Rebecca Paquette reaktif hazırlanması ile yardım için teşekkür etmek istiyoruz. MPM Ruth L. Kirchstein predoctoral dostluk Sağlık ve hibe GM-41.514 (MDC), NS-48.252 (KGC), Ulusal Sağlık Enstitüleri de GM-48.071 (IP) desteği Ulusal Sağlık Enstitüleri tarafından desteklenmektedir.

1. Hücre evlatlık transferi: Kuyruk ven veya göziçi enjeksiyon uygun hücre izci etiketli ya da floresan protein ifade lenfositler tanıtımı için iki yöntem vardır. Bu videoda. biz kuyruk damar enjeksiyonu hücreleri evlatlık transfer göstermektedir. a. Malzemeler CD4 + T hücreleri 37 º C&#39;de 30 dakika süreyle 1.4 mcM KAKE ile etiketlenir, iki kez yıkanmış ve RPMI-1640 100 mcL yeniden askıya. Hücreler enjeksiyon için steril 28 gauge insülin enjektörü içine yüklenir. Kullanılan hücre sayısı deney yapılmaktadır bağlıdır. Tipik olarak, 5 milyon T hücreleri basit T hücre görünüm için yeterli değildir. Fare için bir kemirgen süzgeç, hayvan ve kendinize yaralanmayı önlemek için gereklidir. b. Hayvan güvenliğini sağlama Yavaş yavaş içine hayvan kemirgen süzgeç (video) destek ve pistonu hafifçe basılarak tüpün açık sonu kapanış fare tarafından evlat edinen transferi için güvence altına alınmıştır. Bu işlem sırasında bazı küçük hayvanlar süzgeç içinde dönüp gibi, fare kuyruğu gitmesine izin vermeyin. Bu yöntem, kendisi yaralandı ve enjeksiyon sırasında hareket hayvan önler. Kemirgen süzgeç kurarken, ileri atlama hayvan tutmak için gerekli daha ileri piston itmeyin. Ayrıca, uzun bir süre için süzgeç hayvan bırakmayın hayvana karşı piston itmeyin ve. c. Kuyruk ven görselleştirme Kuyruk parmağı üzerinden hafifçe sarılır ve baş parmağınızı parmak iç karşı düzenlenen böylece size doğru yavaşça çekin. Dik kuyruk iki tarafında bulunan kuyruk damarlar belirleyin. Görselleştirme sonra etanol ile silerek, ılık su ile kuyruk ısınmanın kolaylaştırılır. d. Hücre enjeksiyonu Ven yer olmuştur, sığ bir açı paralel damar şırınga konik tarafı yerleştirin. Ven, pistonu hafifçe bastırın; damar iseniz enjeksiyon NO direnç olmalıdır. HERHANGİ bir direniş var ise, şırınga kaldırmak ve farklı bir konuma içinde yeniden deneyin. Ven iseniz enjeksiyon tamamlanıncaya kadar, pistonu yavaşça bastırın. Enjeksiyon sırasında kuyruk şişmiş haline gelmemelidir. Eğer, bu iğne ven değildir anlamına gelir. Enjeksiyon sırasında damar &quot;kaybetmek&quot; için mümkündür. Bu durumda, iğne kaldırmak ve farklı bir noktaya enjeksiyon deneyin. Eğer birden fazla enjeksiyon denemesi gerekiyorsa, orijinal enjeksiyon yerinde farenin vücut doğru kuyruk yukarı taşımak için en iyisidir. Evlatlık transferi başka bir girişim için kendinizi odaya vermek için kuyruk distalde başlayarak bu olasılığı önceden planlayın. e. Post-enjeksiyon konuları Enjeksiyonu tamamlandıktan sonra, ven kan küçük bir geri akış meydana gelecektir. Kanama durana kadar temiz bir silme ile enjeksiyon yerinde hafifçe basın. Plenseri ve kuyruk üzerine hafifçe tutarak hayvan, süzgeç, ileri doğru yürümeye. Daima, hayvan bakımı komitesi ve hayvan kullanımını protokolleri ile uyum içinde olmasını sağlamak için kontrol edin. Gerçek deney denemeden önce bu tekniği birkaç kez uygulama için önemlidir. 2. Lenf Düğümü İzolasyon Iki foton görüntüleme için lenf nodu İzolasyonu dikkatli çevreleyen doku doğru lenf nodu çıkarılması gerektirir. a. Seçme ve periferik lenf nodu yeri Görüntüleme için lenf nodu Seçim deneysel hedeflerine bağlı olacaktır. Lokal enfeksiyon veya enjeksiyon drenaj lenf düğümleri farkında olun ve görüntüleme için uygun bir düğüm noktası seçin. Van den Broeck ve ark makale, detay 3 fare lenf nodu yeri ve morfolojisi açıklamaktadır. Bu video, hücre izolasyonu veya görüntüleme için uygun olan altı büyük periferik lenf nodu eksizyonu göstermektedir. b. Lenf nodu çıkarılması: Lenf düğümleri çıkarırken doku bütünlüğü göz önünde tutun. Rüptürü kapsül veya herhangi bir şekilde zarar lenf nodu yapısını değil dikkatli olun. Lenf nodu yapısal bütünlüğünü kaybı deneyi tehlikeye sokacaktır. Gerekirse, bir diseksiyon mikroskop altında ince diseksiyon (# 5 Dumont) forseps ile lenf nodu yüzeyindeki yağ çıkarın. Lenf düğümleri bu ışık saçılması görüntüleme belirsiz gibi, düğümün yüzeyinde kalan tüm yağ olmamalıdır. Uygun eksizyon lenf düğümleri de ilk gerçek deneyden önce uygulamaya önemli bir tekniktir. 3. Lenf Node Görüntüleme Kurulum ve Düşünceler Lenf nodu, bu durumda gömme odasının oluşan görüntüleme aşamasına kadar güvence altına alınmalıdır. Sıcaklaşır, oksijen-perfüze medya, peristaltik bir pompa ve inline ısıtıcı kullanılarak bir taraftan odasına pompalanır ve bir atık toplama şişesi bir vakum tüpü ile toplama odasına aşağı doğru kademeli bir kanal üzerinden çıkar. Sisteminde, lenf nodu, 37 batmış ° C medya ve medikal carbogen (% 5 CO 2,% 95 O 2) ile süper-perfüze . Perfüzyon medya sıcaklığı mümkün olduğu gibi, lenf nodu yakın olarak kayıt altına alınmalıdır. Belirli bir sistemi, medya akış hızı ve sahne tasarımı farklılıklar mikroskop sahne ve objektif karşılamak gerekebilir. a. Lenf nodu görüntüleme ayarları: Videoda görüldüğü gibi, biz ilk ekleyerek lenf nodu güvenli, uygun boyutta kesilmiş bir plastik lamel, aşağı medüller tarafı (image T veya B hücre bölgeleri dik bir mikroskop kullanılarak). Non-toksik bir doku yapıştırıcısı (3M Corporation&#39;ın VetBond ™) kullanmak önemlidir. Lamel sonra görüntüleme odasının cam tabanı bu kalarak, alt kapak kayma küçük bir silikon gres dab koyarak akan medya güvence altına alınmıştır. b. 2-Foton görüntüleme hususlar: Lenfositler hareketli durdurmak için çeşitli faktörler neden olabilir: çok yüksek veya çok düşük sıcaklık, aşırı lazer güç, sıkıştırma veya lenf nodu diğer hasar ve oksijen eksikliği. Aşırı lazer güç veya sıcaklıklara bağlı hasar&gt; ~ 39 ° C geri döndürülemez. Hücreler loş, dedektör kazanç ya da hücre-etiketleme protokolü yerine hücreleri görselleştirmek için daha yüksek bir lazer güç kullanarak daha artırmak için genellikle daha iyidir. Floresan proteinlerle etiketleme veya ifade optimizasyonu arka plan otofloresans seviyesinden floresan getirmek için gerekli olabilir. (Flow sitometri ile ölçülen) taban çizgisinin üstünde floresan bir iki günlük bir kayma konusunda makul bir kazanç ve lazer güç ayarları, hücre görünüm için makul. Uyarım için kullanılan dalga boyu ayarlanabilir iki foton lazerler ile görüntülü fluorofor çift tek foton uyarma maksimum biraz daha az olmalıdır. Birden fazla etiket veya floresan proteini kullanarak iki foton deneylerde, hem de etiketler için en iyi ayarları bulmak için kullanılan dalgaboyu deney için gerekli olabilir. İki foton uyarma aynı zamanda içsel mavi ikinci harmonik üretimi yararlanarak görüntü endojen kollajen yapılar için kullanılabilir. Ikinci harmonik üretimi (SHG) iki foton bir malzeme içinde kombine olduğu durumlarda meydana gelir ve orijinal fotonların iki kez frekans tek bir foton yayarlar. Doku, iki foton uyarma olay lazer ışığı gibi kollajen gibi bir çok sipariş edilen protein yapısında dik olduğu zaman oluşur. Önizleme yorum 4, 5 iki foton görüntüleme ile ilgili pratik konular tartışıldı .

<ol>
	<li>Cahalan, M. D., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choreography+of+Cell+Motility+and+Interaction+Dynamics+Imaged+by+Two-Photon+Microscopy+in+Lymphoid+Organs.+Annu+Rev+Immunol.">Choreography of Cell Motility and Interaction Dynamics Imaged by Two-Photon Microscopy in Lymphoid Organs. Annu Rev Immunol.</a> Annu Rev Immunol. , (2008).</li><li>Miller, M. J., Wei, S. H., Parker, I., Cahalan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+imaging+of+lymphocyte+motility+and+antigen+response+in+intact+lymph+node.">Two-photon imaging of lymphocyte motility and antigen response in intact lymph node.</a> Science. 296, 1869-1873 (2002).</li><li>Van den Broeck, W., Derore, A., Simoens, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+and+nomenclature+of+murine+lymph+nodes:+Descriptive+study+and+nomenclatory+standardization+in+BALB/cAnNCrl+mice.">Anatomy and nomenclature of murine lymph nodes: Descriptive study and nomenclatory standardization in BALB/cAnNCrl mice.</a> J Immunol Methods. 312, 12-19 (2006).</li><li>Cahalan, M. D., Parker, I., Wei, S. H., Miller, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+tissue+imaging:+seeing+the+immune+system+in+a+fresh+light.">Two-photon tissue imaging: seeing the immune system in a fresh light.</a> Nat Rev Immunol. 2, 872-880 (2002).</li><li>Germain, R. N., Miller, M. J., Dustin, M. L., Nussenzweig, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+imaging+of+the+immune+system:+progress,+pitfalls+and+promise.">Dynamic imaging of the immune system: progress, pitfalls and promise.</a> Nat Rev Immunol. 6, 497-507 (2006).</li></ol>

Bu video protokol evlatlık hücre transferi ve periferik lenf nodu görüntüleme lenfosit motilite için gerekli lenf nodu yalıtım ve hazırlık işlemleri göstermektedir. İki foton görüntüleme hem eksplante dokular (burada görüldüğü gibi) ve intravital hazırlıklarında konfokal görüntüleme üzerinde birçok avantajı vardır. Özellikle, infra-kırmızı uyarma ışık dağılımını en aza indiren ve lenf nodu kapsül altında görüntüleme ~ 300 mikrometre sağlar ve bazı dokularda 4 derin kullanın. Ayrıca, çoklu foton uyarma beyazlatma fotoğraf ve odak düzlemi yan dışarı doku hasarı en aza indirmek amacı odak noktasına sınırlıdır. Ancak, herhangi bir yeni bir teknik olduğu gibi, iki-foton görüntüleme, her derde deva değildir ve kendi sınırları ve potansiyel tuzaklar, akılda 5 tutulmalıdır. Bunlardan ilgi kollajen-hücreleri tarafından ikinci harmonik oluşumu gibi içsel sinyalleri dışında floresan ekstrensek probları veya floresan proteinlerle ifade etiketli olmalıdır gerekliliğidir. Izlenim bu etiketli hücreleri böylece siyah bir boşluk yüzme oluşturulur; gerçeği dalmış, ve yapı elemanları ve sayısız diğer etiketsiz, görünmez hücreleri karmaşık bir çevre ile etkileşim oysa. Immünoloji iki foton görüntüleme sunulmasından bu yana altı yıl içinde, bu tekniğin, uzun süredir bozulmadan yaşayan dokuların süreç, hücre-hücre etkileşimleri, hücre hareketi ve lokalizasyonu, hücresel sinyal yollar ve sitotoksik hücre de dahil olmak üzere doğrudan görselleştirme soruları yanıtlamak için araştırmacılar izin verdi olaylar öldürüyor. Alanında ilk fenomenolojik açıklamaları ötesinde hızla evrim geçirdi ve bilgisayar modelleme ve simülasyon ile birlikte kantitatif analizleri, lenf düğümleri içinde görünüşte kaotik hücresel hareketler ve etkileşimleri etkin bir immün yanıt yol nasıl mantıklı başlıyor. Bu ilerleme immunoimaging iki foton mikroskopi uygulama açıklayan 100 kağıtları listeleyen yeni bir yayın 1, kapsamlı bir gözden geçirilir.

dissection and 2-photon imaging of peripheral lymph nodes in mice

İki foton görüntüleme bazal koşullar altında lenf nodu içinde ve bir immün yanıt 1 başlangıcında zarif bir koreografi motilite ve hücresel etkileşimleri ortaya çıkarmıştır. Burada, etiketli T hücreleri, lenf düğümleri izolasyonu, görüntüleme motilite ve CD4 + T hücreleri ilk kez 2002 2 açıklandığı gibi eksplante lenf nodu evlatlık transferi için yöntemler sunar. Bağışıklık hücrelerinin iki foton görüntüleme hücrelerinin bir hücre izci boya ile boyanarak floresan veya floresan proteini ifade ederek, ya etiketli olduğunu gerektirir. Biz bir alıcı hayvanın kuyruk ven, yaklaşık 15-30 dakika içinde lenfoid organlara evlerine içine donör farelerden elde edilen hücreler enjekte evlat edinen transfer prosedürü göstermektedir. Biz bir lenf nodu izolasyonu göstermek ve lenf düğümü eksize uygun montaj sağlamak için yöntemler tarif. Perfüze medya, sıcaklık ve lazer güç uygun oksijenasyon gibi diğer hususlar ele alınmıştır. Son olarak, naif CD4 3D video görüntüleri + T hücreleri mevcut 37 kararlı durum motilite sergileyen ° C

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and 2-Photon Imaging of Peripheral Lymph Nodes in Mice at JoVE.com

Dissection and 2-Photon Imaging of Peripheral Lymph Nodes in Mice

İki foton görüntüleme ve bir bağışıklık yanıtı 1 sırasında bazal koşullar altında lenf nodu içinde lenfosit motilite ve hücresel etkileşimleri ortaya çıkardı. Burada, T hücreleri, lenf düğümleri izolasyon ve görüntüleme motilite CD4 + T hücreleri eksplante lenf nodu evlatlık transferi göstermektedir.

Farelerde Periferik lenf nodu diseksiyonu ve 2-Foton Görüntüleme

Two-photon imaging has revealed an elegant choreography of motility and cellular interactions within the lymph node under basal conditions and at the ...

dissection-and-2-photon-imaging-of-peripheral-lymph-nodes-in-mice

Research

JoVE Journal

Biology

46.1K Görüntüleme.  University of California, Irvine (UCI).  İki foton görüntüleme ve bir bağışıklık yanıtı 1 sırasında bazal koşullar altında lenf nodu içinde lenfosit motilite ve hücresel etkileşimleri ortaya çıkardı. Burada, T hücreleri, lenf düğümleri izolasyon ve görüntüleme motilite CD4 + T hücreleri eksplante lenf nodu evlatlık transferi göstermektedir. 

Video: Dissection and 2-Photon Imaging of Peripheral Lymph Nodes in Mice

Isolation of CD4+ T cells from Mouse Lymph Nodes Using Miltenyi MACS Purification

Isolation of cells from the primary source is a necessary step in many more complex protocols. Miltenyi offers kits to isolate cells from several organisms including humans, non-human primates, rat and, as we describe here, mice. Magnetic bead-based cell separation allows for either positive selection (or cell depletion) as well as negative selection. Here, we demonstrate negative selection of untouched or na ve CD4+ helper T cells. Using this standard protocol we typically purify cells that are &#8805; 96% pure CD4+/CD3+. This protocol is used in conjunction with the protocol Dissection and 2-Photon Imaging of Peripheral Lymph Nodes in Mice published in issue 7 of JoVE, for purification of T cells and other cell types to adoptively transfer for imaging purposes. Although we did not demonstrate FACS analysis in this protocol video, it is highly recommended to check the overall purity of isolated cells using the appropriate antibodies via FACS. In addition, we demonstrate the non-sterile method of T cell isolation. If sterile cells are needed for your particular end-user application, be sure to do all of the demonstrated procedures in the tissue culture hood under standard sterile conditions. Thank you for watching and good luck with your own experiments!

Isolation of lymphocytes using the Miltenyi MACs kit is a reliable way to purify cells from whole lymphoid tissue homogenates. Cells purified using the Miltenyi system are typically &#8805; 96% pure. Here, we demonstrate the steps taken to isolate CD4+ T cells, one of the many kits offered by Miltenyi.

CD4 İzolasyon Miltenyi MACS Arıtma Fare lenf düğümleri + T hücreleri

Isolation of cells from the primary source is a necessary step in many more complex protocols. Miltenyi offers kits to isolate cells from several ...

Biyoloji

In situ Imaging of the Mouse Thymus Using 2-Photon Microscopy

Two-photon Microscopy (TPM) enables us to image deep into the thymus and document the events that are important for thymocyte development. To follow the migration of individuals in a crowd of thymocytes , we generate neonatal chimeras where less than one percent of the thymocytes are derived from a donor that is transgenic for a ubiquitously express fluorescent protein. To generate these partial hematopoetic chimeras, neonatal recipients are injected with bone marrow between 3-7 days of age. After 4-6 weeks, the mouse is sacrificed and the thymus is carefully dissected and bissected preserving the architecture of the tissue that will be imaged. The thymus is glued onto a coverslip in preparation for ex vivo imaging by TPM. During imaging the thymus is kept in DMEM without phenol red that is perfused with 95% oxygen and 5% carbon dioxide and warmed to 37&deg;C. Using this approach, we can study the events required for the generation of a diverse T cell repertoire.

We present step-by-step instructions for the generation of neonatal chimeras as well as the dissection and preparation of the thymus for ex vivo imaging by 2-Photon Microscopy.

2-Foton Mikroskop kullanarak Fare Thymus in situ Görüntüleme

Two-photon Microscopy (TPM) enables us to image deep into the thymus and document the events that are important for thymocyte development.  To follow the ...

A Method for 2-Photon Imaging of Blood Flow in the Neocortex through a Cranial Window

The ability to image the cerebral vasculature (from large vessels to capillaries) and record blood flow dynamics in the intact brain of living rodents is a powerful technique. Using in vivo 2-photon microscopy through a cranial window it is possible to image fluorescent dyes injected intravenously. This permits one to image the cortical vasculature and also to obtain measurements of blood flow. This technique was originally developed by David Kleinfeld and Winfried Denk. The method can be used to study blood flow dynamics during or after cerebral ischemia, in neurodegenerative disorders, in brain tumors, or in normal brain physiology. For example, it has been used to study how stroke causes shifts in blood flow direction and changes in red blood cell velocity or flux in and around the infarct. Here we demonstrate how to use 2-photon microscopy to image blood flow dynamics in the neocortex of living mice using fluorescent dyes injected into the tail vein.

Cortical blood flow dynamics can be studied in vivo by imaging fluorescent dextran dyes injected into the tail vein of rodents with 2-photon microscopy. This video shows how to image blood flow dynamics in neocortex of mice through a glass-covered cranial window preparation.

Kranial Pencere üzerinden neokorteks Kan Akış 2-Foton Görüntüleme Bir Yöntem

The ability to image the cerebral vasculature (from large vessels to capillaries) and record blood flow dynamics in the intact brain of living rodents is ...

In Vivo 2-Photon Calcium Imaging in Layer 2/3 of Mice

To understand network dynamics of microcircuits in the neocortex, it is essential to simultaneously record the activity of a large number of neurons . In-vivo two-photon calcium imaging is the only method that allows one to record the activity of a dense neuronal population with single-cell resolution . The method consists in implanting a cranial imaging window, injecting a fluorescent calcium indicator dye that can be taken up by large numbers of neurons and finally recording the activity of neurons with time lapse calcium imaging using an in-vivo two photon microscope. Co-injection of astrocyte-specific dyes allows one to differentiate neurons from astrocytes. The technique can be performed in mice expressing fluorescent molecules in specific subpopulations of neurons to better understand the network interactions of different groups of cells.

To understand network dynamics of microcircuits in the neocortex, it is essential to simultaneously record the activity of a large number of neurons . In-vivo two-photon calcium imaging is the only method that allows one to record the activity of a dense neuronal population with single-cell resolution .

Katman In Vivo 2-Foton Kalsiyum Görüntüleme Fare 2 / 3

To understand network dynamics of microcircuits in the neocortex, it is essential to simultaneously record the activity of a large number of neurons .  ...

Generation of Bone Marrow Derived Murine Dendritic Cells for Use in 2-photon Imaging

Several methods for the preparation of murine dendritic cells can be found in the literature. Here, we present a method that produces greater than 85% CD11c high dendritic cells in culture that home to the draining lymph node after subcutaneous injection and present antigen to antigen specific T cells (see video). Additionally, we use Essen Instruments Incucyte to track dendritic cell maturation, where, at day 10, the morphology of the cultured cells is typical of a mature dendritic cell and &lt;85% of cells are CD11chigh. The study of antigen presentation in peripheral lymph nodes by 2-photon imaging revealed that there are three distinct phases of dendritic cell and T cell interaction1, 2. Phase I consists of brief serial contacts between highly motile antigen specific T cells and antigen carrying dendritic cells1, 2. Phase two is marked by prolonged contacts between antigen-specific T cell and antigen bearing dendritic cells1, 2. Finally, phase III is characterized by T cells detaching from dendritic cells, regaining motility and beginning to divide1, 2. This is one example of the type of antigen-specific interactions that can be analyzed by two-photon imaging of antigen-loaded cell tracker dye-labeled dendritic cells.

Antigen presentation in secondary lymphoid organs by dendritic cells is crucial for the initiation of the T cell mediated adaptive immune response. Here we demonstrate the culture of bone marrow derived murine dendritic cells, activation, and labeling for 2-photon imaging.

Kemik İliği Üretimi 2-foton Görüntüleme Kullanım murin Dendritik Hücreler Türetilmiş

Several methods for the preparation of murine dendritic cells can be found in the literature. Here, we present a method that produces greater than 85% ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Diseksiyon ve boyanması Drosophila Larvaların Yumurtalıkların

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Functional Imaging of Brown Fat in Mice with 18F-FDG micro-PET/CT

Brown adipose tissue (BAT) differs from white adipose tissue (WAT) by its discrete location and a brown-red color due to rich vascularization and high density of mitochondria. BAT plays a major role in energy expenditure and non-shivering thermogenesis in newborn mammals as well as the adults 1. BAT-mediated thermogenesis is highly regulated by the sympathetic nervous system, predominantly via &beta; adrenergic receptor 2, 3. Recent studies have shown that BAT activities in human adults are negatively correlated with body mass index (BMI) and other diabetic parameters 4-6. BAT has thus been proposed as a potential target for anti-obesity/anti-diabetes therapy focusing on modulation of energy balance 6-8. While several cold challenge-based positron emission tomography (PET) methods are established for detecting human BAT 9-13, there is essentially no standardized protocol for imaging and quantification of BAT in small animal models such as mice. Here we describe a robust PET/CT imaging method for functional assessment of BAT in mice. Briefly, adult C57BL/6J mice were cold treated under fasting conditions for a duration of 4 hours before they received one dose of 18F-Fluorodeoxyglucose (FDG). The mice were remained in the cold for one additional hour post FDG injection, and then scanned with a small animal-dedicated micro-PET/CT system. The acquired PET images were co-registered with the CT images for anatomical references and analyzed for FDG uptake in the interscapular BAT area to present BAT activity. This standardized cold-treatment and imaging protocol has been validated through testing BAT activities during pharmacological interventions, for example, the suppressed BAT activation by the treatment of &beta;-adrenoceptor antagonist propranolol 14, 15, or the enhanced BAT activation by &beta;3 agonist BRL37344 16. The method described here can be applied to screen for drugs/compounds that modulate BAT activity, or to identify genes/pathways that are involved in BAT development and regulation in various preclinical and basic studies.

Functional Imaging of Brown Fat in Mice with 18F-FDG micro-PET/CT

A method of functional imaging of mouse brown adipose tissue (BAT) is described in which cold-stimulated uptake of 18F-Fluorodeoxyglucose (FDG) in BAT is non-invasively assessed with a standardized micro-PET/CT protocol. This method is robust and sensitive to detect differences in BAT activities in mouse models.

FDG micro-PET/CT ile Fare Brown Fat Fonksiyonel Görüntüleme

Brown adipose tissue (BAT) differs from white adipose  tissue (WAT) by its discrete location and a brown-red color due to rich  vascularization and high ...

Intravital Microscopy for Imaging Subcellular Structures in Live Mice Expressing Fluorescent Proteins

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, we use the salivary glands of live mice since they provide several advantages. First, they can be easily exposed to enable access to the optics, and stabilized to facilitate the reduction of the motion artifacts due to heartbeat and respiration. This significantly facilitates imaging and tracking small subcellular structures. Second, most of the cell populations of the salivary glands are accessible from the surface of the organ. This permits the use of confocal microscopy that has a higher spatial resolution than other techniques that have been used for in vivo imaging, such as two-photon microscopy. Finally, salivary glands can be easily manipulated pharmacologically and genetically, thus providing a robust system to investigate biological processes at a molecular level.
In this study we focus on a protocol designed to follow the kinetics of the exocytosis of secretory granules in acinar cells and the dynamics of the apical plasma membrane where the secretory granules fuse upon stimulation of the beta-adrenergic receptors. Specifically, we used a transgenic mouse that co-expresses cytosolic GFP and a membrane-targeted peptide fused with the fluorescent protein tandem-Tomato. However, the procedures that we used to stabilize and image the salivary glands can be extended to other mouse models and coupled to other approaches to label in vivo cellular components, enabling the visualization of various subcellular structures, such as endosomes, lysosomes, mitochondria, and the actin cytoskeleton.

Intravital microscopy is a powerful tool that enables imaging various biological processes in live animals. In this article, we present a detailed method for imaging the dynamics of subcellular structures, such as the secretory granules, in the salivary glands of live mice.

Floresan Proteinler ifade Canlı Farelerde Görüntüleme hücrealtı Yapıların Intravital Mikroskopi

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, ...

Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

During spermatogenesis in mammals and in Drosophila melanogaster, male germ cells develop in a series of essential developmental processes. This includes differentiation from a stem cell population, mitotic amplification, and meiosis. In addition, post-meiotic germ cells undergo a dramatic morphological reshaping process as well as a global epigenetic reconfiguration of the germ line chromatin&#8212;the histone-to-protamine switch.
Studying the role of a protein in post-meiotic spermatogenesis using mutagenesis or other genetic tools is often impeded by essential embryonic, pre-meiotic, or meiotic functions of the protein under investigation. The post-meiotic phenotype of a mutant of such a protein could be obscured through an earlier developmental block, or the interpretation of the phenotype could be complicated. The model organism Drosophila melanogaster offers a bypass to this problem: intact testes and even cysts of germ cells dissected from early pupae are able to develop ex vivo in culture medium. Making use of such cultures allows microscopic imaging of living germ cells in testes and of germ-line cysts. Importantly, the cultivated testes and germ cells also become accessible to pharmacological inhibitors, thereby permitting manipulation of enzymatic functions during spermatogenesis, including post-meiotic stages.
The protocol presented describes how to dissect and cultivate pupal testes and germ-line cysts. Information on the development of pupal testes and culture conditions are provided alongside microscope imaging data of live testes and germ-line cysts in culture. We also describe a pharmacological assay to study post-meiotic spermatogenesis, exemplified by an assay targeting the histone-to-protamine switch using the histone acetyltransferase inhibitor anacardic acid. In principle, this cultivation method could be adapted to address many other research questions in pre- and post-meiotic spermatogenesis.

Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

This protocol describes the dissection and cultivation of intact testes and germ-line cysts from Drosophila melanogaster pupae. This method allows microscopic observation of spermatogenesis ex vivo. Furthermore, we describe a pharmacological assay of the effect of inhibitors on specific stages of germ-cell development in pupal testes.

Diseksiyon, Görüntüleme ve Farmakolojik Tedavi: Drosophila Pupa Testis ve Bekar Erkek germ-line Kistler ex vivo Kültür

During spermatogenesis in mammals and in Drosophila melanogaster, male germ cells develop in a series of essential developmental processes. This includes ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

Doğum sonrası Farelerde İşitsel Bulla diseksiyonu: Orta Kulak Kemikler ve histolojik analiz izolasyonu

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...