılması yaygın bir uygulamadır ve bu da renk, ebru ve hassasiyet gibi et kalitesi özelliklerini potansiyel olarak tehlikeye atar. Özellikle, bir anket, Brezilya besi yerlerinde biten hayvanların %95'inin erkek olduğunu, %73'ünün Nellore olduğunu, ardından %22'sinin melez hayvanlar ve %5'inin diğer genotiplerin^geldiğini ortaya koymaktadır ^9,10.

Et hassasiyetinin altında yatan biyokimyasal mekanizmaları anlamak, et kalitesini artırmak için çok önemlidir. Önemli bir husus, kas liflerinin yapısal bütünlüğünü etkileyen postmortem proteolizdir¹¹. Miyofibril parçalanma indeksi (MFI), miyofibril bozunmasının derecesini ölçen ve etin hassasiyeti hakkında bilgi sağlayan, yaygın olarak kullanılan bir biyokimyasal testtir¹². MFI yöntemi, et hassasiyeti ile doğrudan ilişkili olan miyofibriler proteinlerin parçalanmasının ölçülmesini içerir. Bu tahlil, geleneksel et kalitesi değerlendirmelerini tamamlar ve et hassasiyetindeki değişikliklere katkıda bulunan biyokimyasal süreçlerin daha derin bir şekilde anlaşılmasını sağlar.

Bu bağlamda, bu çalışmada Bos indicus ile besi yerinde bitirilen melez (Bos taurus × Bos indicus) boğaların iskelet kası incelenmiş ve et kalite özelliklerindeki farklılıkları açıklamak amaçlanmıştır.

Protokol

Hayvanlarla ilgili tüm prosedürler, 0171/2018 sayılı protokol kapsamında "Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho" - UNESP Botucatu Kampüsü Hayvan Kullanımı Etik Komitesi (CEUA) tarafından belirlenen etik araştırma standartlarına uygundur.

1. Deney hayvanları

1. Yaşları 20-24 ay arasında değişen 30 adet Nellore boğası (Bos indicus) ve 30 adet F1 Angus-Nellore boğası (Bos taurus × Bos indicus) bir besi yerinde bitirin. Her iki hayvan grubunu da 5 m x 6 m ölçülerinde, beton zeminli ve kabuk tipi su olukları ile donatılmış, kalem başına beş hayvanı barındırabilecek toplu ağıllarda barındırın. Tüm hayvanların aynı yönetim grubuna ait olduğundan (aynı çiftlikte doğup büyüdüğünden) ve aynı besi yeri dönemine tabi tutulduğundan emin olun.
   NOT: Bu çalışmada, Nellore boğalarının ortalama başlangıç vücut ağırlığı 370.7 kg iken, F1 Angus-Nellore boğalarının ortalama başlangıç vücut ağırlığı 380.8 ± 17 kg idi.
2. Besi yeri diyeti
   1. Terbiye diyetinin %11,3 kaba yem (Tifton samanı ve şeker kamışı küspesi) ve %88,7 konsantreden (öğütülmüş kuru mısır tanesi, soya fasulyesi unu, mısır ıslak damıtıcı tahılları, kuru mısır glüteni yemi ve mineral çekirdek) içerdiğinden emin olun. Hayvanları 120 gün boyunca besleyin ve diyetleri günde iki kez (10:00 ve 16:00'da) ad libitum yapın.
3. Katliam
   1. Deney süresinin sonunda nihai vücut ağırlığını (BWf) kaydedin. Tüm hayvanları standart denetim prosedürlerine bağlı kalarak yakındaki bir mezbahada işleyin. Kesimden önce, hayvanların hem yemden hem de sudan uzak durarak en az 16 saat oruç tuttuklarından emin olun.
      NOT: F1 Angus-Nellore boğaları 615.09 ± 57.53 kg nihai vücut ağırlığı sergilerken, Nellore boğaları 545.47 ± 11.45 kg ağırlığa sahipti.
4. Karkas özelliklerinin değerlendirilmesi
   1. Sığır karkaslarını önce tartın ve ardından 48 saat boyunca 2-4 °C'de bir soğutma süresine tabi tutun. Ölçümler, önerildiği gibi 12^th/13^th kaburga arayüzünde sıcak karkas ağırlığı (HCW), kaburga göz alanı (REA) ve sırt yağı kalınlığını (BFT) içerir¹³. Küçük bir ızgara (18 cm x 13 cm) ile ızgara yöntemini kullanarak REA'yı belirleyin ve BFT'yi bir kumpas kullanarak milimetre cinsinden ölçün.
      1. Her bir karkastaki REA'yı, ortasında bir nokta olacak şekilde 1 cm² karelere bölünmüş ağsı bir ızgara (USDA Verim Derecesi sınıflandırma sisteminde kullanılanla aynı) kullanarak ölçün. Antrikot izleme çevresi içindeki tüm kareleri ve orta noktadan geçen izlemenin konturu boyunca olanları ekleyin.
      2. BFT'yi değerlendirme bölgesinde 12^{. /} 13^. kaburgalar arasında herhangi bir yerde belirli bir konumda ölçün. Bu pozisyonu belirlemek için kaburga gözünün uzunluğunu ölçün; daha sonra, "A" medial sınırından başlayarak, kaburga gözü boyunca yolun dörtte üçü ve "B" nin yarısı boyunca bir nokta belirleyin. Bu noktadan bir kumpas alın ve belirtilen kaburgaya dik açılarda, deri altı yağ ile kas arası yağ arasındaki arayüze alın. Kaliperi arayüz noktasından deri altı yağ çizgisine dik açıyla yerleştirerek deri altı yağını ölçün (Ek Şekil S1).
5. Örnekleme
   1. Longissimus thoracis (LT) sol yarım karkastan (12.0 cm'lik etin ± kısmı), kraniyal yönde 11^{. ve} 13^. kaburgalar arasında örnekleyin. Laboratuvarda et örneklerini 2,54 cm'lik biftekler halinde porsiyonlara ayırın.
6. Yaşlandırma
   1. Biyolojik oksijen ihtiyacı (BOİ) inkübatöründe 0-2 °C sıcaklıkta 14 günlük bir ıslak yaşlanma döneminden sonra et kalitesi özelliklerini değerlendirin. Et rengi, pH, kas içi yağ, tasfiye kaybı, su tutma kapasitesi, objektif hassasiyet ve pişirme kayıplarının analizi için 2,54 cm kalınlığında biftekler kullanın. Biftekleri yüksek vakum ve düşük oksijen geçirgenliği için plastik torbalarda ayrı ayrı paketleyin ve yaşlanma süresine ulaştıktan sonra analiz zamanına kadar -20 °C'de donmuş halde saklayın. Sığır eti örneklerini 4 °C'de 24 saat çözdürün ve 4 °C'de (çiçeklenme zamanı) 30 dakika oksijene maruz bırakın.

2. Et pH'ı

1. Etin pH değerini, bir penetrasyon probu ile donatılmış dijital bir pH ölçüm cihazı kullanarak ölçün. 25 °C oda sıcaklığında pH 4.0 ve 7.0 tamponları ile kalibre edin. LT kas örneğinin üç yerinde et pH'ını ölçün. Veri okumalarını manuel olarak kaydedin ve ardından veri sayfasını dışa aktarın; Et pH'ı için üç okumanın ortalamasını hesaplayın.

3. Kas içi yağ

NOT: Kas içi yağ (IMF) içeriği, yakın kızılötesi (NIR) spektroskopisi¹⁴ ve gravimetrik yöntem¹⁵ kullanılarak belirlendi.

1. Bir neşter kullanarak deri altı yağını LT kasından çıkarın. Ardından, yaklaşık 180 g numune içeren bir karıştırıcı kullanarak bifteği 5 dakika öğütün ve homojenize edin. Numuneyi bir kaba yerleştirin, numune haznesinin içine yerleştirin ve numune kabını döndürerek test numunesinin çeşitli bölgelerinin alt taramasını gerçekleştirin; Nihai sonuç için bölgeleri birleştirin.
2. Her numune için üç okuma yapın. Homojenizasyondan sonra, numuneleri daha sonraki okuma için plakaya yerleştirin. Cihazı, bölgeyi 850 nm'den 1050 nm'ye kadar tarayan hareketli bir ızgara monokromatör ile NIR iletimine ayarlayın.
3. Veri sayfasını dışa aktarın ve ardından IMF için ortalama üç okumayı hesaplayın. Aşağıdaki formülü kullanarak sonuçları yüzde olarak ifade edin: [(IMF ortalama ÷ örnek ağırlığı) × 100].
4. LT kas örneklerini (3.0 g) bir kloroform/metanol metanol/kloroform (2:1) çözeltisi ile 2 dakika boyunca homojenize edin ve hidrofilik (üst), katı (orta) ve hidrofobik (alt) fazları ayırmak için santrifüjlemeye (700 × g; 10 dk; 20 °C) tabi tutun.
5. Santrifüjleme sonrası elde edilen hidrofobik fazı, hafif emişli bir huni üzerinde bir filtre kağıdı kullanarak süzün. Süzüntüyü (alt faz; kloroformdaki lipitler) lipid fazı olarak etiketlenmiş bir şişeye aktarın ve birkaç dakika beklettikten sonra en az 5 mm süzüntüyü önceden tartılmış bir beher şişesine aktarın. Ardından, kloroform tabakasının hacmini (en az 150 mL) kaydedin ve alkolik tabakayı aspire edin.
   1. Taze veya donmuş doku numunesinin 100 g alikotunu 100 mL kloroform ve 200 mL metanol karışımı ile 2 dakika boyunca homojenize edin. Karışıma 100 mL kloroform ekleyin, 30 saniye karıştırın, 100 mL damıtılmış su ekleyin ve 30 saniye daha karıştırın.
   2. Homojenatı hafif emişli bir huni üzerindeki filtre kağıdından süzün. Çözücünün maksimum geri kazanımını sağlamak için kalıntı kuruduğunda bir beherin alt kısmıyla basınç uygulayın.
   3. Süzüntüyü 500 mL dereceli bir silindire aktarın ve ayırma ve berraklaştırmaya izin vermek için birkaç dakika bekletin. Kloroform tabakasının hacmini (en az 150 mL) kaydedin ve alkolik tabakayı aspire edin.
   4. Üst tabakayı tamamen çıkardığınızdan emin olun; Kloroform tabakası saflaştırılmış lipit içerir. Kantitatif lipid ekstraksiyonu için, kalıntı ve filtre kağıdını 100 mL kloroform ile karıştırarak doku kalıntısında sıkışan lipiti geri kazanın.
   5. Karışımı huniden süzün ve blender sürahisini ve kalıntısını toplam 50 mL kloroform ile durulayın. Alkollü tabakayı çıkarmadan önce bu süzüntüyü orijinal süzüntü ile karıştırın.
      NOT: Filtreleme genellikle hızlıdır; Çözücünün maksimum geri kazanımını sağlamak için kuru kalıntı üzerine bir beherin alt kısmıyla basınç uygulayın.
6. Numuneleri bir fırında kurutun, en az 24 saat kurutucuda soğutun, çözücü tamamen buharlaşana kadar 110 °C'de bir fırına koyun, gece boyunca bir kurutucuda daha fazla soğutun ve son olarak tekrar tartın.
7. Beherin başlangıç ve son ağırlıkları arasındaki farkı hesaplayarak IMF içeriğini belirleyin.

4. Et rengi

1. Cihazı siyah ve beyaz standart bir plaka kullanarak kalibre edin. Beyaz kalibrasyon plakasını plakanın ortasına yakın bir yere yerleştirin. Kalibrasyon yaparken, plakanın ortasına yakın alanı kullanın. Lamba üç kez yanıp söndükten sonra kalibrasyon tamamlanmıştır.
2. 30 dakika sonra 4 ° C'de (çiçeklenme zamanı) ölçüm yapın. Bağ dokusu ve yağdan dikkatlice kaçınarak LT kas numunesi üzerinde üç farklı yerden renk okumaları elde edin.
3. Oda sıcaklığında (20 °C), bu ölçümlerden önerilen şekilde bir ortalama hesaplayın¹⁶.

5. Su kayıpları

1. Tüm numuneler için temizleme kaybını (PL) değerlendirin. Dondurmadan önceki ilk ağırlık ile dondurma/çözdürme işleminden sonraki son ağırlık arasındaki farkı ölçerek sığır filetosu bölümlerinin PL'sini belirleyin.
   NOT: Hiç dondurulmamış kontrol sığır filetolarının PL'sini değerlendirmeyin.
2. Su tutma kapasitesini (WHC), 1.0 dakika boyunca 10 kg'lık bir basınca maruz kalmadan önce ve sonra bir et numunesinin ağırlık farkıyla (yaklaşık 5 g)^{ölçün 17}.

6. Objektif et hassasiyeti

NOT: Warner-Bratzler kesme kuvvetinin (WBSF) ölçümü ^18,19'da açıklandığı gibi yapılmıştır.

1. Numuneleri bir cam refraktere bağlı bir ızgaraya yerleştirin ve 71 °C'lik nihai sıcaklığa ulaşana kadar endüstriyel bir elektrikli fırında pişirin. Pişirdikten sonra numuneleri soğutun, tartın ve 4 °C'de 24 saat soğutun.
2. Formülü kullanarak pişirme kayıplarını (CL) belirleyin.
   1. Numuneyi pişirmeden önce ve sonra refrakteri tartarak damlama kaybını belirleyin. Bu amaçla, pişirme sırasında et sularının ve yağın drenajını sağlamak için numuneleri bir cam refrakter üzerine bir ızgara üzerine yerleştirin.
   2. Pişirmeden önce ve sonra sadece numuneyi tartarak buharlaşma kaybını belirleyin.
   3. Çiğ ve pişmiş ağırlıkları kaydedin ve DL yüzdesini, pişirmeden sonra damlama ağırlığının çözülmüş et numunesinin ağırlığına bölünmesiyle hesaplayın.
   4. [100 - (pişirmeden sonraki ağırlık) ÷ ham ağırlık × 100] formülünü kullanarak buharlaşma kaybı yüzdesini (EVP) hesaplayın.
3. WBSF'nin belirlenmesi için, 3,07 mm Warner-Bratzler Kesme Kuvveti bıçağı ve V şeklinde (60° açılı) kesme kenarı ile donatılmış bir doku analizörü kullanılarak 1,27 cm çapında sekizinci bölüm karotlar.
   1. Sonuçları, düşük ve yüksek aşırılıklar hariç tutulduktan sonra, kilogram (kg) cinsinden numune başına ortalama altı değer olarak bildirin¹⁹.

7. Biyokimyasal tahlil

NOT: Postmortem proteoliz, Culler ve ^ark.20 tarafından özetlenen ve Borges ve ^ark.21 tarafından Bos indicus sığırları için uyarlanan orijinal prosedür izlenerek miyofibril parçalanma indeksi (MFI) tahmin edilerek değerlendirildi.

1. 100 mM potasyum klorür, pH 7'de 20 mM potasyum fosfat, 1 mM etilendiamintetraasetik asit (EDTA), 1 mM magnezyum klorür ve 2 °C'de 1 mM sodyum azid içeren bir tampon çözelti içinde yaklaşık 3 g LT numunesinin (yağdan arındırılmış kas dokusu ve bağ dokusu) parçalarını homojenize edin, ardından santrifüjleme (4 °C'de 15 dakika boyunca 1.000 × g ).
   1. Tortuyu bir karıştırma çubuğu kullanarak 10 hacim (h/a) izolasyon ortamında yeniden süspanse edin, ardından 1,000 × g'da 15 dakika boyunca tekrar çökeltin ve süpernatanı boşaltın.
   2. Tortuyu 2,5 hacim (h/a) izolasyon ortamında yeniden süspanse edin ve bağ dokusunu ve kalıntıları bir polietilen süzgeçten (18 gözenek) geçirerek ayırın. Miyofibrillerin süzgeçten geçmesine izin vermek için ek bir 2,5 hacim (v/w) kullanın.
   3. Gornall ve ^ark.22'nin biüret yöntemini kullanarak miyofibrillerin süspansiyonunun protein konsantrasyonunu belirleyin. Miyofibril süspansiyonunun bir alikotunu izolasyon ortamı ile 0.5 ± 0.05 mg / mL'lik bir protein konsantrasyonuna seyreltin.
   4. Bu süspansiyonun emilimini hemen 540 nm'de ölçün. 540 nm'de spektrofotometri kullanarak MFI'yi belirleyin. Her numune için MFI'yi elde etmek için absorbansı 200 ile çarpın (ve bunu bir ölçüm birimi olmadan bir indeks olarak raporlayın).

8. Moleküler biyoloji deneyi

NOT: Sığır iskelet kasında en bol bulunan protein olan miyozin ağır zincirinin (MyHC) analizi için her iki gruptan LT örnekleri literatürde açıklanan protokole göre işlenmiştir^23,24.

1. Degrade SDS-PAGE jel (%7-10) ve %4 istifleme jeli kullanarak elektroforetik ayırma elde edin. Jele her numuneden 25 μL uygulayın ve 1 saat boyunca 70 V, 28 mA ve 4 ° C'de çalıştırın, ardından 29 saat boyunca 180 V, 12 mA ve 4 ° C'de çalıştırın.
2. Çalışmalarda iki farklı tampon kullanın: glisin, Tris(hidroksimetil)aminometan bazı, sodyum dodesil sülfat (SDS) ve damıtılmış su içeren üst jel tamponu, alt jel tamponu ise merkaptoetanol ilavesiyle üst tamponla aynıdır.
3. Jelleri Coomassie Blue ile boyayın ve uygun yazılımı kullanarak görüntü yakalayın.
4. MyHC izoformlarını (MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIx/d) moleküler ağırlıklarına (sırasıyla 223.900, 224.243 ve 223.875 kDa) göre tanımlayın. Uygun yazılımı kullanarak her bir izoforma karşılık gelen bantların dansitometrisi ile yarı kantitatif analiz yapın.
5. MyHC izoformlarını sınıflandırmak için pozitif kontroller olarak Sıçan soleus ve Ekstansör digitorum longus (EDL) kasını kullanın ve işlenmiş numunenin 40 μL'sini yüklemek için her jelde bir kuyucuk ayırın.
6. Tüm veriler için, aşağıdaki modeli kullanarak F testi ile varyans analizini (ANOVA) gerçekleştirin:
   Y_ij = μ + t_i + Ɛ_ij
   burada Yij, j tekrarında tedavi i'ye atıfta bulunan deney biriminin gözlemlenen değeridir; μ, ortalamanın genel etkisidir; t tedavi etkisidir (genetik grup) ve ε deneysel hatadır.
7. Student'ın t-testini kullanarak ortalamaları karşılaştırın ve kritik olasılık olarak P değeri < 0.05'i kabul edin.

Sonuçlar

Tablo 1 , bu çalışmada incelenen iki genetik grubun karkas özelliklerini göstermektedir. Özellikle, HCW, REA ve BFT'de farklılıklar (P < 0.01) tespit edildi ve melez hayvanlar daha yüksek değerler sergiledi ve bu da bir heteroz etkisi olduğunu düşündürdü.

Değişken¹

Öğr.

F1 Angus x Nellore

SEM

P değeri

Tartışmalar

Karkas değerlendirmesi sırasında, tutarlı ve karşılaştırılabilir veriler elde etmek için 48 saatlik bir soğuma periyodunun ardından büyüme ve kalite özelliklerinin doğru bir şekilde ölçülmesi çok önemlidir. İki biyolojik model, diğer çalışmalarda bildirilen bulgularla tutarlı olan, özellikle HCW, REA ve BFT olmak üzere farklı karkas özellikleri sergiledi. Nellore boğalarının ortalama HCW'si, daha az yağ içeriğine sahip hayvan birimi başına daha fazla et üretimine öncelik veren Br...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acetone	Merk, Darmstadt, Germany	CAS 67-64-1 | 100014	solutions used for the electrophoretic separations
Anti-MYH-1 Antibody	Merk, Darmstadt, Germany	MABT846	Rat soleus
Anti-Myosin antibody	Abcam, Massachusetts, United States	ab37484	Myosin heavy chain
Anti-Myosin-2 (MYH2) Antibody	Merk, Darmstadt, Germany	MABT840	Extensor digitorum longus (EDL)
Biological oxygen demand (BOD) incubator	TECNAL, São Paulo, Brazil	TE-371/240L	Meat aging
Chloroform; absolute analytical reagent	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	67-66-3	Intramuscular fat
CIELab system	Konica Minolta Sensing, Tokyo, Japan	CR-400 colorimeter	Meat color
Coomassie Blue	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	C.I. 42655)	Myosin heavy chain
Electric oven	Venâncio Aires, Rio Grande do Sul, Brazil		Meat tenderness
Ethanol	Merk, Darmstadt, Germany	64-17-5	solutions used for the electrophoretic separations
Ethylenediaminetetraacetic acid	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	60-00-4	Post-mortem proteolysis
Glass flasks	Sigma-Aldrich, Missouri, United States		solutions used for the electrophoretic separations
Glycine	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	G6761	Myosin heavy chain
Infrared spectroscopy - FoodScan	Foss NIRSystems, Madson, United States	FoodScan™ 2	Intramuscular fat
Magnesium chloride	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	7786-30-3	Post-mortem proteolysis
Mercaptoetanol	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	M6250	Myosin heavy chain
Methanol, absolute analytical reagent	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	67-56-1	Intramuscular fat
pH meter	LineLab, São Paulo, Brazil	AKLA 71980	Meat pH
PlusOne 2-D Quant Kit	GE Healthcare Product	Code 80-6483-56	Post-mortem proteolysis
Polypropylene	Sigma-Aldrich, Missouri, United States		solutions used for the electrophoretic separations
Potassium chloride	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	7447-40-7	Post-mortem proteolysis
Potassium phosphate	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	P0662	Post-mortem proteolysis
R software	Vienna, Austria	version 3.6.2	Data analysis
Sodium azide	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	26628-22-8	Post-mortem proteolysis
Sodium dodecyl sulfate (SDS)	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	822050	Myosin heavy chain
Spectrophotometer	Perkin Elmer, Shelton, United States	Perkin Elmer Lambda 25 UV/Vis	Post-mortem proteolysis
Statistical Analysis System	SAS, Cary, North Carolina, United States	version 9.1,	Data analysis
Texture Analyzer	AMETEK Brookfield, Massachusetts, United States	CTX	Meat tenderness
Tris(hydroxymethyl)aminomethane	Sigma-Aldrich, Missouri, United States	77-86-1	Myosin heavy chain
Ultrafreezer	Indrel Scientific, Londrina, Paraná, Brazil.	INDREL IULT 335 D - LCD	Sample storage
Ultrapure water	Elga PURELAB Ultra Ionic system		solutions used for the electrophoretic separations
Ultra-Turrax high shear mixer	Marconi – MA102/E, Piracicaba, São Paulo, Brazil		Post-mortem proteolysis