JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokol, kafasına sabitlenmiş farelerin beyin sapından in vivo, yüksek yoğunluklu tek nöron kayıtları elde etmek için bir yöntemi açıklar. Bu yaklaşım, genel anestezi öncesinde ve sırasında Hızlı Göz Hareketi (REM) uykusu sırasında aktif olmayan bir beyin sapı bölgesi olan ventrolateral periakuaduktal grideki nöronların aksiyon potansiyel ateşlemesini ölçmek için kullanılır.

Özet

Silikon multielektrot tabanlı kayıtlar, birçok beyin bölgesindeki aksiyon potansiyellerinin zamansal çözünürlüğünde nöronal aktiviteyi incelemek için giderek daha popüler hale gelmektedir. Bununla birlikte, çok kanallı problar kullanılarak beyin sapı gibi derin kaudal yapılardan nöronal aktivitenin kaydedilmesi zor olmaya devam etmektedir. Önemli bir endişe, superior sagital venöz sinüs ve transvers venöz sinüs gibi büyük kan damarlarından kaçınan prob yerleştirme için bir yörünge bulmaktır. Bu büyük damarların yaralanması, geniş kanamaya, altta yatan beyin dokusunda hasara ve potansiyel olarak ölüme neden olabilir. Bu yaklaşım, ön koordinatları açılı bir yaklaşımla birleştirerek beyin sapı yapılarını hedeflemeyi açıklar ve kayıt probunun yüksek riskli vasküler yapıların altındaki beyne nüfuz etmesine izin verir. Kesinlikle dikey bir yaklaşımla karşılaştırıldığında, açılı yaklaşım, hedeflenebilecek beyin bölgelerinin sayısını en üst düzeye çıkarır. Bu stratejiyi kullanarak, REM uykusu ile ilişkili bir beyin sapı bölgesi olan ventrolateral periakuaduktal gri (vlPAG), sevofluran anestezisi öncesinde ve sırasında başa sabitlenmiş farelerde tek üniteli, çok elektrotlu kayıtlar elde etmek için tekrarlanabilir ve güvenilir bir şekilde erişilebilir. vlPAG ve çevresindeki çekirdeklerdeki nöronal aktiviteyi yüksek zamansal çözünürlükle kaydetme yeteneği, REM uykusu ve anestezi arasındaki ilişkinin anlaşılmasında ileriye doğru atılmış bir adımdır.

Giriş

Silikon çoklu elektrot tabanlı kayıtlar, tek eylem potansiyeli çözünürlüğü 1,2,3,4 ile birçok beyin bölgesindeki nöronal aktiviteyi ölçmek için giderek daha popüler hale geliyor. Son on yılda, yüksek yoğunluklu kayıt teknolojisi önemli ölçüde büyüdü. Mevcut silikon bazlı kayıt elektrotları, yüksek kanal sayılarını, optik fiberleri ve elektrokortikografi (ECoG) kayıt cihazlarını barındırabilir 5,6. Ayrıca, bu elektrotların kronik implantasyonu, uzun süreli kayıtlara izin verir 7,8.

Son teknolojik gelişmelere rağmen, çok kanallı problarla beyin sapı gibi derin kaudal yapıları hedeflemek hala zor olmaya devam etmektedir. Ventrolateral periakakuduktal gri (vlPAG) gibi beyin sapı yapılarını hedeflerken, önemli bir engel, superior sagital venöz sinüs ve transvers venöz sinüs gibi ana kan damarlarından kaçınan bir prob yörüngesini tanımlamaktır. Bu büyük damarların yaralanması, geniş kanamaya, altta yatan beyin dokusunun zarar görmesine ve hatta ölüme neden olabilir 9,10. Beyin sapı yapılarını anterior koordinatlardan belirli bir açıyla hedeflemeyi ve kayıt probunun bu tür yüksek riskli vasküler yapıların altındaki beyne nüfuz etmesine izin vermeyi öneriyoruz (bkz. Şekil 1). Bu açılı yaklaşım, dikey yaklaşımla karşılaştırıldığında, kayıt için erişilebilir olan beyin bölgelerinin sayısını en üst düzeye çıkarır. Ek olarak, ECoG kayıtlarının istendiği deneysel durumlarda, prob yerleştirme için kraniyotomi penceresi daha öne konumlandırıldığından, açılı anterior yaklaşım, ECoG kulaklık implantasyonu için daha fazla kafatası yüzeyi sağlar10,11.

Anesteziye bağlı REM uyku değişikliklerinden sorumlu spesifik hücre gruplarını ve devreleri tanımlamak, anestezi araştırmalarının ana hedefi olmaya devam etmektedir. Bu nedenle, buradaki amaç, sevofluran anestezisi öncesinde ve sırasında başa sabitlenmiş farelerde tek üniteli, çok elektrotlu kayıtlar elde etmek için REM uykusu ile ilişkili bir beyin sapı bölgesi olan vlPAG'a tekrarlanabilir ve güvenilir bir şekilde erişmekti12,13. Önceki çalışmalar, anestezi ile ilişkili nöral durum değişikliklerini tanımlamak için uyanık farelerde vlPAG'ın elektrofizyolojik yerel alan potansiyeli (LFP) ölçümlerini kullanmıştır14,15. Bununla birlikte, LFP ölçümleri, kaydedilen alan16 içindeki aksiyon potansiyellerine değil, öncelikle sinaptik aktiviteye duyarlıdır. Sonuç olarak, anesteziklerin vlPAG nöronları tarafından üretilen nöral aktivite modellerini nasıl doğrudan etkilediğine dair sınırlı bir anlayış vardır. Burada, kafası sabit farelerin beyin sapından yüksek yoğunluklu tek nöron kayıtları elde etmek için bir yöntem açıklanmaktadır. Bu yöntem aynı zamanda diğer çeşitli derin ve arka beyin sapı yapılarından tek nöron aktivitesini kaydetmek için de uyarlanabilir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Tüm çalışmalar, Virginia Üniversitesi'ndeki (Charlottesville, Virginia) Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı. 3-7 aylık, 25-30 g ağırlığında beş erkek C57BL / 6J faresi kullanıldı. Burada kullanılan reaktiflerin ve ekipmanın ayrıntıları Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Başlık plakası ve kulaklık implantasyonu

  1. Perfloroalkoksi (PFA) kaplı paslanmaz çelik kabloyu 3 pimli konektör başlığına lehimleyerek bir ECoG kulaklık yapın (Şekil 2A).
  2. Fare stereotaksik atlasına dayalı olarak yerleştirme koordinatlarını tanımlayın17. Prob yerleştirme açısını ve derinliğini hesaplamak için Pisagor teoremini kullanmak - özellikle literatürde çok az bilgi olduğunda - makul bir başlangıç noktasıdır (Şekil 1)18.
    NOT: Sonuç olarak, koordinatlar deneme yanılma yoluyla ayarlanacaktır. vlPAG'ı hedeflemek için yetişkin farelerde aşağıdaki koordinatlar kullanıldı: anteroposterior (AP) -3.6 mm, mediolateral (ML) +0.5 mm, dorsoventral (DV) -4 mm. Prob 20°'lik bir açıyla (AP) yerleştirildi.
  3. Fareyi indüksiyon odasına yerleştirerek genel anesteziyi indükleyin (oksijende% 1.5 -% 3 İzofluran). Anestezi uygulandıktan sonra, fareyi stereotaksik çerçeveye yerleştirin, hayvanın burnunu burun konisine yerleştirin ve kafayı kafa çubuklarıyla sabitleyin.
  4. Kornea hasarını önlemek için gözlere oftalmik merhem sürün. Vücut ısısını 37 °C'de tutmak için bir sıcaklık kontrol sistemi kullanın.
  5. Saç derisine tüy dökücü krem uygulayın veya kürkü tıraş edin, ardından povidon iyot ve% 70 alkol ile dezenfekte edin. Steril bir cerrahi alanı korumak için 'yalnızca ipuçları' aseptik tekniğini kullanın.
  6. Anestezi derinliğini kontrol etmek için bir ayak parmağı sıkışma testi yapın.
  7. Analjezi uygulayın: carprofen 2.5 mg / kg, sırtta deri altından verilir.
  8. Parietal ve oksipital kemiklerin üzerinde dairesel bir deri yamasını çıkarmak için 5 mm'lik bir kafa derisi kesisi yapın. Meninksleri neşter bıçağıyla kazıyarak nazikçe çıkarın.
  9. Kas eklerini kesmek ve parietal ve oksipital kemikleri ortaya çıkarmak için neşter bıçağını kullanın19. Kanamayı kontrol etmek ve kafatası yüzeyini kurutmak için gerektiği kadar hidrojen peroksit uygulayın. Güçlü bir bağ elde etmek için kuru kafatasına diş çimentosu ve reçine uygulamak çok önemlidir.
  10. İlk olarak, kafatası20 üzerindeki bregma ve lambda yer işaretlerini tanımlayın. Ardından, kafatasının ön-arka konumunu düzleştirmek için burun konisi konumunu ayarlayın ve iki yer işareti arasında 100 μm'den fazla yükseklik farkı olmadığından emin olun.
  11. Kafatasının medial-lateral pozisyonunu düzleştirmek için, bregma ve lambda arasında, her biri sagital sütürden 1 mm uzakta olan iki zıt nokta seçin ve seviyelerini kontrol edin. Aralarında 100 μm'den fazla yükseklik farkı varsa, kafa çubuklarını manipüle ederek kafatasının medial-lateral pozisyonunu ayarlayın.
  12. Bregma ve lambda arasındaki mesafeyi ölçün ve bunu Franklin-Paxinos stereotaksik atlasında (genellikle 4,2 mm) bildirilen mesafeyle karşılaştırın17. AP koordinatınızı orantılı olarak ölçeklendirmek için ölçülen ve bildirilen mesafeler arasındaki farkı kullanın. Sterilize edilmiş bir kalemle kafatası üzerindeki kraniyotomi koordinatlarını işaretleyin.
    NOT: Ölçülen bregma-lambda mesafesi 4,2 mm'den farklıysa, koordinatların orantılı olarak ölçeklendirilmesi gerekir. Stereotaksik bir atlasta bildirilen tüm AP koordinatları, standartlaştırılmış bir bregma-lambda mesafesine karşılık gelir. Bir fare kafatasının boyutu değişken olduğundan, koordinatlarınızı buna göre ayarlamanız önemlidir.
  13. Stereotaksik bir mikromanipülatör kullanarak, kafa plakasını doğrudan lambda sütürünün üzerine yerleştirin ve kafa plakasına ve çevresine diş çimentosu uygulayarak kafatasına sabitleyin (Şekil 3A,B). Çimentonun kuruması için en az 10 dakika bekleyin.
  14. İki kortikal elektrot (frontal ve parietal korteks) ve referans elektrot (beyincik) görevi görecek bir elektrot için çapak delikleri (0,5 mm çapında) açın. Kaplanmış gümüş tel elektrotların soyulmuş uçlarını (0,5 mm) çapak deliklerine yerleştirin ve ultraviyole ışıkla etkinleştirilen reçine kullanarak sabitleyin.
  15. Kaplanmış paslanmaz çelik telleri, hiçbir telin açığa çıkmaması için diş çimentosu ile tamamen kaplayın. Kulaklığın alt ve yan taraflarını, sıkıca yerine oturacak şekilde diş çimentosu ile örtün. Kulaklık yerine sabitlendikten sonra bregma ve lambda dikişlerinin görünür kaldığından emin olun (Şekil 2B).
  16. Farenin en az 7 gün iyileşmesine izin verin, herhangi bir düzensizlik için hayvanı ve cerrahi bölgeyi günlük olarak inceleyin. Gerektiğinde analjezikler (Carprofen 2.5 mg / kg, SC) uygulayın.

2. Silikon prob yerleştirme ve kayıt

  1. Fareyi kayıt donanımına ve kafa sabitlemeye alıştırın (iki ayrı günde en az 1.5 saat) (Şekil 2D).
  2. Kayıt gününde, fareyi anestezi odasına yerleştirin (Isoflurane% 1.5 -% 3 oksijende).
  3. Fareyi stereotaksik bir çerçeveye yerleştirin, burun konisini ve kafa çubuklarını 1.3'te açıklandığı gibi ayarlayın. Stereotaksik cerrahi boyunca anesteziyi koruyun (Oksijende izofluran% 1.5 -% 3). Anestezi derinliğini kontrol etmek için bir ayak parmağı sıkışma testi yapın.
  4. Gözlere oftalmik merhem sürün ve yeterli vücut ısısını koruyun.
  5. İki anatomik yer işareti arasında 100 μm'den fazla yükseklik farkı olmadığından emin olarak bregma ve lambda'yı tanımlayın.
  6. Steril bir kalemle kafatası üzerinde hesaplanan koordinatları bulun ve işaretleyin, ardından koordinatların etrafında 2 mm x 2 mm kraniyotomi penceresinin bir taslağını oluşturun.
  7. Anestezi derinliğini kontrol etmek için bir ayak parmağı sıkıştırma testi yapın.
  8. 2 mm x 2 mm kraniyotomi penceresi oluşturmak için yüksek hızlı bir matkap kullanın. Beyin yüzeyinin kurumasını önlemek için 0.5-1 mL normal salin uygulayın. Bir şırınga iğnesi ve ince forseps kullanarak durayı çıkarın.
    NOT: Aşırı kanamayı önlemek için ana damarlara (superior sagital sinüs, transvers sinüs) dikkat edin (Şekil 3).
  9. Silikon probun referans elektrodu için genellikle kafatası penceresinden ~1-2 mm uzakta ayrı bir çapak deliği oluşturmak için yüksek hızlı bir matkap kullanın.
  10. Ekli aplikatörü kullanarak kraniotomiyi tamamen kapatmak için kafatasına 0.2 mL düşük toksisiteli silikon yapıştırıcı uygulayın.
  11. Farenin yaklaşık 1 saat iyileşmesine izin verin.
  12. Kafa plakasını ve vidaları kullanarak farenin kafasını elektrofizyoloji kayıt donanımına sabitleyin (Şekil 2D).
  13. Silikon prob şaftını floresan boya DiI (1:4 DiI:Etanol) ile kaplayın, böylece prob yörüngesi deneyden sonra yeniden yapılandırılabilir.
  14. Probu manipülatöre monte edin ve istenen açıyı ayarlayın. vlPAG'ı hedeflemek için 15-20°'lik bir AP açısı uygulandı.
  15. Kayıt probunu, kraniyal pencerenin ortasındaki beyin yüzeyine indirin. İlk olarak, probu manuel olarak ~300 μm derinliğe yerleştirin. Bu derinliğe yerleştirildikten sonra, doku hasarını en aza indirmek içinprobu otomatik olarak (örn. 200 μm/dak) hedeflenen derinliğe yavaşça indirin 21 (Şekil 2C).
    NOT: Probun manuel olarak yerleştirilmesi başlangıçta önerilir. Manuel prob yerleştirme, ilk yerleştirmede bükülmesi durumunda probun durdurulmasını ve geri çekilmesini sağlar. Prob dokuya tamamen nüfuz ettikten sonra, otomatik modda probundan inmeye devam etmek genellikle güvenlidir.
  16. Kurumasını önlemek için kraniyotomi penceresi içindeki beyin yüzeyine mineral yağ sürün.
  17. Kayıt probunun yerleştirildikten sonra 10 dakika oturmasına izin verin.
  18. Bir Intan Kayıt Kontrolörü kullanarak silikon probdan ve ECoG'den 30 kHz'de veri kaydedin.
  19. Kayıttan 1-2 saat sonra, beyni% 4 paraformaldehit22'de sabitlemek için transkardiyal perfüzyon tekniğini kullanın.
    NOT: Çimento nedeniyle, kafatasının rostral kısmını çıkarmak zor olabilir. Bu nedenle kafatasının sırt kısımlarını çıkararak beynin çıkarılması tercih edilir.
  20. Farenin başını kesin, dorsal taraftaki orta çizgiyi takip ederek boynundan alt çeneye kadar cildi kesin. Kafatasına bağlı kasları ve dokuyu çıkarın, beyne daha kolay erişim için alt çeneyi kesin.
  21. Perfüzyon doğru yapılırsa, beyin biraz küçülmeli ve foramen magnumun dorsal kısmına ince makas sokmak için yeterli alan bırakmalıdır. Oksipital kemikte yaklaşık 1 mm büyüklüğünde bir medial kesi, bir lateral ve bir kontralateral kesim yapın.
  22. Oftalmik forseps kullanarak kafatasının dorsal kısmını dikkatlice çıkarın. Oksipital kemikten başlayın, beynin tüm sırt kısmı açığa çıkana kadar tüm kafatası parçalarını çıkarın.
  23. Beyni dışarı çıkarmak için koku ampullerinden başlayarak beynin altına bir mikro spatula kaydırın.
  24. Perfüze edildikten ve çıkarıldıktan sonra, beyin 4 ° C'de 24-48 saat boyunca% 4 paraformaldehit içinde saklanabilir.

3. Prob yörüngesi rekonstrüksiyonu için histoloji

  1. Bir vibratom kullanarak beyni 70 μm koronal bölümlere ayırın.
  2. Hücre çekirdeklerini lekeleyen bir DAPI montaj ortamı kullanarak bölümleri slaytlara monte edin. Lamel ve slaytları şeffaf oje ile kapatın.
  3. Slaytları bir floresan mikroskobunda görüntüleyin. Kontrastı/parlaklığı, prob izleri net bir şekilde görünecek şekilde ayarlayın. MATLAB kodlarının sorunsuz çalışması için ortaya çıkan tiff görüntü dosyası boyutlarının 10 MB'tan küçük olduğundan emin olun. Bir MATLAB kodu23 kullanarak prob izlerini yeniden oluşturun.

4. Elektrofizyolojik veri analizi

  1. Çevrimdışı algılama ve otomatik sıralama yazılımı (Kilosort) kullanarak silikon probdan kaydedilen nöral sinyalleri analiz edin24.
  2. Phy ile algılanan kümeleri çoklu veya tekli birimler olarak manuel olarak sınıflandırın25. Kümeleri, fizyolojik bir spike dalga formu şekline sahip olduklarında, çapraz korelogramda refrakter bir dönem gösterdiklerinde ve normal bir genlik dağılımı görünümüne sahip olduklarında tek birimler olarak sınıflandırın.
  3. Tek birim verilerini MATLAB'a aktarın ve23'ü analiz edin.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

Beş erkek C57BL/6J'ye bir ECoG kulaklık ve kafa plakası implante edildi (Şekil 4A). İyileşmeden sonra, fareler ayrı günlerde iki 1.5 saatlik seans boyunca kafa fiksasyonuna ve elektrofizyoloji kayıt teçhizatına alıştırıldı (Şekil 4B). Daha sonra, 2 mm x 2 mm'lik bir kraniyotomi penceresi oluşturuldu (Şekil 4C) ve fare uyanık ve başı sabit olacak şekilde bir silikon prob yerle?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

Beyin sapı çekirdekleri nefes alma, bilinç ve uyku gibi temel işlevlere aracılık eder 26,27,28. Beyin sapının konumu (derin ve arka), standart teknikler kullanılarak in vivo olarak nöronal aktivitesini incelemede bir zorluk teşkil eder. Burada, kafasına sabitlenmiş farelerde tekrarlanabilir tek ünite kaydına izin vermek için açılı bir anterior yaklaşım sunulmaktadı...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Açıklamalar

Yazarların bu çalışma uyarınca rekabet eden finansal çıkarları veya diğer çıkar çatışmaları yoktur.

Teşekkürler

Şekil 1, Şekil 3, Şekil 4, Şekil 8 ve Şekil 9 BioRender.com ile oluşturulmuştur. Scott Kilianski'ye MATLAB kodu konusundaki yardımı ve senaryolarını paylaşması için teşekkür ederiz. Anna Grace Carns'a sonda yörüngesinin yeniden yapılandırılmasına yardımcı olduğu için teşekkür ederiz.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
1024 channel RHD Recording ControllerIntan Technologies, Los Angeles, California, USAC3008Silicon probe recording; recording hardware and software
24 mm x 50 mm No. 1.5 VWR coverslipVWR, Radnor, Pennsylvania, USA48393-081Histology
4% PFA in PBSThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAJ61899.AKHistology; perfusion solution
C&B metabondPatterson Dental, Richmond, Virginia, USApowder: 5533559, quick base: 5533492, catalyst: 55335007Headplate &Headset Implantation
C57/6J mice 4-6 weeks, malesThe Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, USA000664
Capnomac UltimaDatex, Helsinki, Finland ULT-SVi-27-07Gas Analyzer; discontinued; alternative gas analyzer can be purchased from Bionet America 
CM-DiIThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAV22888Red fluorescent dye for coating of the silicon probe
Connector HeaderDigiKey, Thief River Falls, Minnesota, USA1212-1788-NDECoG Headset
DAPI Fluoromount-GSouthernBiotech, Birmingham, Alabama, USA0100-20Histology
iBOND UniversalPatterson Dental, Richmond, Virginia, USA044-1113Headplate &Headset Implantation; for  securing stainless steel wires to the skull
Low toxicity silicon adhesiveWorld Precision Instruments, Sarasota, Florida, USAKWIK-SILHeadplate
Micro-Manipulator SystemNew Scale Technologies, Victor, New York, USAMulti-Probe Manipulator: XYZ Stage Assembly: 06464-0000, MPM System Kit: 06267-3-0001, MPM-Platform-360, MPM ring for MPM Manual Arms, MPM_Ring-72 DEG: 06262-3-0000Silicon probe recording; inserting the probe into the brain
MicroprobesUCLA, Los Angeles, California, USA256 ANS, 64MDiscontinued; alternative silicon probes can be purchased from Neuropixels
Mineral OilSigma Aldrich, Saint Luis, Missouri, USAM8410-100MLSilicon probe recording; preventing the tissue from drying during the recording
Normal salineThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAZ1376Headplate &Headset Implantation; preventing the brain from drying during the surgery
PFA-Coated Stainless Steel Wire-Diameter 0.008 in. coated with striped endsA-M systems, Sequim, Washington, USA791400ECoG Headset & reference electrode for ECoG 
Platinum wire 24AWG World Precision Instruments, Sarasota, Florida, USAPTP201Reference electrode for the silicon probe recording 
Shandon Colorfrost Plus microscope slidesThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA99-910-01Histology
Stainless steel HeadplateStar Rapid, Chinacustom made partHeadplate &Headset Implantation; design available upon request
Stereotaxic apparatusKOPF, Tujunga, California, USAModel 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display ConsoleHeadplate &Headset Implantation

Referanslar

  1. Wu, F., et al. Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals. Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).
  2. Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).
  3. Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning. Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).
  4. Kipke, D. R., et al. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities. J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).
  5. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).
  6. Nunez-Elizalde, A. O., et al. Neural correlates of blood flow measured by ultrasound. Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).
  7. Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. Open source silicon microprobes for high throughput neural recording. J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).
  8. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  9. Augustinaite, S., Kuhn, B. Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice. STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).
  10. Dias, M., et al. Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures. eNeuro. 8 (4), (2021).
  11. Gao, Z. R., et al. Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation. Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).
  12. Atluri, N., et al. Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption. Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).
  13. Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).
  14. Frontera, J., et al. Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey. Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).
  15. Weber, F., et al. Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons. Nat Commun. 9 (1), 354(2018).
  16. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  17. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Elsevier, AP. Amsterdam. (2008).
  18. Pythagorean theorem. , Available from: https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845 (2024).
  19. The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Available from: https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml (2024).
  20. Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery. IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).
  21. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Sci Rep. 9, 111(2019).
  22. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).
  23. Peters, A. petersaj/AP_histology. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).
  24. Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. Solving the spike sorting problem with Kilosort. , (2023).
  25. Akam, T., Walton, M. E. pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition. Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).
  26. Leiras, R., Cregg, J. M., Kiehn, O. Brainstem circuits for locomotion. Ann Rev Neurosci. 45 (2022), 63-85 (2022).
  27. Benarroch, E. E. Brainstem integration of arousal, sleep, cardiovascular, and respiratory control. Neurology. 91 (21), 958-966 (2018).
  28. Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. Neural control of breathing and CO2 homeostasis. Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).
  29. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Akut Tek nite Kay tlarok Elektrotlu Kay tlarBeyin SapBa a Sabit FarelerN ronal AktiviteProb Yerle tirme Y r ngesiVask ler Yap larVentrolateral Periakuaduktal Gri vlPAGREM UykusuSevofluran AnestezisiTemporal z n rl kA l Yakla mBeyin B lgeleriKay t Stratejisi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır