Yazarlar Reaktörler ve biyoreaktör inkübatör geliştirmek için yaptığı teknik destek için Jan HANSMANN (Fraunhofer IGB, Stuttgart) teşekkür etmek istiyorum.

1.. BioVaSc ve Decellularization <ol><li> Kanüle arter erişim ve PBS ile bağırsak lümeni ile domuz jejunal segmentin damar sistemi yıkayın -. Tamamen temiz olana kadar tekrarlayın. </li><li> 4 adaptörleri ile 200 mm çaplı cam tankı hazırlayın ve peristaltik pompa (Ismatec) silikon tüpler aracılığıyla bağlayın. Kontrol ünitesi basınç steril tek kubbe (bkz. Şekil 1) bağlı olan bir basınç sensörü ile izlenebilir. </li><li> Decellularization (DZ) çözümü ile rezervuar şişeleri doldurmak ve olası hava kabarcıklarının için boru sistemini kontrol. </li><li> Lümen akışı için cam konnektörlerine kablo bağları ile bağırsak lümeni bağlayın. Damar sisteminin kırmızı arter erişim (Şekil 1B) içine 500 ml DZ çözelti pompası. Kısa bir süre elle tüm intestinal lümen dışarı basın pompalama işlemini her 15 dk kesiyoruz. </li><li> Decellularizati sırasındadoğal kan basıncı örnek alınarak 100 mm Hg, - süreç, tampon çözeltinin basıncı 80 arasında olmalıdır. </li><li> PBS ile BioVaSc yıkayın - bu (&quot;tamamen beyaz&quot;) hücre kalıntıları çıkana kadar. </li><li> DZ solüsyonu ile tamamen BioVaSc doldurun ve sallanan çalkalayıcı üzerinde 4 ° C de gece boyunca daldırın DZ çözelti içinde inkübe edilir. </li><li> Adımı 1.6 tekrarlayın. </li><li> DNase çözelti içinde BioVaSc yerleştirin ve çalkalayıcıyı sallanan üzerinde 4 ° C&#39;de gece boyunca inkübe edilir. </li><li> DNaz çözüm çıkarın ve yıkama tamponu ile yıkayın. </li><li> 25 kGy ile γ-sterilizasyon </li></ol> 2. Farklı Hücre Tipleri Primer insan dermal mikrovasküler endotelial hücreleri (mvECs) ve fibroblast 2.1 izolasyonu <ol><li> 2 şeritler halinde deri biyopsisi (tercihen preputiumda) Cut - neşter ile 3 mm genişliğinde ve onları PBS ile 3x yıkayın - çözüm. </li><li> Dispase çözeltisi ile doku örtün ve 16 için inkübe - 14 ° C &#39;de 8 saat </li><li> Ayrı 2 cımbız ile dermis epidermis ve PBS + ile dolu petri kutularının içine de ayrı ayrı aktarmak. </li><li> Durulama dermis Versene ile 1x şeritler. </li><li> Dermis şeritlere 10 ml tripsin / EDTA solüsyonu ilave edin ve 40 dakika boyunca inkübatör içinde inkübe edilir. </li><li> Hemen% 1 FCS ile enzim reaksiyonu durdurun. </li><li> VascuLife ile dolu bir petri deri şeritler aktarın ve biraz baskı ekleyerek, her tarafta 8x neşter ile her şerit çizik. </li><li> Bir santrifüj tüpüne bir hücre süzgecinden ile üretilen hücre süspansiyonu aktarın ve VascuLife ile hücre filtresi 3 kez yıkayın. </li><li> 5 dakika boyunca 1,200 x g de santrifüj ve tüp VascuLife ile hücre pelletini. </li><li> Fibroblastlar izole etmek, pirzola dermis neşter kullanarak küçük parçalar halinde şeritler. </li><li> Dermis parçalara kollajenaz çözüm 10 ml ekleyin. </li><li> Kuluçka makinesi içinde 45 dakika için inkübe edilir, sonra su da santrifüj ve dikkatli bir şekilde çıkarınpernatant. </li><li> DMEM +% 10 FCS +% Penstrep ile tedarik edilmiş, santrifüj onunla pelet 1x yıkayın ve dikkatlice süpernatant kaldırmak. </li><li> Kültür ortamı içinde pelet yeniden süspanse edin ve hücreleri, doku dışında büyümeye izin veren bir T75 kültür şişesine aktarın. </li></ol> 2.2 Tümör Hücre Hattı S462 (Lütfen Dr Nikola Holtkamp, ​​Charite Üniversitesi Tıp Berlin tarafından sağlanan) tümör hücre hattı S462 herediter tümör yatkınlık sendromu Nörofibromatozis tip 1 9 olan bir kadın hastanın malign periferik sinir kılıfı tümörü elde edildi. S462,% 10 FCS ile takviye edilmiş DMEM içinde kültürlenir. 3 gün - Medium her 2 değiştirilmelidir. Haftada bir hücreler bölünmüş olması gerekir. 3. Tümör Test Sistemi: Statik Kültür Koşulları Biyoreaktörü&#39;nün Sistemlerinde Dinamik Kültür ile karşılaştırıldığında <ol><li> Boru şekilli SIS-Muc bir tarafta açık ve iki metal halkalar (hücre kron, 10 mm çap, kendi C arasında tamir Kesonstructed). Gece boyunca, hücre kültür ortamı içinde SIS-Muc örtün. </li><li> SIS (mono-ya da ko-kültür set-up) bir ya da her iki tarafta tanımlanmış hücre sayıları Tohum izole edilmiş hücreler (aşağıya bakınız). <ol><li> Tohum 8.000 hücre SIS (eski Seroza) bazolateral yüzeyi üzerine 100 ul toplam hacim içinde birinci mvECs of / cm 2. 3 saat sonra, bir daldırılmış kültür sağlamak için ortam ile kuyu doldurun. </li><li> Endotel hücreleri 3 gün boyunca yapışmaya izin verin. 180 ° statik kültür sistemi çevirin ve 12-iyi levhaya transfer. </li><li> SIS (eski lümenin tarafı) apikal yüzeyi üzerinde 500 ul toplam hacim içinde birinci dermal fibroblastlarda oluşan bir karışım (8.000 hücre / cm 2) ve tümör hücreleri (15,000 hücre / cm 2) tohum. </li><li> Hücreler, 3 saat boyunca bağlı ve orta ile iyi doldurmak için izin verir (daldırılmış kültür ortamı:% 10 FCS ile takviye edilmiş% 50 Vasculife +% 50 DMEM). </li><li> Tümör test sistemi, statik şartlar a altında kültürlenmekteT 37 ° C, ilave 14 gün boyunca inkübatör içinde% 5 CO2. 3 gün - her 2 kültür ortamı değiştirin. </li></ol></li><li> Dinamik kültürü için, iki metal halkalar arasındaki SIS-Muc düzeltmek ve 3.2.1 de açıklandığı gibi birincil mvECs tohum. 3 gün sonra, metal halkalar SIS-Muc çıkarın ve (Şekiller 2C ve 2D bakınız) akış reaktörüne membran yerleştirin. Biyoreaktör içinde bir matris üzerine bir şırınga ve kanül ile dermal fibroblastlar ve tümör hücrelerinin birincil uygulanır ve hücreler, kültür ortamı ile biyoreaktör sistemi doldurulmadan önce 3 saat boyunca yapışmaya izin verir. </li><li> Sabit orta akış ile ertesi gün dinamik kültür koşulları üzerinde (3.8 ml / dakika, 37 ° C ve% 5 CO2) başlatılabilir. Dinamik Kültür 14 gün boyunca muhafaza edilir, kültür ortamı, 7 gün sonra değiştirilir. </li><li> Dinamik test düzeneği, bir pompa ve gerekli sıcaklık ve CO2 ile ortam akışı sağlayan, kendi kendine yapılan inkübatörde kültüre </sub&gt; Içeriği. </li></ol> 4. Analiz için Karakterizasyon Yöntemleri 4.1 Tespit ve seribaşı kollajen matriks parafin-gömme <ol><li> (Imüno-) histolojik karakterizasyonu için, kültür ortamı çıkarın ve 2 saat boyunca% 4 paraformaldehit ile doku tamir. </li><li> % 4 paraformaldehid çıkarın ve bir doku gömme kasetine metal ovülden SIS aktarın. Kalan Fiksatif kaldırmak ve parafin infiltrasyonu için kurutmak için doku sulayın. </li><li> Bir parafin bloğu içine yerleştirilmeden önce, 2 SIS kesilmiş - 3 dilim ve kesme yüzeyleri aşağı doğru gelecek şekilde bir parafin dolu metal taban kalıp yerleştirin. Bir destek olarak, kalıbın üst doku kaseti ekleyin. </li><li> 5 mikron dilim kesin ve düzleştirme için bir 40 ° C su banyosunda onları yüzer, daha sonra uygun bir cam slaytlar üzerine monte slaytlar. Kaplanmamış slaytlar immünohistolojik boyama için polilisin ile kaplanmış dilimlerin yapışması için, H &amp; E lekeler için kullanılır.Dilimleri iyice kurumasını bekleyin. </li><li> Parafin eritin, ksilen ile çıkarın ve lekelenme aşağıdaki için dilimleri depoIayabiIirIer. </li></ol> 4.2 Boyama <ol><li> Rehydrated dilimler standartlaştırılmış bakış boyama olarak Hematoksilen / Eosin ile boyanmış olabilir. </li><li> Immunhistological boyama için, sabit ve parafine infiltre doku dilimleri antikorları tanıyan ve spesifik epitoplara bağlanan izin vermek için bir antijen alma geçmesi gerekmektedir. Bu nedenle, deparafinize ve rehidre slaytları 20 dakika boyunca ısıtıldı sitrat tampon maddesi (pH 6.0) ile bir buhar ocak içine yerleştirilir. </li><li> Boyama çözümler için gerekli hacmi en aza indirmek için bir PAP kalem ile yıkama tamponu (0.5 M TBS tamponu +% 0.5 Tween) ve daire dilimleri aktarın kayar. </li><li> Bir nem odası içinde slayt yerleştirin. Antijen-antikor-bağlanma, belirli bir yaban turbu peroksidaz-aracılı görselleştirme güvence altına almak için, endojen peroksidaz% 3 hidrojen peroksit ile doygun hale getirilir. </li><li> İlköğretim antibody seyreltiler dilimlerine uygulandığı oda sıcaklığında 1 saat inkübe edildi ve dikkatli bir şekilde yıkama tamponu ile yıkanır. </li><li> Spesifik antijen-antikor bağlamaları tespiti için Ultra Vision Quanto Detection System HRP DAB (Thermo Scientific) tavsiye edilen protokole uygun olarak kullanılır. </li><li> Çekirdekler, 1 dakika için hematoksilin ile karşı edilir. </li><li> Slaytlar, bir sulu ortam ile monte edilmiş, kurutulmuş ve bir ters mikroskop kullanılarak. </li></ol>

<ol>
	<li>Schenke-Layland, K., Nerem, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+human+tissue+models--moving+towards+personalized+regenerative+medicine.">In vitro human tissue models--moving towards personalized regenerative medicine.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 63, 195-196 (2011).</li><li>Pusch, J., Votteler, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+performance+of+a+three-dimensional+model+that+mimics+the+microenvironment+of+the+small+intestine.">The physiological performance of a three-dimensional model that mimics the microenvironment of the small intestine.</a> Biomaterials. 32, 7469-7478 (2011).</li><li>Schanz, J., Pusch, J., Hansmann, J., Walles, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularised+human+tissue+models:+a+new+approach+for+the+refinement+of+biomedical+research.">Vascularised human tissue models: a new approach for the refinement of biomedical research.</a> J. Biotechnol. 148, 56-63 (2010).</li><li>Lanza, R., Langer, R., Vacanti, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles of tissue engineering. , (2007).</li><li>Barron, V., Lyons, E., Stenson-Cox, C., McHugh, P. E., Pandit, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioreactors+for+cardiovascular+cell+and+tissue+growth:+a+review.">Bioreactors for cardiovascular cell and tissue growth: a review.</a> Ann. Biomed. Eng. 31, 1017-1030 (2003).</li><li>Martin, I., Wendt, D., Heberer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+bioreactors+in+tissue+engineering.">The role of bioreactors in tissue engineering.</a> Trends Biotechnol. 22, 80-86 (2004).</li><li>Mertsching, H., Walles, T., Hofmann, M., Schanz, J., Knapp, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+a+vascularized+scaffold+for+artificial+tissue+and+organ+generation.">Engineering of a vascularized scaffold for artificial tissue and organ generation.</a> Biomaterials. 26, 6610-6617 (2005).</li><li>Linke, K., Schanz, J., Hansmann, J., Walles, T., Brunner, H., Mertsching, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+liver-like+tissue+on+a+capillarized+matrix+for+applied+research.">Engineered liver-like tissue on a capillarized matrix for applied research.</a> Tissue Eng. 13, 2699-2707 (2007).</li><li>Holtkamp, N., Atallah, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MMP-13+and+p53+in+the+progression+of+malignant+peripheral+nerve+sheath+tumors.">MMP-13 and p53 in the progression of malignant peripheral nerve sheath tumors.</a> Neoplasia. 9, 671-677 (2007).</li><li>Weaver, V. M., Petersen, O. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversion+of+the+malignant+phenotype+of+human+breast+cells+in+three-dimensional+culture+and+in+vivo+by+integrin+blocking+antibodies.">Reversion of the malignant phenotype of human breast cells in three-dimensional culture and in vivo by integrin blocking antibodies.</a> J. Cell Biol. 137, 231-245 (1997).</li><li>Hutmacher, D. W., Horch, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translating+tissue+engineering+technology+platforms+into+cancer+research.">Translating tissue engineering technology platforms into cancer research.</a> J. Cell. Mol. Med. 13, 1417-1427 (2009).</li><li>Yamada, K. M., Cukierman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+tissue+morphogenesis+and+cancer+in+3D.">Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D.</a> Cell. 130, 601-610 (2007).</li><li>Hanahan, D., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hallmarks+of+cancer:+the+next+generation.">Hallmarks of cancer: the next generation.</a> Cell. 144, 646-674 (2011).</li><li>Yang, S. -. T., Zhang, X., Wen, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbioreactors+for+high-throughput+cytotoxicity+assays.">Microbioreactors for high-throughput cytotoxicity assays.</a> Curr. Opin. Drug Discov. Devel. 11, 111-127 (2008).</li><li>Schultheiss, D., Gabouev, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+vascularized+matrix+for+bladder+tissue+engineering:+matrix+preparation,+reseeding+technique+and+short-term+implantation+in+a+porcine+model.">Biological vascularized matrix for bladder tissue engineering: matrix preparation, reseeding technique and short-term implantation in a porcine model.</a> J. Urol. 173, 276-280 (2005).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

<html> Daha pahalı bir yaklaşım olmasına rağmen, tümör araştırma, 3D sistemleri, 2 ve 3 boyutlu kültür sistemleri karşılaştırıldığında, daha iyi biyolojik mikroçevrelerde koşullarını taklit kanıtlanmıştır. Bu, bazı tümör hücreleri gerçek tümöründe duruma uygun olarak ortak bir 2B kültür 12, daha 3B kültürde daha yavaş büyümeye gösterilebilir. Bissell ve arkadaşları kanserojen meme hücrelerinin davranışı bir matris içinde bir 3D kültür hücre-ECM etkileşimleri sunmaktadır daha doğru hücre morfolojisi ve sinyalizasyon dahil in vivo durumu yansıtan bu işlerinde gösterdi. Bundan başka, çevre etkileşimleri değişiklikler, normal bir fenotip için habis hücrelerin geri dönmesine neden olduğunu göstererek 3D olarak hücre dışı ortamın önemi vurgulanmıştır. İlave olarak ve en önemlisi, bu sonuçlar aynı zamanda in vivo hayvan modellerinde 10,11 teyit edilebilir. ontent &quot;&gt; in vivo hayvan deneylerinde ve in vitro doku modellerinde arasında direkt karşılaştırma her iki sistemde de avantajları ve sakıncaları ortaya koyar. in vitro modellerin bir avantajı, çok daha iyi bir gerçek zamanlı veya mikroskobu ile sabit görüntüleme izni olan. bir sınırlama olduğu Bu in vivo sistemler genellikle ilerleme ise, statik ya da kısa süreli koşullarını taklit eder. damar ve küçük moleküller, normal taşıma mevcut olmaması. bağışıklık tepkilerini barındırmak ve diğer hücre-hücre etkileşimleri in vitro model 12 daha başka dezavantajları vardır Bu nedenle, 3D vitro sistemlerde bu çalışmada sunulan hayvan deneyleri için umut verici bir ek sunuyoruz. Onlar insan organizması için daha iyi bir kıyaslama sağlamak ve bu nedenle deneysel yanlış yorumlamaları en aza indirmek. Biyomimetik vivo model sistemlerinde dolayısıyla kanser ve metastatik yayılma bağımlı olduğunu nasıl çalışma için daha uygun olacak tumorig düzenleyen microenvironmental koşullarıEnesis 11. Çalışmamız SIS-Muc sağladığı 3D çevre ortak 2B hücre kültürü içinde gözlemlenmemektedir hücre, daha tümör gibi doku formasyonu, (Şekil 3A) neden olduğunu göstermektedir. Ayrıca, tümör biyopsi türetilen birincil hücrelerin kullanımı kişiselleştirilmiş tıp, bir hastanın bireysel ihtiyaçlarına göre en iyi tedaviyi belirlemeyi amaçlamaktadır bir disiplin yönünde çok önemli bir adımdır. Biyopsi izole birinci hastaya özgü tümör hücrelerini ekleme tedavi stratejilerinin vitro test sağlayacaktır. Bu test sistemleri mümkün bir zaman ve maliyet tasarrufu, yüksek verimli tarama bunların farklı ilaçlar ve bunların kombinasyonlarını araştırmak için yapacaktır. Bir tümörün mikro çevre etkileri, tümör ilerlemesi ve 13 suitab olarak ispat olabilir çünkü Buna ek olarak, bu çalışmada gösterildiği gibi, tümörle bağlantılı stromal hücrelerin entegrasyonu, kişiye özel bir yaklaşım için önemlidirle terapötik hedefi. Alternatif olarak, bir kişiye bir yaklaşıma, bizim tümör modeli kurulmuş kanser oluşturucu hücre çizgilerinin eklenmesi ile genel bir tümör test sistemi olarak hizmet etmek için modifiye edilebilir. Bu temel araştırma amaçlı umut verici bir uyarlamasıdır. Her iki ilaç testi için, bir damar yapısı, bu terapötik maddelerin dağılımını ve alımını test etmek için gereklidir yaklaşır. SIS-Muc matris bariyer emilme deneyleri için birincil mvEC ile bazolateral tohum sağlar BioVaSc korunmuş vasküler yapıların yeniden tohumlama başka ilaç teslimat çalışma artıracaktır. Doku modelleri oluşturmak için, 3 boyutlu bir biyo-bozunabilir matris, farklı hücre tipleri 14 bir ko-kültür için çerçeve olarak kullanılabilir. , 3D matrislerin kullanımı genellikle fonksiyonel damarlanma yokluğu ile sınırlıdır. Bu sorun, korunmuş kan damarı str sunar BioVaSc, kullanımı ile çözülebiliructures, bu endotel hücreleri ile tohumlandı edilebilir. Ayrıca, BioVaSc hücrelerin yapışmasını sağlamak ve doku farklılaşması kolaylaştırmak hücre dışı bileşenleri içerir. Ayrıca biyoyapay 3D dokuların 7,8,15 uzun süre doku özel bir işlev sağlar. Fonksiyonel vasküler vekalet mühendisliği için önkoşul insan fizyolojik ve biyomekanik koşullar taklidi yapmak. Bu nedenle, in vitro bu gereksinimleri uygulamak biyo-reaktör sistemleri, biyolojik tümör modelleri oluşturmak için son derece ilgi çekicidir. BioVaSc kombinasyonu, biyoreaktör teknolojisi ve farklı hücre tiplerinin ortak kültürleme örneğin anjiyojenez, kanser ve metastaz olarak ilerlemesi hakkında mekanizmalarının çalışmasını sağlayacak vaskülarize tümör dokular üretmek için bir çok umut verici bir yöntemdir. Biz bir eşdeğerini sağlayarak hayvan çalışmaları tamamlayan için umut verici bir yaklaşım gibi tümör modellerini görmekinsan tümör fizyolojisi.

Yeni ilaç kalitesi, güvenliği, ve ruhsat öncesi etkinlik açısından valide edilmelidir. Bugüne kadar, hayvan deneyleri uyuşturucu testi ve doğrulama için standart bir yöntemdir. Ancak, türe özgü farklılıklar nedeniyle, genellikle hayvan deneyleri kapsamlı insanlarda 1 bileşiklerin etkisini değerlendirmek yoktur. Bu nedenle, bu yeni ilaçlar ve maddelerin in vitro testler için kullanılabilir insan doku modelleri oluşturmak için önemlidir. Grubumuzun odaklarından biri, bizim biyolojik kanlanan iskele (BioVaSc) 2,3 ile in vitro test modellerinin oluşturulmasıdır. BioVaSc, bir statik veya dinamik 3D matris sistemi olarak kullanılabilir. Statik kültür için hücresizleştirilmiş domuz jejunal segment (küçük bağırsak mukozada SIS-Muc) hücre yeniden tohumlama için bir metal uç yerleştirilir. Kanser ve endotel hücreleri gibi çeşitli hücreler, bir platform üzerinde kültürlenebilir. <pDinamik kültür için class = &quot;jove_content&quot;&gt;, BioVaSc damar boyunca ya da iskele yüzeyi boyunca akış uygulayan bir biyo-reaktör sistemine bağlanmıştır. Şu biyoreaktörleri hücrelerin 4 farklılaştırma veya çoğalması üzerine hareket, biyolojik, mekanik veya elektrik uyaranlara uygulamak. Doku mühendisliği alanında biyoreaktörler için, temel kavram, insan vücudundaki koşullarını taklit etmektir. Bu formülde, hücreler birbirlerine ve kendi çevre hücre dışı matris ile etkileşim için doğal bir ortam sağlanmaktadır. In vitro test sistemleri veya transplantların üretimi için, uygun bir taşıyıcı yapı ve biyoreaktör sistemi ile hücrelerin doğal ortamı taklit edilmesi yeteneği kritiktir 5&#39;tir. Bu nedenle, daha karmaşık ve teknik olarak zorlu cihazlar bu görevleri 6 yerine getirmek amacıyla geliştirilmiş olmalıdır. Bu establ için iskele kullanmak da mümkündürnedeniyle besleme arter, ven ve bağlantı kapiler yatak bulunmaktadır korunmuş boru şeklindeki yapılar, bir vaskülarize modeli ishment. Tüm hücreler, domuz, kimyasal, mekanik ve enzimatik decellularization ile kaldırılması gerekir ve iskele gama-sterilize edilmiştir. Geri boru vasküler yapılar daha sonra, pH, sıcaklık, basınç, besin kaynağı ve atık çıkarma 6 olarak biyomekanik ve / veya biyokimyasal parametreler taklit eden bir devridaim perfüzyon biyoreaktörü kullanarak 7, insan mikrovasküler endotelyal hücreleri ile tohumlandı edilebilir. Boru şeklindeki yapıların yeniden endotelizasyon kollajen iskele 3,7 olan bir insan kan damarı eşdeğer oluşturur. Bir sonraki adımda, eski lümen (mukoza) yüzey ko-kültürler 3,7,8 kurmak için primer insan hücreleri ile tohumlanabilmektedir. Bu çalışmada, 3 boyutlu bir tümör test sistemi primer st olan bir tümör hücre çizgisi ko-kültür tarafından kurulmuşDİE-Muc statik ve dinamik koşullar altında romal hücreleri.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase solution</td>
			<td>SERVA</td>
			<td>17454</td>
			<td>(500 U/ml)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase solution</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17105-041</td>
			<td>(2.0 U/ml)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM, high-glucose</td>
			<td>PAA</td>
			<td>G0001,3010</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNase</td>
			<td>ROCHE</td>
			<td>10104159001</td>
			<td>200 mg solved in 500 ml PBS+ + 1% PenStrep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DZ solution</td>
			<td>Roth</td>
			<td>3484.2</td>
			<td>34 g Sodium Desoxychelate, in 1 L Ultra-pure water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FCS</td>
			<td>LONZA</td>
			<td>DE14-801F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IHC-Kit DCS SuperVision 2 HRP</td>
			<td>DCS</td>
			<td>PD000KIT</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>medical pressure transducer</td>
			<td>MEMSCAP</td>
			<td>SP844</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>monoclonal mouse anti-human Von Willebrand Factor</td>
			<td>DAKO Cytomation</td>
			<td>M0616</td>
			<td>Clone F8/86 0.12 &mu;g/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mouse monoclonal anti-human p53</td>
			<td>DAKO Cytomation</td>
			<td>IS616</td>
			<td>Clone DO-7 ready-to-use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>peristaltic pump</td>
			<td>Ismatec</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile disposable dome</td>
			<td>MEMSCAP</td>
			<td>844-28</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin / EDTA solution</td>
			<td>PAA</td>
			<td>L11-003</td>
			<td>0,05%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VascuLife (VEGF-Mv)</td>
			<td>Lifeline</td>
			<td>LL-0003</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Versene</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15040-033</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tissue engineering of a human 3d in vitro tumor test system

Kanser dünya çapında önde gelen ölüm nedenlerinden biridir. Şu an tedavi stratejileri ağırlıklı olarak yetersiz in vivo fizyolojik koşulları yansıtacak 2D kültür sistemlerinde, gelişmiştir. Biyolojik 3D matrisler doku organizasyonu ve hücre farklılaşmasının çalışma izin, hücreler kendini organize bir ortam sağlar. Bu tip iskeleler doğrudan 3D, hücre-hücre etkileşimleri incelemek için, farklı hücre tiplerinin karışımı ile tohumlandı edilebilir. Kanser tümörlerinin 3D karmaşıklığını taklit etmek, bizim grup bir 3D in vitro tümör testi sistemi geliştirdi. Bizim 3D doku test sistemi modelleri bizim decellularized domuz jejunal segmentte elde edilen biyolojik kanlanan iskele (BioVaSc) ile kurulan malign periferik sinir kılıfı tümörü (MPNSTs), in vivo durum. Bizim modelde, birincil fibroblastlar, mikrovasküler endotel hücreleri ile (modifiye BioVaSc matris reseededmvECs) ve S462 tümör hücre hattı. Statik kültür için BioVaSc vasküler yapısı çıkarılır ve geriye kalan iskele bir tarafta (küçük bağırsak mukozada SIS-Muc) açık kesilir. Elde edilen matris, iki metal halkalar (hücre kron) arasında sabitlenir. Başka bir seçenek kesme stresine karşı kültür hücreleri ortaya akış biyoreaktör sistemi içinde hücre tohumlanmış SIS-Muc etmektir. Burada, biyoreaktör kendinden inşa inkübatör içerisinde bir peristaltik pompa bağlanmıştır. Bir bilgisayar gibi kan basınç, sıcaklık ve akış hızı gibi parametreleri ile arteriyel oksijen ve besin kaynağı düzenler. Bu kurulum, basınç-regüle ya da aralıklı ya da sürekli akışı ile dinamik bir kültürü sağlar. Bu çalışmada, başarılı MPNSTs için statik ve dinamik 3D kültür sistemi hem de kurabilir. Daha doğal bir 3D ortamda kanser tümörleri model yeteneği keşif, test ve doğrulama ve sağlayacakBir insan gibi modelinde gelecek ilaç.

Şekil 1B &#39;de gösterildiği gibi, kılcal ağ korunmuş boru yapıları ile domuz jejunal parçası (yaklaşık 2 m uzunluğunda ve 20 mm çapında) decellularized. Kimyasal, enzimatik ve mekanik decellularization sonra, 3D hücre kültürü için kullanılabilecek bir kollajen I / III iskeleti sağlamıştır. A Feulgen test matrisi (veriler gösterilmemiştir) saflığını (no DNA kalıntıları) göstermek için gerçekleştirildi. Şekiller 2A ve 2B hücre kron tarafından güvenli SIS-Muc statik kültürünü göstermektedir. Bu dinamik kültürü için bir in-house olarak tasarlanmış biyoreaktör (Şekil 2C) &#39;de SIS-Muc sabit. Şekil 2B bioreaktörün bölmesi boyunca simüle edilmiş dinamik bir akış göstermektedir. Biyoreaktör, kendi kendine yapılan kuluçka makinesi sistemi içine yerleştirilmiş ve bir peristaltik pompa ile bağlanır. Bu kurulum, basınç-regüle pulsatil akış ya da C ile bir dinamik kültür sağlar:<html> ONSTANT akışı. Şekil 3, 2 boyutlu monokültürde statik S462 kültürlenmiş tümör hücre çizgisinin bir bakış (Şekil 3A) verir ve 3D kokültür (Şekiller 3B-3D). Şekil 3B, tümör hücreleri, S462 ve SIS apikal tarafında birinci fibroblast üçlü kültür gösterir basolateral tarafında (eski Seroza tarafı)-Muc (eski iç lümen tarafı) ve mvEC. Farklı hücre tiplerinin tanımlanması mvEC (Şekil 3C) etiketlemek için von Willebrand faktörü gibi, hücre tipi özel belirteçler, boyama ile mümkün olduğunu. P53-pozitif hücreler, S462, p53-negatif primer fibroblastlar (Şekil 3B) ve hücrelerin 3D dağılımı analiz edilebilir ayırt edilebilir. Dinamik olarak kültürlenmiş üçlü kültür Şekil 3 Şekil 4 boyamaları eşdeğer Şekil. <html> 0460/50460fig1.jpg &quot;/&gt; Şekil 1. Decellularization set-up. (A) Bioreactor ve bir PC tarafından izlenen BioVaSc, decellularizing için pompa set-up. (B) decellularized BioVaSc cam tankta. Lümen ve arteryel giriş adaptörlere bağlanır. . <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/50460/50460fig2.jpg" /> Şekil 2. Farklı kültür set-up bir bakış. Mikrotiter plaka statik kültür sistemi (A) CAD kesit görünüşüdür, (B) statik kültürü için metal insertler, akış bioreaktörün üst kapağının dinamik kültürü için (C) orta akış simülasyonu (hız alanı [m / sn]) , (D) peristaltik pompaya bağlı dinamik kültürü için akış biyoreaktör. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50460/50460fig2large.jpg" target="_blank">büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> ent &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Şekil 3," fo:content-src="/files/ftp_upload/50460fig3highres.jpg" fo:content-width="5.5in" src="/files/ftp_upload/50460/50460fig3.jpg" /> Şekil 3,. Statik 3B tümör modelinin immünohistolojik karakterizasyonu bakış. Bir Permanox slaytta S462 hücrelerin statik kültürlü 2D mono kültür (A) Hematoksilen leke, statik kültürlü 3D üçlü kültür (B) H &amp; E boyama, oklar, von Willebrand faktör (C) immünohistolojik boyama, (D endotel hücreleri işaretlemek p53) immünohistolojik boyama. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50460/50460fig3large.jpg" target="_blank">büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> <img alt="Şekil 4," fo:content-src="/files/ftp_upload/50460fig4highres.jpg" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50460/50460fig4.jpg" /> <stRong&gt; Şekil 4. Dinamik 3D tümör modelinin immünohistolojik karakterizasyonu bakış. (A) dinamik kültürlü 3D üçlü kültür H &amp; E boyama, oklar endotel hücreleri, (B) işaretlemek von Willebrand faktör immünohistolojik boyama, p53 için (C) immünohistolojik boyama. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50460/50460fig4large.jpg" target="_blank">büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a>

Watch this Scientific Journal Video about Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System at JoVE.com

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Test sistemleri olarak insan 3D tümör dokuları oluşturmak için yöntemler tarif edilmiştir. Bu teknolojiler, decellularized Biyolojik Vaskülarize İskele (BioVaSc), primer insan hücreleri ve bir akış biyoreaktör içinde dinamik koşullar altında hem de statik altında kültürlenebilir bir tümör hücre hattı, dayanmaktadır.

İnsan 3D Doku Mühendisliği<em&gt; In vitro</em&gt; Tümör Test Sistemi

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

tissue-engineering-of-a-human-3d-in-vitro-tumor-test-system

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

21.1K Görüntüleme.  University Hospital Würzburg.  Test sistemleri olarak insan 3D tümör dokuları oluşturmak için yöntemler tarif edilmiştir. Bu teknolojiler, decellularized Biyolojik Vaskülarize İskele (BioVaSc), primer insan hücreleri ve bir akış biyoreaktör içinde dinamik koşullar altında hem de statik altında kültürlenebilir bir tümör hücre hattı, dayanmaktadır. 

Video: Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Tissue Engineering of Tumor Stromal Microenvironment with Application to Cancer Cell Invasion

3D organotypic cultures of epithelial cells on a matrix embedded with mesenchymal cells are widely used to study epithelial cell differentiation and invasion. Rat tail type I collagen and/or matrix derived from Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells have been traditionally employed as the substrates to model the matrix or stromal microenvironment into which mesenchymal cells (usually fibroblasts) are populated. Although experiments using such matrices are very informative, it can be argued that due to an overriding presence of a single protein (such as in type I Collagen) or a high content of basement membrane components and growth factors (such as in matrix derived from mouse sarcoma cells), these substrates do not best reflect the contribution to matrix composition made by the stromal cells themselves. To study native matrices produced by primary dermal fibroblasts isolated from patients with a tumor prone, genetic blistering disorder (recessive dystrophic epidermolysis bullosa), we have adapted an existing native matrix protocol to study tumor cell invasion. Fibroblasts are induced to produce their own matrix over a prolonged period in culture. This native matrix is then detached from the culture dish and epithelial cells are seeded onto it before the entire coculture is raised to the air-liquid interface. Cellular differentiation and/or invasion can then be assessed over time. This technique provides the ability to assess epithelial-mesenchymal cell interactions in a 3D setting without the need for a synthetic or foreign matrix with the only disadvantage being the prolonged period of time required to produce the native matrix. Here we describe the application of this technique to assess the ability of a single molecule expressed by fibroblasts, type VII collagen, to inhibit tumor cell invasion.

Tissue engineered fibroblast-derived native matrix is an emerging tool to generate a stromal substrate which supports epithelial cell proliferation and differentiation. Here a protocol applying this methodology to assess the impact of different stromal cell types on tumor cell biology is presented.

Kanser Hücre Invasion Uygulama ile Tümör Stromal mikroçevresinin Doku Mühendisliği

3D organotypic cultures of epithelial cells on a matrix embedded with mesenchymal cells are widely used to study epithelial cell differentiation and ...

Biyomühendislik

Surgical Retrieval, Isolation and In vitro Expansion of Human Anterior Cruciate Ligament-derived Cells for Tissue Engineering Applications

Injury to the ACL is a commonly encountered problem in active individuals. Even partial tears of this intra-articular knee ligament lead to biomechanical deficiencies that impair function and stability. Current options for the treatment of partial ACL tears range from nonoperative, conservative management to multiple surgical options, such as: thermal modification, single-bundle repair, complete reconstruction, and reconstruction of the damaged portion of the native ligament. Few studies, if any, have demonstrated any single method for management to be consistently superior, and in many cases patients continue to demonstrate persistent instability and other comorbidities.
The goal of this study is to identify a potential cell source for utilization in the development of a tissue engineered patch that could be implemented in the repair of a partially torn ACL. A novel protocol was developed for the expansion of cells derived from patients undergoing ACL reconstruction. To isolate the cells, minced hACL tissue obtained during ACL reconstruction was digested in a Collagenase solution. Expansion was performed using DMEM/F12 medium supplemented with 10% fetal bovine serum (FBS) and 1% penicillin/streptomycin (P/S). The cells were then stored at -80 &#186;C or in liquid nitrogen in a freezing medium consisting of DMSO, FBS and the expansion medium. After thawing, the hACL derived cells were then seeded onto a tissue engineered scaffold, PLAGA (Poly lactic-co-glycolic acid) and control Tissue culture polystyrene (TCPS). After 7 days, SEM was performed to compare cellular adhesion to the PLAGA versus the control TCPS. Cellular morphology was evaluated using immunofluorescence staining. SEM (Scanning Electron Microscope) micrographs demonstrated that cells grew and adhered on both PLAGA and TCPS surfaces and were confluent over the entire surfaces by day 7. Immunofluorescence staining showed normal, non-stressed morphological patterns on both surfaces. This technique is promising for applications in ACL regeneration and reconstruction.

Surgical Retrieval, Isolation and In vitro Expansion of Human Anterior Cruciate Ligament-derived Cells for Tissue Engineering Applications

For future applications as a patch to repair partial tears of the Anterior Cruciate Ligament (ACL), human ACL derived cells were isolated from tissue obtained during reconstructive procedures, expanded in vitro and grown on tissue engineered scaffolds. Cellular adhesion and morphology was then performed to confirm biocompatibility on scaffold surface.

Cerrahi Alma, İzolasyon ve<em&gt; In vitro</em&gt; Doku Mühendisliği Uygulamaları için İnsan Ön Çapraz Bağ-türevli Hücreleri Genişleme

Injury to the ACL is a commonly encountered problem in active individuals. Even partial tears of this intra-articular knee ligament lead to biomechanical ...

Production, Characterization and Potential Uses of a 3D Tissue-engineered Human Esophageal Mucosal Model

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore esophageal adenocarcinoma generally has a poor prognosis, with little improvement in survival rates in recent years. These are difficult conditions to study and there has been a lack of suitable experimental platforms to investigate disorders of the esophageal mucosa.
A model of the human esophageal mucosa has been developed in the MacNeil laboratory which, unlike conventional 2D cell culture systems, recapitulates the cell-cell and cell-matrix interactions present in vivo and produces a mature, stratified epithelium similar to that of the normal human esophagus. Briefly, the model utilizes non-transformed normal primary human esophageal fibroblasts and epithelial cells grown within a porcine-derived acellular esophageal scaffold. Immunohistochemical characterization of this model by CK4, CK14, Ki67 and involucrin staining demonstrates appropriate recapitulation of the histology of the normal human esophageal mucosa.
This model provides a robust, biologically relevant experimental model of the human esophageal mucosa. It can easily be manipulated to investigate a number of research questions including the effectiveness of pharmacological agents and the impact of exposure to environmental factors such as alcohol, toxins, high temperature or gastro-esophageal refluxate components. The model also facilitates extended culture periods not achievable with conventional 2D cell culture, enabling, inter alia, the study of the impact of repeated exposure of a mature epithelium to the agent of interest for up to 20 days. Furthermore, a variety of cell lines, such as those derived from esophageal tumors or Barrett&#8217;s Metaplasia, can be incorporated into the model to investigate processes such as tumor invasion and drug responsiveness in a more biologically relevant environment.

This manuscript describes the production, characterization and potential uses of a tissue engineered 3D esophageal construct prepared from normal primary human esophageal fibroblast and squamous epithelial cells seeded within a de-cellularized porcine scaffold. The results demonstrate the formation of a mature stratified epithelium similar to the normal human esophagus.

3D Doku mühendisliği İnsan Özofagus Mukozal Modeli Üretimi, Karakterizasyonu ve Potansiyel Kullanımları

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Vasküler Doku Rejenerasyon için Mühendislik 3D cellularized Kollajen jeller

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Eye Irritation Test (EIT) for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial (RhCE) Tissue Model

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and accurate assessment of ocular toxicity in man are needed. To address this need, we have developed an eye irritation test (EIT) which utilizes a three dimensional reconstructed human cornea-like epithelial (RhCE) tissue model that is based on normal human cells. The EIT is able to separate ocular&#160;irritants and corrosives (GHS Categories 1 and 2 combined) and those that do not require labeling (GHS No Category). The test utilizes two separate protocols, one designed for liquid chemicals and a second, similar protocol for solid test articles. The EIT prediction model uses a single exposure period (30 min for liquids, 6 hr for solids) and a single tissue viability cut-off (60.0% as determined by the MTT assay). Based on the results for 83 chemicals (44 liquids and 39 solids) EIT achieved 95.5/68.2/ and 81.8% sensitivity/specificity and accuracy (SS&#38;A) for liquids, 100.0/68.4/ and 84.6% SS&#38;A for solids, and 97.6/68.3/ and 83.1% for overall SS&#38;A. The EIT will contribute significantly to classifying the ocular irritation potential of a wide range of liquid and solid chemicals without the use of animals to meet regulatory testing requirements. The EpiOcular EIT method was implemented in 2015 into the OECD Test Guidelines as TG 492.

Eye Irritation Test EIT for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial RhCE Tissue Model

We have developed an eye irritation test which utilizes a three dimensional reconstructed human cornea-like epithelial (RhCE) tissue model. The test is able to discriminate between ocular irritant and corrosive materials (GHS Categories 1 and 2 combined) and those that do not require labeling (GHS No Category).

Yeniden İnşa İnsan Kornea gibi Epitelyal (RHCE) Doku Modeli kullanılarak Göz tahriş Kimyasalların Tehlike Tanımlaması Göz tahrişi Testi (EIT)

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and ...

A Combined 3D Tissue Engineered In Vitro/In Silico Lung Tumor Model for Predicting Drug Effectiveness in Specific Mutational Backgrounds

In the present study, we combined an in vitro 3D lung tumor model with an in silico model to optimize predictions of drug response based on a specific mutational background. The model is generated on a decellularized porcine scaffold that reproduces tissue-specific characteristics regarding extracellular matrix composition and architecture including the basement membrane. We standardized a protocol that allows artificial tumor tissue generation within 14 days including three days of drug treatment. Our article provides several detailed descriptions of 3D read-out screening techniques like the determination of the proliferation index Ki67 staining&#39;s, apoptosis from supernatants by M30-ELISA and assessment of epithelial to mesenchymal transition (EMT), which are helpful tools for evaluating the effectiveness of therapeutic compounds. We could show compared to 2D culture a reduction of proliferation in our 3D tumor model that is related to the clinical situation. Despite of this lower proliferation, the model predicted EGFR-targeted drug responses correctly according to the biomarker status as shown by comparison of the lung carcinoma cell lines HCC827 (EGFR -mutated, KRAS wild-type) and A549 (EGFR wild-type, KRAS-mutated) treated with the tyrosine-kinase inhibitor (TKI) gefitinib. To investigate drug responses of more advanced tumor cells, we induced EMT by long-term treatment with TGF-beta-1 as assessed by vimentin/pan-cytokeratin immunofluorescence staining. A flow-bioreactor was employed to adjust culture to physiological conditions, which improved tissue generation. Furthermore, we show the integration of drug responses upon gefitinib treatment or TGF-beta-1 stimulation - apoptosis, proliferation index and EMT - into a Boolean in silico model. Additionally, we explain how drug responses of tumor cells with a specific mutational background and counterstrategies against resistance can be predicted. We are confident that our 3D in vitro approach especially with its in silico expansion provides an additional value for preclinical drug testing in more realistic conditions than in 2D cell culture.

A Combined 3D Tissue Engineered In Vitro/In Silico Lung Tumor Model for Predicting Drug Effectiveness in Specific Mutational Backgrounds

We present a three-dimensional (3D) lung cancer model based on a biological collagen scaffold to study sensitivity towards non-small-cell-lung-cancer-(NSCLC)-targeted therapies. We demonstrate different read-out techniques to determine the proliferation index, apoptosis and epithelial-mesenchymal transition (EMT) status. Collected data are integrated into an in silico model for prediction of drug sensitivity.

Kombine bir 3D doku mühendisliği<em&gt; İn Vitro</em&gt; /<em&gt; Siliko</emSpesifik mutasyonel Arka İlaç Etkinliği tahmin için&gt; Akciğer Tümör Modeli

In the present study, we combined an in vitro 3D lung tumor model with an in silico model to optimize predictions of drug response based on a specific ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

Bir ıntrinsic Vaskülarizasyon tarafından Doku Mühendisliği<em&gt; İn Vivo</em&gt; Doku Mühendisliği Odası

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

Force System with Vertical V-Bends: A 3D In Vitro Assessment of Elastic and Rigid Rectangular Archwires

A proper understanding of the force system created by various orthodontic appliances can make treatment of patients efficient and predictable. Reducing the complicated multi-bracket appliances to a simple two-bracket system for the purpose of force system evaluation will be the first step in this direction. However, much of the orthodontic biomechanics in this regard is confined to 2D experimental studies, computer modeling/analysis or theoretical extrapolation of existing models. The objective of this protocol is to design, construct and validate an in vitro 3D model capable of measuring the forces and moments generated by an archwire with a V-bend placed between two brackets. Additional objectives are to compare the force system generated by different types of archwires among themselves and to previous models. For this purpose, a 2 x 4 appliance representing a molar and an incisor has been simulated. An orthodontic wire tester (OWT) is constructed consisting of two multi-axis force transducers or load cells (nanosensors) to which the orthodontic brackets are attached. The load cells are capable of measuring the force system in all the three planes of space. Two types of archwires, stainless-steel and beta-titanium of three different sizes (0.016 x 0.022 inch, 0.017 x 0.025 inch and 0.019 x 0.025 inch), are tested. Each wire receives a single vertical V-bend systematically placed at a specific position with a predefined angle. Similar V-bends are replicated on different archwires at 11 different locations between the molar and incisor attachments. This is the first time an attempt has been made in vitro to simulate an orthodontic appliance utilizing V-bends on different archwires.

Force System with Vertical V-Bends: A 3D In Vitro Assessment of Elastic and Rigid Rectangular Archwires

The method presented here is designed to construct and validate an in vitro 3D model capable of measuring the force system generated by different archwires with V-bends placed between two brackets. Additional objectives are to compare this force system with different types of archwires and to previous models.

Zorla dikey V-bükme sistemiyle: esnek ve sert dikdörtgen Archwires 3D Vitro değerlendirilmesi

A proper understanding of the force system created by various orthodontic appliances can make treatment of patients efficient and predictable. Reducing ...

A Human 3D Extracellular Matrix-Adipocyte Culture Model for Studying Matrix-Cell Metabolic Crosstalk

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of cellular function. The ECM plays a particularly important role in adipose tissue function in obesity, and alterations in adipose tissue ECM deposition and composition are associated with metabolic disease in mice and humans. Tractable in vitro models that permit dissection of the roles of the ECM and cells in contributing to global tissue phenotype are sparse. We describe a novel 3D in vitro model of human ECM-adipocyte culture that permits study of the specific roles of the ECM and adipocytes in regulating adipose tissue metabolic phenotype. Human adipose tissue is decellularized to isolate ECM, which is subsequently repopulated with preadipocytes that are then differentiated within the ECM into mature adipocytes. This method creates ECM-adipocyte constructs that are metabolically active and retain characteristics of the tissues and patients from which they are derived. We have used this system to demonstrate disease-specific ECM-adipocyte crosstalk in human adipose tissue. This culture model provides a tool for dissecting the roles of the ECM and adipocytes in contributing to global adipose tissue metabolic phenotype and permits study of the role of the ECM in regulating adipose tissue homeostasis.

We describe a 3D human extracellular matrix-adipocyte in vitro culture system that permits dissection of the roles of the matrix and adipocytes in contributing to adipose tissue metabolic phenotype.

Bir İnsan 3D Ekstrasellüler Matrix-Adiposit Kültür Modeli Matrix-Hücre Metabolik Crosstalk Çalışma için

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of ...

Advanced 3D Liver Models for In vitro Genotoxicity Testing Following Long-Term Nanomaterial Exposure

Due to the rapid development and implementation of a diverse array of engineered nanomaterials (ENM), exposure to ENM is inevitable and the development of robust, predictive in vitro test systems is essential. Hepatic toxicology is key when considering ENM exposure, as the liver serves a vital role in metabolic homeostasis and detoxification as well as being a major site of ENM accumulation post exposure. Based upon this and the accepted understanding that 2D hepatocyte models do not accurately mimic the complexities of intricate multi-cellular interactions and metabolic activity observed in vivo, there is a greater focus on the development of physiologically relevant 3D liver models tailored for ENM hazard assessment purposes in vitro. In line with the principles of the 3Rs to replace, reduce and refine animal experimentation, a 3D HepG2 cell-line based liver model has been developed, which is a user friendly, cost effective system that can support both extended and repeated ENM exposure regimes (&#8804;14 days). These spheroid models (&#8805;500 &#181;m in diameter) retain their proliferative capacity (i.e., dividing cell models) allowing them to be coupled with the &#8216;gold standard&#8217; micronucleus assay to effectively assess genotoxicity in vitro. Their ability to report on a range of toxicological endpoints (e.g., liver function, (pro-)inflammatory response, cytotoxicity and genotoxicity) has been characterized using several ENMs across both acute (24 h) and long-term (120 h) exposure regimes. This 3D in vitro hepatic model has the capacity to be utilized for evaluating more realistic ENM exposures, thereby providing a future in vitro approach to better support ENM hazard assessment in a routine and easily accessible manner.

This procedure was established to be used for developing advanced 3D hepatic cultures in vitro, which can provide a more physiologically relevant assessment of the genotoxic hazards associated with nanomaterial exposures over both an acute or long-term, repeated dose regimes.

Uzun Süreli Nanomalzeme Maruziyetini Takiben İn vitro Genotoksisite Testi için Gelişmiş 3D Karaciğer Modelleri

Due to the rapid development and implementation of a diverse array of engineered nanomaterials (ENM), exposure to ENM is inevitable and the development of ...