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  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Nous avons étudié le tissu musculaire squelettique chez Bos indicus et les taureaux croisés pour expliquer les différences dans les traits de qualité de la viande. La force de cisaillement de Warner-Bratzler (WBSF) variait de 4,7 kg à 4,2 kg. Les isoformes de la chaîne lourde de la myosine ont révélé des différences entre les animaux, et l’indice de fragmentation des myofibrilles a fourni des informations supplémentaires sur les variations de tendreté (WBSF).

Résumé

Cette étude a examiné le tissu musculaire chez les taureaux Bos indicus et croisés pour expliquer les différences dans les traits de qualité de la viande. Les caractéristiques de la carcasse, les paramètres de qualité de la viande et les études biochimiques et moléculaires des protéines myofibrillaires sont décrits. Les méthodes d’évaluation du pH, de la graisse intramusculaire (FMI), de la couleur de la viande (L*, a*, b*), des pertes d’eau, de la tendreté et des tests de biologie moléculaire ont été décrites. Des procédures spécifiques détaillant l’étalonnage, la préparation des échantillons et l’analyse des données pour chaque méthode sont décrites. Il s’agit notamment de techniques telles que la spectroscopie infrarouge pour le contenu en IMF, l’évaluation objective de la tendreté et la séparation électrophorétique des isoformes MyHC.

Les paramètres de couleur ont été mis en évidence comme des outils potentiels pour prédire la tendreté du bœuf, un trait de qualité crucial influençant les décisions des consommateurs. L’étude a utilisé la méthode de la force de cisaillement de Warner-Bratzler (WBSF), révélant des valeurs de 4,68 et 4,23 kg pour Nellore et Angus-Nellore (P < 0,01), respectivement. Les pertes totales à la cuisson et les analyses biochimiques, y compris l’indice de fragmentation des myofibrilles (MFI), ont permis de mieux comprendre les variations de tendreté. Les types de fibres musculaires, en particulier les isoformes de la chaîne lourde de myosine (MyHC), ont été étudiés, avec une absence notable de l’isoforme MyHC-IIb chez les animaux de zébus étudiés. La relation entre MyHC-I et la tendreté de la viande a révélé des résultats divergents dans la littérature, soulignant la complexité de cette association. Dans l’ensemble, l’étude fournit des informations complètes sur les facteurs influençant la qualité de la viande chez les taureaux Bos indicus et croisés (Bos taurus × Bos indicus), offrant ainsi des informations précieuses pour l’industrie du bœuf.

Introduction

Le Brésil possède le plus grand cheptel bovin commercial au monde, avec environ 220 millions d’animaux, et se classe au deuxième rang des producteurs de viande, avec plus de 9 millions de tonnes métriques d’équivalent carcasse paran1. Le secteur de la production bovine contribue de manière significative au système agricole national, avec des ventes annuelles totales dépassant 55 milliards de réaux. Depuis 2004, le Brésil est un acteur clé dans le commerce mondial de la viande, exportant vers plus de 180 pays, ce qui représente ~50% du commerce mondial de la viande2.

La tendreté de la viande est l’attribut de qualité primordial influençant la satisfaction des consommateurs et la consommation de viande3. En utilisant des méthodes biochimiques et objectives pour mesurer la tendreté de la viande, les chercheurs visent à fournir des informations précieuses sur des facteurs tels que la génétique animale, les techniques de transformation et les conditions d’entreposage, améliorant ainsi la qualité et l’uniformité des produits carnés pour les consommateurs. Ces informations sont utiles car la tendreté de la viande a pris de plus en plus d’importance dans la prise de décision des consommateurs lors de leurs achats. De plus, l’évaluation de la tendreté de la viande fournit des informations précieuses pour le contrôle de la qualité dans les industries de production et de transformation de la viande. En surveillant constamment la tendreté, les producteurs peuvent s’assurer que les produits de viande répondent aux normes et aux spécifications souhaitées. Dans ce contexte, les producteurs brésiliens de bovins de boucherie adoptent progressivement des systèmes d’engraissement intensifs avec des animaux croisés afin d’accroître la rotation des capitaux. Ce système représente environ 10% des tonnes de carcasses produites chaque année au Brésil 4,5.

La demande croissante des consommateurs pour une meilleure qualité de la viande a incité les producteurs de bovins de boucherie à se croiser avec des races européennes, principalement Aberdeen Angus6. Cette stratégie vise à produire des hybrides F1 Angus-Nellore, connus pour leurs performances supérieures, leurs caractéristiques de carcasse souhaitables et leur qualité de viande améliorée par rapport aux zébus purs 7,8. Dans les régions tropicales du Brésil, il est courant d’utiliser des animaux non castrés (taureaux) de maturité avancée dans les fermes de finition, ce qui peut compromettre les attributs de qualité de la viande tels que la couleur, le persillage et la tendreté. Notamment, une enquête révèle que 95 % des animaux finis dans les parcs d’engraissement brésiliens sont des mâles, dont 73 % sont des Nellore, suivis par 22 % d’animaux croisés et 5 % d’autres génotypes 9,10.

Comprendre les mécanismes biochimiques sous-jacents à la tendreté de la viande est crucial pour améliorer la qualité de la viande. Un aspect clé est la protéolyse post-mortem, qui affecte l’intégrité structurelle des fibres musculaires11. L’indice de fragmentation des myofibrilles (IMF) est un test biochimique largement utilisé qui quantifie l’étendue de la dégradation des myofibrilles, fournissant des informations sur la tendreté de la viande12. La méthode MFI consiste à mesurer la fragmentation des protéines myofibrillaires, qui est directement corrélée à la tendreté de la viande. Ce test complète les évaluations traditionnelles de la qualité de la viande et offre une compréhension plus approfondie des processus biochimiques qui contribuent aux variations de la tendreté de la viande.

Dans ce contexte, la présente étude a examiné le muscle squelettique des taureaux Bos indicus par rapport aux taureaux croisés (Bos taurus × Bos indicus) finis en parc d’engraissement, dans le but d’expliquer les différences dans les caractéristiques de qualité de la viande.

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Protocole

Toutes les procédures avec des animaux ont été conformes aux normes éthiques de recherche établies par le Comité d’éthique de l’utilisation des animaux (CEUA) de l'"Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho » - UNESP Botucatu Campus, en vertu du protocole 0171/2018.

1. Animaux d’expérimentation

  1. Finir 30 taureaux Nellore (Bos indicus) et 30 taureaux F1 Angus-Nellore (Bos taurus × Bos indicus), âgés de 20 à 24 mois, dans un parc d’engraissement. Hébergez les deux groupes d’animaux dans des enclos collectifs de 5 m x 6 m avec un sol en béton et équipés d’abreuvoirs en forme de coquilles, pouvant accueillir jusqu’à cinq animaux par enclos. S’assurer que tous les animaux appartiennent au même groupe de gestion (nés et élevés sur la même ferme) et qu’ils sont soumis à la même période de parc d’engraissement.
    REMARQUE : Dans cette étude, les taureaux Nellore avaient un poids corporel initial moyen de 370,7 kg, tandis que les taureaux F1 Angus-Nellore avaient un poids corporel initial moyen de 380,8 ± 17 kg.
  2. Régime alimentaire du parc d’engraissement
    1. Assurez-vous que la ration de finition est composée de 11,3 % de fourrage grossier (foin Tifton et bagasse de canne à sucre) et de 88,7 % de concentrés (grains de maïs secs moulus, tourteau de soja, drêches de distillerie de maïs humides, aliments secs à base de gluten de maïs et noyau minéral). Nourrissez les animaux pendant 120 jours et donnez-leur un régime à volonté deux fois par jour (à 10h00 et à 16h00).
  3. Abattre
    1. Enregistrer le poids corporel final (BWf) à la fin de la période expérimentale. Traiter tous les animaux dans un abattoir à proximité, en respectant les procédures d’inspection standard. Avant l’abattage, assurez-vous que les animaux subissent un jeûne d’au moins 16 heures, en s’abstenant de nourriture et d’eau.
      REMARQUE : Les taureaux F1 Angus-Nellore ont présenté un poids corporel final de 615,09 ± 57,53 kg, tandis que les taureaux Nellore avaient un poids de 545,47 ± 11,45 kg.
  4. Évaluation des caractéristiques de la carcasse
    1. Pesez d’abord les carcasses de bœuf, puis soumettez-les à une période de refroidissement de 2 à 4 °C pendant 48 h. Les mesures comprennent le poids chaud de la carcasse (HCW), la surface du faux-filet (REA) et l’épaisseur du gras dorsal (BFT) à l’interface des 12e et 13e côtes, comme recommandé13. Déterminez l’APER à l’aide de la méthode de la grille avec une petite grille (18 cm x 13 cm) et mesurez le BFT en millimètres à l’aide d’un pied à coulisse.
      1. Mesurez l’APER dans chaque carcasse à l’aide d’une grille réticulée (la même que celle utilisée dans le système de classification Yield Grade de l’USDA), divisée en carrés de 1 cm² avec un point au milieu. Additionnez tous les carrés à l’intérieur du périmètre du tracé du faux-filet et ceux le long du contour du tracé passant par le point du milieu.
      2. Mesurez le BFT à une position spécifique sur le site d’évaluation, n’importe où entre les 12et 13e côtes. Pour déterminer cette position, mesurez la longueur du faux-filet ; puis, en commençant par le bord médian « A », déterminez un point aux trois quarts le long du faux-filet et à mi-chemin sur « B ». Prenez un pied à coulisse à travers ce point et perpendiculairement à la côte spécifiée à l’interface entre la graisse sous-cutanée et la graisse intermusculaire. Mesurez la graisse sous-cutanée en plaçant l’étrier à angle droit par rapport à la ligne de la graisse sous-cutanée, à partir du point d’interface (figure supplémentaire S1).
  5. Échantillonnage
    1. Prélever un échantillon de Longissimus thoracis (LT) dans la demi-carcasse gauche (portion de ± 12,0 cm de viande), entre la 11e et la 13e côte dans la direction crânienne. En laboratoire, sectionnez les échantillons de viande en steaks de 2,54 cm.
  6. Vieillissement
    1. Évaluez les caractéristiques de qualité de la viande après une période de maturation humide de 14 jours à une température de 0 à 2 °C dans un incubateur de demande biologique en oxygène (DBO). Utilisez des biftecks de 2,54 cm d’épaisseur pour l’analyse de la couleur de la viande, du pH, de la graisse intramusculaire, de la perte par purge, de la capacité de rétention d’eau, de la tendreté objective et des pertes à la cuisson. Emballez les steaks séparément dans des sacs en plastique pour un vide poussé et une faible perméabilité à l’oxygène et, une fois le temps de maturation atteint, conservez-les congelés à -20 °C jusqu’au moment de l’analyse. Décongeler les échantillons de bœuf à 4 °C pendant 24 h et les exposer à l’oxygène pendant 30 min à 4 °C (temps de floraison).

2. pH de la viande

  1. Mesurez le pH de la viande à l’aide d’un pH-memètre numérique équipé d’une sonde de pénétration. Étalonnez-le avec des tampons de pH 4,0 et 7,0 à une température ambiante de 25 °C. Mesurez le pH de la viande à trois endroits de l’échantillon de muscle LT. Enregistrer manuellement les relevés de données et exporter ensuite la fiche technique ; calculer la moyenne des trois lectures pour le pH de la viande.

3. Graisse intramusculaire

REMARQUE : La teneur en graisse intramusculaire (IMF) a été déterminée à l’aide de la spectroscopie proche infrarouge (NIR)14 et de la méthode gravimétrique15.

  1. Retirez la graisse sous-cutanée du muscle LT à l’aide d’un scalpel. Ensuite, broyez et homogénéisez le steak pendant 5 min à l’aide d’un mélangeur, en incorporant environ 180 g de l’échantillon. Placez l’échantillon dans une coupelle, positionnez-le à l’intérieur de la chambre d’échantillon et effectuez un sous-balayage des différentes zones de l’échantillon d’essai en tournant la tasse d’échantillon ; Fusionnez les zones pour obtenir le résultat final.
  2. Prenez trois lectures pour chaque échantillon. Après homogénéisation, placez les échantillons dans la plaque pour une lecture ultérieure. Réglez l’appareil sur la transmission NIR, avec un monochromateur à réseau mobile balayant la région de 850 nm à 1050 nm.
  3. Exportez la feuille de données, puis calculez la moyenne des trois lectures pour l’IMF. Exprimez les résultats en pourcentage, à l’aide de la formule : [(IMF average ÷ sample weight) × 100].
  4. Combinez l’homogénéisation des échantillons de muscle LT (3,0 g) avec une solution de chloroforme/méthanol méthanol/chloroforme (2:1) pendant 2 min et soumettez-les à une centrifugation (700 × g ; 10 min ; 20 °C) pour séparer les phases hydrophile (supérieure), solide (moyenne) et hydrophobe (inférieure).
  5. Filtrer la phase hydrophobe obtenue après centrifugation à l’aide d’un papier filtre sur un entonnoir à légère aspiration. Transférez le filtrat (phase inférieure ; lipides dans le chloroforme) dans une fiole étiquetée comme phase lipidique et transférez au moins 5 mm de filtrat dans une fiole béchere prépesée après l’avoir laissé reposer pendant quelques minutes. Ensuite, notez le volume de la couche de chloroforme (au moins 150 mL) et aspirez la couche d’alcool.
    1. Homogénéiser 100 g d’aliquotes de l’échantillon de tissu frais ou congelé pendant 2 min avec un mélange de 100 mL de chloroforme et de 200 mL de méthanol. Ajouter 100 mL de chloroforme au mélange, mélanger pendant 30 s, ajouter 100 mL d’eau distillée et mélanger pendant 30 s supplémentaires.
    2. Filtrer l’homogénat à travers du papier filtre sur un entonnoir à légère aspiration. Appliquez une pression avec le fond d’un bécher lorsque le résidu devient sec pour assurer une récupération maximale du solvant.
    3. Transférez le filtrat dans une bouteille graduée de 500 mL et laissez-le reposer pendant quelques minutes pour permettre la séparation et la clarification. Enregistrer le volume de la couche de chloroforme (au moins 150 mL) et aspirer la couche d’alcool.
    4. Assurez-vous d’enlever complètement la couche supérieure ; La couche de chloroforme contient le lipide purifié. Pour l’extraction quantitative des lipides, récupérez les lipides piégés dans les résidus tissulaires en mélangeant le résidu et le papier filtre avec 100 mL de chloroforme.
    5. Filtrez le mélange à travers l’entonnoir et rincez le bol du mélangeur et les résidus avec un total de 50 ml de chloroforme. Mélangez ce filtrat avec le filtrat d’origine avant d’enlever la couche d’alcool.
      REMARQUE : La filtration est généralement rapide ; Appliquer une pression avec le fond d’un bécher sur le résidu sec pour assurer une récupération maximale du solvant.
  6. Séchez les échantillons dans un four, refroidissez-les dans un dessiccateur pendant au moins 24 h, placez-les dans un four à 110 °C jusqu’à évaporation complète du solvant, refroidissez-les à nouveau dans un dessiccateur pendant la nuit, et enfin pesez-les à nouveau.
  7. Déterminez la teneur en IMF en calculant la différence entre le poids initial et le poids final du bécher.

4. Couleur de la viande

  1. Calibrez l’appareil à l’aide d’une plaque standard noire et d’une plaque standard blanche. Placez la plaque d’étalonnage blanche près du milieu de la plaque. Lors d’un calibrage, utilisez la zone près du milieu de la plaque. L’étalonnage est terminé après que la lampe ait allumé trois fois.
  2. Prenez les mesures après 30 min à 4 °C (temps de floraison). Obtenez des lectures de couleur à partir de trois endroits différents sur l’échantillon de muscle LT, en évitant soigneusement le tissu conjonctif et la graisse.
  3. À température ambiante (20 °C), calculez une moyenne à partir de ces mesures, comme recommandé16.

5. Pertes d’eau

  1. Évaluer la perte par purge (PL) pour tous les échantillons. Déterminer la PL des sections de longe de bœuf en mesurant l’écart entre le poids initial avant la congélation et le poids final après congélation/décongélation.
    REMARQUE : N’évaluez pas la PL des longes de bœuf témoins jamais congelées.
  2. Mesurer la capacité de rétention d’eau (WHC) en fonction de la différence de poids d’un échantillon de viande (environ 1,0 g) avant et après avoir été soumis à une pression de 10 kg pendant 5 min17.

6. Tendreté objective de la viande

REMARQUE : La mesure de la force de cisaillement de Warner-Bratzler (WBSF) a été effectuée comme décrit18,19.

  1. Placez les échantillons sur une grille fixée à un réfractaire en verre et faites-les cuire dans un four électrique industriel jusqu’à ce qu’ils atteignent une température finale de 71 °C. Après la cuisson, refroidir, peser et réfrigérer les échantillons à 4 °C pendant 24 h.
  2. Déterminez les pertes à la cuisson (CL) à l’aide de la formule figure-protocol-11380.
    1. Déterminez les pertes par égouttement en pesant le réfractaire avant et après la cuisson de l’échantillon. À cette fin, placez les échantillons sur une grille au-dessus d’un réfractaire en verre pour permettre l’évacuation des jus et des graisses de viande pendant la cuisson.
    2. Déterminez la perte par évaporation en pesant uniquement l’échantillon avant et après la cuisson.
    3. Enregistrez les poids crus et cuits et calculez le pourcentage de DL comme le poids de goutte après cuisson divisé par le poids de l’échantillon de viande décongelée.
    4. Calculez le pourcentage de perte par évaporation (EVP) à l’aide de la formule [100 - (poids après cuisson) ÷ poids brut × 100].
  3. Pour la détermination de la WBSF, sectionnez huit carottes d’un diamètre de 1,27 cm à l’aide d’un analyseur de texture, équipé d’une lame Warner-Bratzler Shear Force de 3,07 mm et d’un tranchant en forme de V (angle de 60°).
    1. Présenter les résultats sous la forme d’une moyenne de six valeurs par échantillon, en kilogrammes (kg), après exclusion des extrêmes bas et haut19.

7. Dosage biochimique

REMARQUE : La protéolyse post-mortem a été évaluée en estimant l’indice de fragmentation des myofibrilles (IMF), selon la procédure originale décrite par Culler et al.20 et adaptée pour les bovins Bos indicus par Borges et al.21.

  1. Homogénéiser des fragments d’environ 3 g d’échantillons LT (tissu musculaire et tissu conjonctif dégradés) dans une solution tampon contenant 100 mM de chlorure de potassium, 20 mM de phosphate de potassium à pH 7, 1 mM d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA), 1 mM de chlorure de magnésium et 1 mM d’azoture de sodium à 2 °C, suivie d’une centrifugation (1 000 × g pendant 15 min à 4 °C).
    1. Remettre le sédiment en suspension dans 10 volumes (v/p) de milieu isolant à l’aide d’un agitateur, puis le sédimenter à nouveau à 1 000 × g pendant 15 min et décanter le surnageant.
    2. Remettre le sédiment en suspension dans 2,5 volumes (v/p) de milieu isolant et séparer le tissu conjonctif et les débris en le faisant passer dans une passoire en polyéthylène (18 mesh). Utilisez 2,5 volumes supplémentaires (v/w) pour permettre aux myofibrilles de passer à travers la passoire.
    3. Déterminer la concentration en protéines de la suspension de myofibrilles à l’aide de la méthode biuret de Gornall et al.22. Diluer une partie aliquote de la suspension de myofibrilles avec un milieu isolant jusqu’à une concentration protéique de 0,5 ± 0,05 mg/mL.
    4. Mesurez immédiatement l’absorbance de cette suspension à 540 nm. Déterminer MFI à l’aide de la spectrophotométrie à 540 nm. Multipliez l’absorbance par 200 pour obtenir l’IFM de chaque échantillon (et rapportez-le sous forme d’indice sans unité de mesure).

8. Essai de biologie moléculaire

REMARQUE : Pour l’analyse de la chaîne lourde de myosine (MyHC), la protéine la plus abondante dans le muscle squelettique bovin, les échantillons LT des deux groupes ont été traités selon le protocole décrit dans la littérature23,24.

  1. Réalisez la séparation électrophorétique à l’aide d’un gel SDS-PAGE dégradé (7-10%) et d’un gel d’empilage à 4%. Appliquez 25 μL de chaque échantillon dans le gel et faites-le fonctionner à 70 V, 28 mA et 4 °C pendant 1 h, suivi d’un cycle à 180 V, 12 mA et 4 °C pendant 29 h.
  2. Utilisez deux tampons différents dans les cycles : le tampon de gel supérieur comprenant de la glycine, une base de tris(hydroxyméthyl)aminométhane, du dodécylsulfate de sodium (SDS) et de l’eau distillée, tandis que le tampon de gel inférieur est identique au tampon supérieur, avec l’ajout de mercaptoéthanol.
  3. Teignez les gels avec du bleu Coomassie et capturez des images à l’aide d’un logiciel approprié.
  4. Identifier les isoformes de MyHC (MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIx/d) en fonction de leur poids moléculaire (223,900, 224,243 et 223,875 kDa, respectivement). Effectuer une analyse semi-quantitative par densitométrie des bandes correspondant à chaque isoforme, à l’aide d’un logiciel approprié.
  5. Utiliser le soléaire du rat et le muscle extenseur des doigts longs (EDL) comme témoins positifs pour classer les isoformes de MyHC, en réservant un puits dans chaque gel pour le chargement de 40 μL de l’échantillon traité.
  6. Pour toutes les données, effectuez l’analyse de variance (ANOVA) par le test F, à l’aide du modèle suivant :
    Yij = μ + ti + Ɛij
    où Yij est la valeur observée de l’unité expérimentale se rapportant au traitement i dans la répétition j ; μ’est l’effet général de la moyenne ; t est l’effet du traitement (groupe génétique) et ε est l’erreur expérimentale.
  7. Comparez les moyennes en utilisant le test t de Student et adoptez la valeur P < 0,05 comme probabilité critique.

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Résultats

Le tableau 1 présente les caractéristiques des carcasses des deux groupes génétiques étudiés dans cette étude. Notamment, des différences ont été identifiées (P < 0,01) chez les TS, les APER et les BFT, les animaux croisés présentant des valeurs plus élevées, suggérant un effet d’hétérosis.

Variable¹NelloreF1 Angus x NelloreSEM

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Discussion

Lors de l’évaluation de la carcasse, il est essentiel de mesurer avec précision la croissance et les caractéristiques de qualité après une période de refroidissement de 48 heures afin d’obtenir des données cohérentes et comparables. Les deux modèles biologiques présentaient des caractéristiques divergentes des carcasses, en particulier des TS, des APER et des BFT, qui sont conformes aux résultats rapportés dans d’autres études. Le poids moyen des taureaux Nellore correspond aux préférences du march?...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer. Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte et l’analyse des données, la décision de publier ou la préparation du manuscrit.

Remerciements

Cette recherche a été financée par la FAPESP (subventions 2023/05002-3 ; 2023/02662-2 et 2024/09871-9), CAPES (code financier 001), CNPq (304158/2022-4), et par PROPE (subvention IEPe-RC numéro 149) de l’École de médecine vétérinaire et de sciences animales de l’Université d’État de São Paulo.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
AcetoneMerk, Darmstadt, GermanyCAS 67-64-1 | 100014solutions used for the electrophoretic separations
Anti-MYH-1 AntibodyMerk, Darmstadt, GermanyMABT846Rat soleus
Anti-Myosin antibodyAbcam, Massachusetts, United Statesab37484Myosin heavy chain
Anti-Myosin-2 (MYH2) AntibodyMerk, Darmstadt, GermanyMABT840Extensor digitorum longus (EDL)
Biological oxygen demand (BOD) incubatorTECNAL, São Paulo, BrazilTE-371/240LMeat aging
Chloroform; absolute analytical reagentSigma-Aldrich, Missouri, United States67-66-3Intramuscular fat
CIELab systemKonica Minolta Sensing, Tokyo, JapanCR-400 colorimeterMeat color
Coomassie BlueSigma-Aldrich, Missouri, United StatesC.I. 42655)Myosin heavy chain
Electric ovenVenâncio Aires, Rio Grande do Sul, BrazilMeat tenderness
EthanolMerk, Darmstadt, Germany64-17-5solutions used for the electrophoretic separations
Ethylenediaminetetraacetic acidSigma-Aldrich, Missouri, United States60-00-4Post-mortem proteolysis
Glass flasksSigma-Aldrich, Missouri, United Statessolutions used for the electrophoretic separations
GlycineSigma-Aldrich, Missouri, United StatesG6761Myosin heavy chain
Infrared spectroscopy - FoodScanFoss NIRSystems, Madson, United StatesFoodScan™ 2Intramuscular fat
Magnesium chlorideSigma-Aldrich, Missouri, United States 7786-30-3Post-mortem proteolysis
MercaptoetanolSigma-Aldrich, Missouri, United StatesM6250Myosin heavy chain
Methanol, absolute analytical reagentSigma-Aldrich, Missouri, United States67-56-1Intramuscular fat
pH meterLineLab, São Paulo, BrazilAKLA 71980Meat pH
PlusOne 2-D Quant KitGE Healthcare ProductCode 80-6483-56Post-mortem proteolysis
PolypropyleneSigma-Aldrich, Missouri, United Statessolutions used for the electrophoretic separations
Potassium chlorideSigma-Aldrich, Missouri, United States7447-40-7Post-mortem proteolysis
Potassium phosphateSigma-Aldrich, Missouri, United StatesP0662Post-mortem proteolysis
R softwareVienna, Austriaversion 3.6.2Data analysis
Sodium azideSigma-Aldrich, Missouri, United States26628-22-8Post-mortem proteolysis
Sodium dodecyl sulfate (SDS)Sigma-Aldrich, Missouri, United States822050Myosin heavy chain
SpectrophotometerPerkin Elmer, Shelton, United StatesPerkin Elmer
Lambda 25 UV/Vis		Post-mortem proteolysis
Statistical Analysis SystemSAS, Cary, North Carolina, United Statesversion 9.1,Data analysis
Texture AnalyzerAMETEK Brookfield, Massachusetts, United
States		CTXMeat tenderness
Tris(hydroxymethyl)aminomethaneSigma-Aldrich, Missouri, United States77-86-1Myosin heavy chain
UltrafreezerIndrel Scientific, Londrina, Paraná, Brazil.INDREL IULT 335 D - LCDSample storage
Ultrapure waterElga PURELAB Ultra Ionic systemsolutions used for the electrophoretic separations
Ultra-Turrax high shear mixerMarconi – MA102/E, Piracicaba, São Paulo, BrazilPost-mortem proteolysis

Références

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