Bu çalışma VA Anvers Üniversitesi&#39;nden bir doktora bursu ile desteklenmiştir; KS Flamanca Bilim Vakfı (FWO, 11ZI916N) bir doktora bursu; FWO (G0D0514N) proje hibeleri; uyumlu bir araştırma faaliyeti (GOA) Araştırma hibe, Antwerp Üniversitesi araştırma konseyinden &quot;Yaprak Morfogenez A Sistem Biyolojisi Yaklaşımı&quot;; ve Üniversitelerarası Atraksiyon Polonyalılar (IUAP VII / 29, MARS), tüm video katkıda GTSB Han Asard, Bulelani L. Sizani ve Hamada AbdElgawad için Belçika Federal Bilim Politikası Dairesi (BELSPO) den &quot;Mısır ve Arabidopsis Kök ve Büyüme Vur&quot; .

NOT: kinematik analiz için aşağıdaki protokol kararlı durum büyüme sırasında yaprakları için geçerlidir. Bu, birkaç gün 6 bir süre boyunca sabit bir yaprak uzama oranı ve hücre boyu ve yaprak genişlemesinin uzamsal desen anlamına gelmektedir. 1. Bitki Büyüme ve Yaprak Uzama Oranı Ölçümleri (LER) <ol><li> kararlı hal büyümesinde bir yaprak ve ilgi gelişimsel aşaması seçin. NOT: Aynı eksen üzerinde ardışık yapraklar üzerinde benzer mekansal kalıpları ima kararlı durum büyüme ve tekrarlayan büyüme arasında bir fark yoktur. Fide büyümesinin ilk aşamalarında, ardışık yaprakları genellikle büyüme bölgesi 7 artan boyutu giderek daha hızlı nedeniyle büyür. Bir kaç yüksek yaprak pozisyonları benzer bir büyüme modeli 8 olabilir, ancak bu soruşturma kapsamında tedavi etkilenebilir geçici aşamasıdır. Çizgiler ve tr karşılaştırmak için önemlidir<html> farklı bir zamanda gelişen olabilir olsa bile, kesinlikle aynı yaprak pozisyonunda eatments. Hatta sabit bir uzama hızında, büyüme hızı profili mutlaka farklı gelişim aşamalarında aynı değildir. Nedenle, tipik olarak ortaya çıkması gün sonra sayısı ile tanımlanan aynı gelişim aşamasında 8, yaprakları analiz etmek önemlidir. </li><li> büyüme odasında kontrollü koşullar altında her tedavi ve genotip için en az 15 bitki büyümesi, monokotlarda yaprak büyüme tam kinematik analizini yapmak. </li><li> Yaprak tamamen (Şekil 1i) genişletilmiş kadar ilgi yaprak (çevreleyen yaprakların ağırşak gelen ortaya çıkması) belirir anda bir cetvel ile günlük yaprak uzunluğu ölçme başlar. Yaprak uzunluğu yaprak ucuna toprak seviyesinden uzunluğunu ifade eder. Bu büyümesini değiştirebilecek beri, kırmak veya yaprak zarar vermemek için dikkatli olun. </li></ol>1 re &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54887 / 54887fig1.jpg &quot;/&gt; Şekil 1:. Mısır yapraklarından bir kinematik analiz şematik bakış ilgi yaprak Yaprak Uzama Oranı (LER) hesaplamak için üç gün boyunca bir cetvel ile ölçülür. Bundan sonra, yaprak hasat edilir ve üç santimetre kademeli bir meristem boyutunun saptanması için kullanılmaktadır. Bu DAPI boyama sonra en uzak mitotik rakam tabanından yukarıya doğru uzunluğu ölçülerek yapılır. Proliferatif mitoz ve (B) biçimlendirici mitoz (A) örnekler. ortası ven diğer tarafında yaprak tabanından ilk on santimetre hücre boyu ölçümleri için 1001 santimetre kesimleri kesmek için kullanılmaktadır. Bu ölçümler olgun hücre uzunluğu (l mat) ve meristem (l div) ayrılan hücrelerin uzunluğunu belirlemek için hizmet veren hücre uzunluğu profili oluşturmak için temel sağlar. <el div ve L mer meristem (N mer) hücrelerin sayısını hesaplamak için kullanılır ise m&gt; Ler ve l mat, hücre üretim oranı (P) hesaplanması için kullanılır. Buna karşılık, P ve N mer, hücre döngüsü süresi (T c) tersi olan ortalama hücre bölünmesi oranı (D) hesaplamak için kullanılır. Aynı renkteki oklar bu oklara aşağıdaki parametreyi hesaplamak için kullanılan parametreleri gösterir. Ölçek çubukları 40 mikron =. Roma sayılar protokol açıklanan spesifik deneysel yöntemlere başvurmak için kullanılır. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> 2. Hasat <ol><li> Ilgi gelişim aşamasında (örneğin, çıktıktan sonra, üçüncü gün), en az beş Örnek p tercihpartiden lants hangi kinematik analiz yapmak için. Nihai yaprak uzunluğunu belirlemek için adım 1.3 açıklandığı gibi bitkilerin dinlenme ölçüm devam edin. </li><li> Bitkinin toprak üstü bölümünü kesmek. Köklerine mümkün olduğunca yakın kesim, bozulmamış (Şekil 1ii) meristematik bölümünü tutmak için. </li><li> dış yaprakları itibaren yavaşça teker teker unrolling tüm ilgi yaprak kadar bırakır kaldırın. Gerekirse, yaprakları ayırmak için tabanından birkaç ekstra milimetre kaldırın. Ayrıca faiz (Şekil 1iii) yaprak çevrelediği apeks ve küçük yaprakları temizleyin. </li><li> ortası damarın bir tarafta tabandan başlayan bir 3 cm bölümü kesmek ve 3 ile doldurulmuş bir 1.5 mi test tüpü içinde saklayın: 1 (hacim: hacim) mutlak etanol: asetik asit solüsyonu (DİKKAT: eldiven giymek) de birkaç ay 24 saat kadar, 4 ° C (Şekil 1iv). Bu bölüm daha sonra meristem uzunluğunu belirlemek için kullanılır. </li><li> itibarendamar diğer tarafında, tabandan 11 cm bir bölümü kesilmiş (Şekil 1 V) ve pigmentlerin (Şekil 1 vi) çıkarmak için en az 6 saat boyunca 4 ° C&#39;de mutlak etanol ile doldurulmuş bir 15 ml tüp içine koyun. NOT: Daha sonra, (Tartışma) hücre uzunluğu profilini belirlemek için sadece ilk 10 cm kullanın. </li><li> En az 24 saat (Şekil 1vi) 4 ° C &#39;de temizlik bir tur için mutlak etanol yenileyin. </li><li> Son olarak, saf laktik asit ile mutlak etanol yerine (DİKKAT: eldiven giymek) temizleme ve depolama için, 4 ° C&#39;de 24 saat süre ile ya da daha sonra kullanmak (Şekil 1vi kadar). </li></ol> 3. Meristem Uzunluk Ölçümleri <ol><li> 50 mM sodyum klorür (NaCl), 5 mM etilendiamintetraasetik asit içeren bir yıkama tamponu hazırlayın (EDTA, DİKKAT: eldiven aşınma) ve 10 mM Tris (hidroksimetil) aminometan-hidroklorik asit (Tris-HCI, pH 7). </li><li> bölüm 2.4 ve böylece 3 cm segmenti alın20 dakika (Şekil 1vii) için tampon içinde ak. </li><li> beklerken, buz üzerinde ve karanlıkta tutarak, 1 ug / ml&#39;lik bir 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) boyama solüsyonu hazırlamak için durulama tamponu kullanın. </li><li> DAPI boyama çözeltisi 2-5 dakika boyunca, meristem segmenti yerleştirerek çekirdekleri leke. Buz üzerinde ve koyu (Şekil 1vii) çalışın. </li><li> hızlı bir şekilde mikroskop camına segmenti montaj ve cam kapak ile kaplayıp floresan sinyal olup olmadığını kontrol edin. epidermal hücreler ise altta yatan hücre tabakaları olmamalı, floresan göstermelidir. </li><li> boyama yeterli değilse, bazı ekstra dakika için DAPI boyama çözeltisi geri segmenti koydu. </li><li> , Lekelenmeye durdurmak kapak camı ile bir mikroskop lamı ve kapağında tampon durulama bir damla segmentleri monte etmek için. </li><li> 1.000 Epiderm görselleştirme için izin veren bir 20X büyütmede UV floresan ile donatılmış bir mikroskop kullanınal hücreleri bir kerede. Segmenti boyunca ilerleyin ve proliferatif mitoz (metafaz, anafaz, telofaz ve sitokinez) için bakmak, ama gelişmekte olan stoma (Şekil 1viii) biçimlendirici hücre bölünmesini önlemek 9. En uzak mitotik figür bulunduğu tanımlayın. </li><li> yaprak tabanı ve en distal epidermal mitotik figür arasındaki mesafeyi ölçerek meristem uzunluğunu belirler. Resim çerçevesi tam uzunluğunu ölçmek için bir görüntü analiz yazılımı (örneğin, ImageJ) kullanın. <ol><li> (En uzak mitotik rakam yaprak tabanından) tam meristem uzunluğunu kapsayan kare sayısını ve tam meristem uzunluğu (Şekil 1IX) elde etmek için bir çerçeve uzunluğu çarpın. </li></ol></li></ol> 4. Hücre Uzunluğu Profili <ol><li> laktik asit (adım 2.5) saklanır segmenti alın ve bankta dikkatlice yerleştirin. segmentler zekâ Cut1 cm her (Şekil 1x) 10 segmentlerinde ha neşter. </li><li> laktik asit, küçük bir damla bir mikroskop lamı üzerine birbirini takip eden yaprak segmentleri monte edin. sürekli polar taraf veya eksen dışı tarafı yukarı ya yüz emin olun. Prensip olarak, belirli bir tarafı için bir tercih edilmektedir. </li><li> Yaprak tabanından başlayarak, segmentleri analiz diferansiyel girişim kontrast (DIC) optik ile donatılmış bir mikroskop kullanarak. sürekli aynı hücre tipini seçmek için bir görüntü analiz yazılımı ile stoma dosyalara doğrudan bitişik dosyaları en az 20 tekrarlı epidermal hücrelerin uzunluğunu ölçün. <ol><li> Segmentler (segment yeterli olurken başına 4 pozisyon) her biri boyunca eşit aralıklı pozisyonlarda bunu ve yaprak (Şekil 1xi) boyunca her ölçüm için ilgili pozisyon yazmak emin olun. </li></ol></li><li> Yerel bir polinom düzeltme s kullanarak yaprak ekseni boyunca her mm ortalama hücre uzunluğunu belirlemekrocedure, R-script (; Ek Dosya 1 Şekil 1xii) uygulanan. NOT: R-komut yumuşatma artan veri bir dizi sağlar. Gerekli düzgünleştirme miktarı sadece yerel gürültü çıkarmak, ama genel eğri etkilememelidir ideal biraz keyfi ve. bir deney içinde tüm örnekler için yumuşatma aynı miktarda kullanmaya dikkat edin. </li><li> bitkiler arasındaki her pozisyonda hücre uzunluğu ortalama ve yaprak ekseni boyunca bir hücre uzunluğu profili oluşturmak için standart hata hesaplayın. </li></ol> Kinematik Parametrelerinin 5. Hesaplamaları (Ek Dosya 2 bakınız) <ol><li> (Adım 1.3 olarak örneğin 24 saat) iki ardışık zaman noktaları arasında yaprak uzunluğu değişimi alarak ve zaman aralığı bölünerek LER hesaplayın. </li><li> Hücreler kendi olgun ce% 95 ulaşır nerede tabanından pozisyon distaline karşılık gelen büyüme bölgesi (L gz) uzunluğunu hesaplamakdüzeltilir hücre uzunluğu profilde ll uzunluğu. <ol><li> Bu konumda (Şekil 2) Aşağıdaki tüm hücre uzunluklarının ortalama düzeltilir hücre uzunluğu profili% 95 üzerindeki her pozisyon için atın. </li><li> Her pozisyonda hesaplanan% 95 hücre uzunluğu ile düzeltilir hücre uzunluklarını (adım 4.4) karşılaştırın. (; Ek Veriler 2&#39;ye bakınız Şekil 2) yaprağın tabanından başlayarak, büyüme bölgesi gerçek hücre uzunluğu aşağıdaki hücre uzunlukları% 95 eşit konumda biter. </li></ol></li></ol><img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/54887/54887fig2.jpg" /> Şekil 2:. Büyüme bölgesinin son belirleme meristem: yıldız simgesi ile gösterilen pozisyonda, gerçek hücre boyutu% 95&#39;inden daha az, bu konumu, aşağıdaki tüm hücrelerin ortalama hücre boyutuna (kırmızı çizgi) (kırmızı katı hat). Büyüme bölgesi (L gz sonu; ab ile gösterilir% 95 bu pozisyonda (katı mavi çizgi izleyen tüm hücrelerin ortalama hücre boyutu (noktalı mavi çizgi)) gerçek hücre boyutunu eşittir lue yıldızı) yer almaktadır. Küme bölgesi (D), uzama bölgesi (E), ve olgun bölgesi (M). Kesikli oklar, yerel boyut ve yaprak ucu bazal pozisyonlarda hareket yaprak uzak kısmı üzerinde ortalama büyüklüğü% 95 arasında yakınlaşmayı gösteriyor. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <ol start="3"><li> Büyüme bölgesi (L gz) ve meristem boyutu uzunluğu arasındaki fark olarak uzama bölgesi (L el) uzunluğunu hesaplamak (L mer; 3. adımda belirlenen). </li><li> Olgun bölgede ortalama hücre uzunluğu gibi olgun hücre uzunluğu (l mat) hesaplayın. </li><li> Elde etmek için l mat LER bölünHücre üretim hızı (P). </li><li> N GZ ve N mer arasındaki fark olarak uzama bölgesi (N El) hücre sayısını hesaplayın. Meristem (N mer) hücre sayısı meristem mukabil aralıklarla yer alan hücrelerin toplam sayısına eşittir. Büyüme bölgesi (N gz) hücrelerin sayısı büyüme bölgesine tekabül eden aralıklarda bulunan hücrelerin toplam sayısına eşittir. </li><li> P / N mer olarak ortalama hücre bölünmesi oranı (D) hesaplayın. Hücre döngüsü süresi (T c) ln (2) / D eşittir. </li><li> P N el bölerek uzama bölgesi (T el) zamanı hesaplayın. Bölünme bölgesinde zaman günlüğü 2 (N mer) * T c eşittir. Meristemi ayrılan hücrelerin uzunluğu (l div)meristem sonunda düzeltilir hücre uzunluğu profilinden hücre uzunluğuna eşittir. </li><li> Ln (l mat) -ln (l div)] / T el: ortalama aşağıdaki formül kullanılarak hücre genişleme oranı (R el) hesaplayın. </li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları olduğunu beyan ederim.

mısır yapraklarında tam kinematik analiz yaprak büyüme hücresel bazda tespitine imkan ve verimli örnekleme stratejilerinin tasarımı için izin verir. protokol nispeten basit olmasına rağmen, bazı dikkatli takip kritik adımlarda tavsiye edilir: (1) meristem uzunluğu tayini (adım 3) beri, meristemi zarar vermeden genç, kapalı yaprakları (2.3 adım) ayırmak için önemlidir tam gerektirir meristem mevcut olması. Bazı uygulama önceden gerekebilir. (2) Meristematik uzunluğu tayini mitoz yorumuna dayanm...

Büyüme analizi yaygın çevresel faktörlere genotipi belirlenmiş büyüme farklılıkları ve / veya fenotipik yanıtları tanımlamak için bitki bilim adamları tarafından kullanılan araçlar bir dizi bağlıdır. Onlar büyümenin altında yatan mekanizmaları keşfetmek için boyut ve ağırlık tüm tesisin ölçümleri veya uzuv ve büyüme oranları hesaplamalarını içerir. Organ büyümesi hücresel düzeyde hücre bölünmesi ve genişleme ile belirlenir. Bu nedenle, analiz büyüme bu iki sürecin ölçümü de dahil olmak üzere tüm organ büyümesi 1. farklılıkları anlamanın anahtarıdır. Sonuç olarak, uzman olmayan laboratuvarlar tarafından kullanımı nispeten kolaydır hücresel büyüme parametrelerini belirlemek için uygun bir yöntem olması çok önemlidir. Kinematik analiz zaten Organ büyüme modelleri 2 geliştirilmesi için güçlü bir çerçeve sağlayarak bir yaklaşım olarak kurulmuştur. teknik lineer sistemler için optimize edilmiştir,Bu Arabidopsis thaliana kökleri ve monokotiledon yapraklar gibi, aynı zamanda bu tür çift filizli yaprak 3 arasındaki doğrusal olmayan sistemleri de olabilir. Günümüzde bu yöntem giderek nasıl genetik, hormonal, gelişimsel incelemek için kullanılıyor, ve çevresel faktörler, hücre bölünmesini ve çeşitli organlarda genişleme (Tablo 1) etkilemektedir. Sınırlamalar bitki materyali yüksek miktarda gerektiren teknikler (örneğin, metaboliti organ büyüklüğü ve mekansal organizasyon tarafından empoze edilebilir, ancak Ayrıca, aynı zamanda, bunların altında yatan, biyokimyasal, moleküler ve fizyolojik düzenlemelere (Tablo 2) hücresel süreçleri bağlamak için bir çerçeve sağlar ölçümler, proteomik, vs.). Mısır (Zea mays), yaprak, gibi monokotiledonlu yapraklar, ardışık olarak, olgun ulaşmak meristem ve uzama bölgesi boyunca geçen hücreler, uca doğru yaprak tabanından hareket içinde lineer sistemleri temsil ederbölge. Bu büyüme 4 mekansal desen nicel çalışmalar için ideal bir model sistem yapar. Ayrıca, mısır yaprağı (birkaç santimetre 5 yayılan meristemi ve uzama bölgesi) büyük büyüme bölgeleri ve diğer örgütsel düzeyde çalışmalar için olanaklar sağlar. Bu moleküler teknikler fizyolojik ölçümler, hücre biyolojisi yaklaşımları (Tablo 2), bir dizi aracılığıyla kinematik analizi ile saptanır hücre bölünmesini ve genişleme, kontrol (farazi) düzenleyici mekanizmalardan incelenmesi için izin verir. Burada, monokot yaprakları bir kinematik analizi yapmak için bir protokol sağlar. İlk olarak, biz yaprak ekseni boyunca pozisyon ve nasıl kinematik parametreleri hesaplamak için bir fonksiyonu olarak, hücre bölünmesi ve hücre uzaması hem uygun bir analiz yapmak için nasıl açıklar. İkinci olarak, bu örnekleme dizaynı için bir temel olarak kullanılabilir şeklini göstermektedir. Burada, iki vakayı tartışmak: yüksek çözünürlüklü örneklemesid sırasıyla geliştirilmiş veri yorumlama ve zaman / para tasarrufu sağlayan, örnekleme duruldu. Kinematik Tablo 1. Genel hücre bölünmesi ve çeşitli organlarda genleşme ölçümü için analiz yöntemleri. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> organ </td><td> referans </td></tr><tr><td> çenekli yapraklar </td><td> 16, 20, 21, 22 </td></tr><tr><td> kök uçları </td><td> 2, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29 </td></tr><tr><td> iki çenekli yapraklar </td><td> 21, 30, 31 </td></tr><tr><td> apikal meristemi ateş </td><td> 32 </td></tr></tbody></table> Kinematik Tablo 1. Genel hücre bölünmesi ve çeşitli organlarda genleşme ölçümü için analiz yöntemleri. Moleküler düzeyde düzenlemeye kinematik analizi ile saptanır hücresel süreçleri arasındaki Tablo 2. bağlantı. Çeşitli türlerde ve organlarda biyokimyasal ve moleküler deneyleri sonuçlarına hücresel süreçlerin ölçümü bağlayan çeşitli çalışmalar yapılan atıflar. Eksiloglukan endotransglucosylase (XET), malondialdehit (MDA), siklin bağımlı kinazlar (CDK). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887table2large.jpg" target="_blank">Bu tablonun büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1670">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Pots</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">We use pots with the following measueres, but can be different depending on the treatment/study : bottom diameter: 11cm, opening diameter: 15 cm, height: 12 cm. We grow one maize plant per pot.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Planting substrate</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td>We use potting medium (Jiffy, The Netherlands), but other substrates can be used, depending on treatment/study.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Ruler</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td>An extension ruler that covers at least 1,5 meters is needed to measure the final leaf length of the plants.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Seeds&#160;</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">NA</td>
			<td>Seeds can be ordered from a breeder.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Scalpel</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">The scalpel is used during leaf harvesting to detach the leaf of interest from its surrounding leaves and right after harvesting to cut a proper sample for cell length and meristem length measurements.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">15 ml falcon tubes</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">The 15 ml falcon tubes are used for storing samples used for cell length measurements during sample clearing with absolute ethanol and lactic acid.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Eppendorf tubes</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">The eppendorf tubes are used for storing samples used for meristem length measurements in ethanol:acetic acid 3:1 (v:v) solution.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Gloves</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td>Latex gloves, which protect against corrosive reagents.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Acetic acid</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">CAUTION: Corrosive to metals, category 1 Skin corrosion, categories 1A,1B,1C Serious eye damage, category 1; Flammable liquids, categories 1,2,3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Absolute ethanol</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">CAUTION: Hazardous in case of skin contact (irritant), of eye contact (irritant), of inhalation. Slightly hazardous in case of skin contact (permeator), of ingestion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Lactic acid &#62;98%</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td>CAUTION: Corrosive to metals, category 1 Skin corrosion, categories 1A,1B,1C Serious eye damage, category 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">CAUTION: Acute toxicity (oral, dermal, inhalation), category 4 Skin irritation, category 2 Eye irritation, category 2 Skin sensitisation, category 1 Specific Target Organ Toxicity &#8211; Single exposure, category 3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Tris(hydroxymethyl)aminomethane hydrochloride (Tris-HCl)</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">This material can be an irritant, contact with eyes and skin should be avoided. Inhalation of dust may be irritating to the respiratory tract.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">4&#8242;,6-Diamidine-2&#8242;-phenylindole dihydrochloride (DAPI)</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">Cell permeable fluorescent minor groove-binding probe for DNA. Causes skin irritation. May cause an allergic skin reaction. May cause respiratory irritation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Ice</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">NA</td>
			<td>The DAPI solution has to be kept on ice.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Fluorescent microscope</td>
			<td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 from Zeiss or other</td>
			<td style="width:209px;"></td>
			<td>Any fluorescent microscope can be used for determining meristem length.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Microscopic slide</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Cover glass</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Tweezers</td>
			<td style="width:333px;">Any</td>
			<td style="width:209px;">Any</td>
			<td style="width:813px;">Tweezers are needed for unfolding the rolled maize leaf right after harvesting in order to cut a proper sample for cell length and meristem length measurements.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:315px;">Image-analysis software</td>
			<td>Axiovision (Release 4.8) from Zeiss</td>
			<td style="width:209px;">NA</td>
			<td style="width:813px;">The software can be downloaded at: http://www.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/axiovision.html. Other softwares such as ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/) could be used as well.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">Microscope equipped with DIC</td>
			<td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 from Zeiss or other</td>
			<td style="width:209px;"></td>
			<td>Any&#160; microscope, equipped with differential interference contrast (DIC) can be used to measure cell lengths.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:315px;">R statistical analysis software</td>
			<td>R Foundation for Statistical Computing</td>
			<td style="width:209px;">NA</td>
			<td>Open source; Could be downloaded at https://www.r-project.org/</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:315px;">R script</td>
			<td style="width:333px;">NA</td>
			<td style="width:209px;">NA</td>
			<td style="width:813px;">We use the kernel smoothing function locpoly of the Kern Smooth package (Wand MP, Jones MC.&#160; Kernel Smoothing: Chapman &#38; Hall/CRC (1995)). The script is available for Mac and Windows upon inquire with the corresponding author. We have versions for Mac and Windows.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

kinematic analysis of cell division and expansion: quantifying the cellular basis of growth and sampling developmental zones in zea mays leaves

Growth analyses are often used in plant science to investigate contrasting genotypes and the effect of environmental conditions. The cellular aspect of these analyses is of crucial importance, because growth is driven by cell division and cell elongation. Kinematic analysis represents a methodology to quantify these two processes. Moreover, this technique is easy to use in non-specialized laboratories. Here, we present a protocol for performing a kinematic analysis in monocotyledonous maize (Zea mays) leaves. Two aspects are presented: (1) the quantification of cell division and expansion parameters, and (2) the determination of the location of the developmental zones. This could serve as a basis for sampling design and/or could be useful for data interpretation of biochemical and molecular measurements with high spatial resolution in the leaf growth zone. The growth zone of maize leaves is harvested during steady-state growth. Individual leaves are used for meristem length determination using a DAPI stain and cell-length profiles using DIC microscopy. The protocol is suited for emerged monocotyledonous leaves harvested during steady-state growth, with growth zones spanning at least several centimeters. To improve the understanding of plant growth regulation, data on growth and molecular studies must be combined. Therefore, an important advantage of kinematic analysis is the possibility to correlate changes at the molecular level to well-defined stages of cellular development. Furthermore, it allows for a more focused sampling of specified developmental stages, which is useful in case of limited budget or time.

Burada, biz onların yaprak büyümesi açısından kuraklık stresi koşullarında (kuraklık,% 34 SWC) tabi sulak bitkiler (kontrol,% 54 toprak su içeriği, (SWC)) ve bitkiler arasındaki bir eşleşme göstermiştir. Tüm bitkiler ° C gündüz / gece, 300-400 μEm -2 sn-1 fotosentetik aktif radyasyon (PAR). Kuraklık 25 ° C / 18, kontrollü şartlar (16 saat gün / 8 saat gece altında bir büyütme odası içinde yetiştirilmiştir doğru SWC ulaştı ve daha...

Watch this Scientific Journal Video about Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves at JoVE.com

Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

Quantifying cell division and expansion is of crucial importance to the understanding of whole-plant growth. Here, we present a protocol to calculate cellular parameters determining maize leaf growth rates and highlight the use of these data for investigating molecular growth regulatory mechanisms by directing developmental stage-specific sampling strategies.

Hücre Bölünmesi ve Genişleme Kinematik Analizi: Büyüme ve Örnekleme Gelişim Bölgeleri Hücresel Temeli Quantifying<em&gt; Zea mays</em&gt; Yapraklar

Growth analyses are often used in plant science to investigate contrasting genotypes and the effect of environmental conditions. The cellular aspect of ...

kinematic-analysis-cell-division-expansion-quantifying-cellular-basis

Research

JoVE Journal

Biology

Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

10.8K Görüntüleme.  University of Antwerp. Quantifying cell division and expansion is of crucial importance to the understanding of whole-plant growth. Here, we present a protocol to calculate cellular parameters determining maize leaf growth rates and highlight the use of these data for investigating molecular growth regulatory mechanisms by directing developmental stage-specific sampling strategies. 

Video: Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

Video Bioinformatics Analysis of Human Embryonic Stem Cell Colony Growth

Because video data are complex and are comprised of many images, mining information from video material is difficult to do without the aid of computer software.  Video bioinformatics is a powerful quantitative approach for extracting spatio-temporal data from video images using computer software to perform dating mining and analysis. In this article, we introduce a video bioinformatics method for quantifying the growth of human embryonic stem cells (hESC) by analyzing time-lapse videos collected in a Nikon BioStation CT incubator equipped with a camera for video imaging. In our experiments, hESC colonies that were attached to Matrigel were filmed for 48 hours in the BioStation CT.  To determine the rate of growth of these colonies, recipes were developed using CL-Quant software which enables users to extract various types of data from video images.  To accurately evaluate colony growth, three recipes were created. The first segmented the image into the colony and background, the second enhanced the image to define colonies throughout the video sequence accurately, and the third measured the number of pixels in the colony over time.  The three recipes were run in sequence on video data collected in a BioStation CT to analyze the rate of growth of individual hESC colonies over 48 hours. To verify the truthfulness of the CL-Quant recipes, the same data were analyzed manually using Adobe Photoshop software. When the data obtained using the CL-Quant recipes and Photoshop were compared, results were virtually identical, indicating the CL-Quant recipes were truthful. The method described here could be applied to any video data to measure growth rates of hESC or other cells that grow in colonies. In addition, other video bioinformatics recipes can be developed in the future for other cell processes such as migration, apoptosis, and cell adhesion.  

Video bioinformatics is the automated processing, analysis, understanding, and data mining of biological spatio-temporal data extracted from microscopic videos. The purpose of this article is to demonstrate a method for measuring human embryonic stem cell colony growth using a video bioinformatics method.

Video Biyoinformatik İnsan Embriyonik Kök Hücre Colony Büyüme Analizi

Because video data are complex and are comprised of many images, mining information from video material is difficult to do without the aid of computer ...

Biyoloji

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

The pancreas controls vital functions of our body, including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar levels1. Although in the past decade many studies have contributed to a solid foundation for understanding pancreatic organogenesis, important gaps persist in our knowledge of early pancreas formation2. A complete understanding of these early events will provide insight into the development of this organ, but also into incurable diseases that target the pancreas, such as diabetes or pancreatic cancer. Finally, this information will generate a blueprint for developing cell-replacement therapies in the context of diabetes.
 During embryogenesis, the pancreas originates from distinct embryonic outgrowths of the dorsal and ventral foregut endoderm at embryonic day (E) 9.5 in the mouse embryo3,4. Both outgrowths evaginate into the surrounding mesenchyme as solid epithelial buds, which undergo proliferation, branching and differentiation to generate a fully mature organ2,5,6. Recent evidences have suggested that growth and differentiation of pancreatic cell lineages, including the insulin-producing &beta;-cells, depends on proper tissue-architecture, epithelial remodeling and cell positioning within the branching pancreatic epithelium7,8. However, how branching morphogenesis occurs and is coordinated with proliferation and differentiation in the pancreas is largely unknown. This is in part due to the fact that current knowledge about these developmental processes has relied almost exclusively on analysis of fixed specimens, while morphogenetic events are highly dynamic.
 Here, we report a method for dissecting and culturing mouse embryonic pancreatic buds ex vivo on glass bottom dishes, which allow direct visualization of the developing pancreas (Figure 1). This culture system is ideally devised for confocal laser scanning microscopy and, in particular, live-cell imaging. Pancreatic explants can be prepared not only from wild-type mouse embryos, but also from genetically engineered mouse strains (e.g. transgenic or knockout), allowing real-time studies of mutant phenotypes. Moreover, this ex vivo culture system is valuable to study the effects of chemical compounds on pancreatic development, enabling to obtain quantitative data about proliferation and growth, elongation, branching, tubulogenesis and differentiation. In conclusion, the development of an ex vivo pancreatic explant culture method combined with high-resolution imaging provides a strong platform for observing morphogenetic and differentiation events as they occur within the developing mouse embryo.

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

Here, we describe a method for isolation, culture and manipulation of mouse embryonic pancreas. This represents an excellent ex vivo system for studying various aspects of pancreatic development, including morphogenesis, differentiation and growth. Pancreatic bud explants can be cultured for several days and used in a range of different applications, including whole-mount immunofluorescence and live imaging.

Için bir sistem<em&gt; Ex vivo</emEmbriyonik Pankreas&gt; ekimi

The pancreas controls vital functions of our body,  including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar  levels1. Although in the ...

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Flow cytometry has been widely used to obtain information about DNA content in a population of cells, to infer relative percentages in different cell cycle phases. This technique has been successfully extended to the mitotic tissues of the model organism Drosophila melanogaster for genetic studies of cell cycle regulation in vivo. When coupled with cell-type specific fluorescent protein expression and genetic manipulations, one can obtain detailed information about effects on cell number, cell size and cell cycle phasing in vivo. However this live-cell method has relied on the use of the cell permeable Hoechst 33342 DNA-intercalating dye, limiting users to flow cytometers equipped with a UV laser. We have modified this protocol to use a newer live-cell DNA dye, Vybrant DyeCycle Violet, compatible with the more common violet 405nm laser. The protocol presented here allows for efficient cell cycle analysis coupled with cell type, relative cell size and cell number information, in a variety of Drosophila tissues. This protocol extends the useful cell cycle analysis technique for live Drosophila tissues to a small benchtop analyzer, the Attune Acoustic Focusing Cytometer, which can be run and maintained on a single-lab scale.

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

A protocol for cell cycle analysis of live Drosophila tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer is described. This protocol simultaneously provides information about relative cell size, cell number, DNA content and cell type via lineage tracing or tissue specific expression of fluorescent proteins in vivo.

Canlı Hücre Döngüsü Analizi<em&gt; Drosophila</emAkort Akustik Odaklama Sitometreyi ve Vybrant DyeCycle Violet DNA Leke kullanarak&gt; Dokular

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

Spermatogenez sitolojik analizi: Canlı ve Sabit Hazırlıklar<em&gt; Drosophila</em&gt; Testisler

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Isolation and Physiological Analysis of Mouse Cardiomyocytes

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force used to pump blood. Individual cardiomyocytes were first isolated over 40 years ago in order to better study the physiology and structure of heart muscle. Techniques have rapidly improved to include enzymatic digestion via coronary perfusion. More recently, analyzing the contractility and calcium flux of isolated myocytes has provided a vital tool in the cellular and sub-cellular analysis of heart failure. Echocardiography and EKGs provide information about the heart at an organ level only. Cardiomyocyte cell culture systems exist, but cells lack physiologically essential structures such as organized sarcomeres and t-tubules required for myocyte function within the heart. In the protocol presented here, cardiomyocytes are isolated via Langendorff perfusion. The heart is removed from the mouse, mounted via the aorta to a cannula, perfused with digestion enzymes, and cells are introduced to increasing calcium concentrations. Edge and sarcomere detection software is used to analyze contractility, and a calcium binding fluorescent dye is used to visualize calcium transients of electrically paced cardiomyocytes; increasing understanding of the role cellular changes play in heart dysfunction. Traditionally used to test drug effects on cardiomyocytes, we employ this system to compare myocytes from WT mice and mice with a mutation that causes dilated cardiomyopathy. This protocol is unique in its comparison of live cells from mice with known heart function and known genetics. Many experimental conditions are reliably compared, including genetic or environmental manipulation, infection, drug treatment, and more. Beyond physiologic data, isolated cardiomyocytes are easily fixed and stained for cytoskeletal elements. Isolating cardiomyocytes via perfusion is an extremely versatile method, useful in studying cellular changes that accompany or lead to heart failure in a variety of experimental conditions.

Individual cardiomyocytes from wild type and mutant mice can be isolated from the heart in order to study their contractility and calcium transients. This allows characterization of the contribution of cellular dysfunction to heart dysfunction from any cause.

Fare kardiyomiyositlerde İzolasyon ve Fizyolojik Analizi

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force ...

Reconstitution Of &#946;-catenin Degradation In Xenopus Egg Extract

Xenopus laevis egg extract is a well-characterized, robust system for studying the biochemistry of diverse cellular processes. Xenopus egg extract has been used to study protein turnover in many cellular contexts, including the cell cycle and signal transduction pathways1-3. Herein, a method is described for isolating Xenopus egg extract that has been optimized to promote the degradation of the critical Wnt pathway component, &beta;-catenin. Two different methods are described to assess &beta;-catenin protein degradation in Xenopus egg extract. One method is visually informative ([35S]-radiolabeled proteins), while the other is more readily scaled for high-throughput assays (firefly luciferase-tagged fusion proteins). The techniques described can be used to, but are not limited to, assess &beta;-catenin protein turnover and identify molecular components contributing to its turnover. Additionally, the ability to purify large volumes of homogenous Xenopus egg extract combined with the quantitative and facile readout of luciferase-tagged proteins allows this system to be easily adapted for high-throughput screening for modulators of &beta;-catenin degradation.

Reconstitution Of &#946;-catenin Degradation In Xenopus Egg Extract

A method is described for analyzing protein degradation using radiolabeled and luciferase-fusion proteins in Xenopus egg extract and its adaptation for high-throughput screening for small molecule modulators of protein degradation.

Β-katenin Bozulması Of Sulandırma<em&gt; Xenopus</em&gt; Yumurta Özü

Xenopus laevis egg extract is a well-characterized, robust system for studying the biochemistry of diverse cellular processes. Xenopus egg extract has ...

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here protocols are presented for preparing embryos and adult C. elegans animals for short- and long-term time-lapse microscopy and methods for tracking and quantification of developmental processes. The methods presented are all based on C. elegans strains available from the Caenorhabditis Genetics Center and on open-source software that can be easily implemented in any laboratory independently of the microscopy system used. A reconstruction of a 3D cell-shape model using the modelling software IMOD, manual tracking of fluorescently-labeled subcellular structures using the multi-purpose image analysis program Endrov, and an analysis of cortical contractile flow using PIVlab (Time-Resolved Digital Particle Image Velocimetry Tool for MATLAB) are shown. It is discussed how these methods can also be deployed to quantitatively capture other developmental processes in different models, e.g., cell tracking and lineage tracing, tracking of vesicle flow.

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

Gelişim Süreçleri İzleme ve nicel<em&gt; C. elegans</em&gt; Açık kaynak Araçlarını Kullanma

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here ...

A Morphometric and Cellular Analysis Method for the Murine Mandibular Condyle

The temporomandibular joint (TMJ) has the capacity to adapt to external stimuli, and loading changes can affect the position of condyles, as well as the structural and cellular components of the mandibular condylar cartilage (MCC). This manuscript describes methods for analyzing these changes and a method for altering the loading of the TMJ in mice (i.e., compressive static TMJ loading). The structural evaluation illustrated here is a simple morphometric approach that uses the Digimizer software and is performed in radiographs of small bones. In addition, the analysis of cellular changes leading to alterations in collagen expression, bone remodeling, cell division, and proteoglycan distribution in the MCC is described. The quantification of these changes in histological sections - by counting the positive fluorescent pixels using image software and measuring the distance mapping and stained area with Digimizer - is also demonstrated. The methods shown here are not limited to the murine TMJ, but could be used on additional bones of small experimental animals and in other regions of endochondral ossification.

This manuscript presents methods for analyzing morphometric and cellular changes within the mandibular condyle of rodents.

Bir xarakteristikaları ve fare çene kemiğinde düzgün için hücresel analiz yöntemi

The temporomandibular joint (TMJ) has the capacity to adapt to external stimuli, and loading changes can affect the position of condyles, as well as the ...

Analysis of Beta-cell Function Using Single-cell Resolution Calcium Imaging in Zebrafish Islets

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to hyperglycemia and severe, life-threatening consequences. Understanding how the beta-cells operate under physiological conditions and what genetic and environmental factors might cause their dysfunction could lead to better treatment options for diabetic patients. The ability to measure calcium levels in beta-cells serves as an important indicator of beta-cell function, as the influx of calcium ions triggers insulin release. Here we describe a protocol for monitoring the glucose-stimulated calcium influx in zebrafish beta-cells by using GCaMP6s, a genetically encoded sensor of calcium. The method allows monitoring the intracellular calcium dynamics with single-cell resolution in ex vivo mounted islets. The glucose-responsiveness of beta-cells within the same islet can be captured simultaneously under different glucose concentrations, which suggests the presence of functional heterogeneity among zebrafish beta-cells. Furthermore, the technique provides high temporal and spatial resolution, which reveals the oscillatory nature of the calcium influx upon glucose stimulation. Our approach opens the doors to use the zebrafish as a model to investigate the contribution of genetic and environmental factors to beta-cell function and dysfunction.

Beta-cell functionality is important for blood-glucose homeostasis, which is evaluated at single-cell resolution using a genetically encoded reporter for calcium influx.

Zebra balığı adacıkları tek hücreli çözünürlük kalsiyum Imaging'i kullanma Beta hücre fonksiyonu Analizi

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to ...

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, host-symbiont interactions, speciation, and venom synthesis. Despite the availability of several molecular tools, including CRISPR/Cas9, functional genetic studies are still limited in this organism. The major limitation of applying CRISPR/Cas9 technology in N. vitripennis stems from the challenges of embryonic microinjections. Injections of embryos are particularly difficult in this organism and in general in many parasitoid wasps, due to small embryo size and the requirement of a host pupa for embryonic development. To address these challenges, Cas9 ribonucleoprotein complex delivery into female&#160;ovaries by adult injection, rather than embryonic microinjection, was optimized, resulting in both somatic and heritable germline edits. The injection procedures were optimized in pupae and female wasps using either ReMOT Control (Receptor-Mediated Ovary Transduction of Cargo) or BAPC (Branched Amphiphilic Peptide Capsules). These methods are shown to be effective alternatives to embryo injection, enabling site-specific and heritable germline mutations.

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Here, we describe methods for efficient pupal and adult injections in Nasonia vitripennis as accessible alternatives to embryo microinjection, enabling functional analysis of genes of interest using either RNA-silencing via RNA interference (RNAi) or gene knockout via CRISPR/Cas9 genome editing.

Nasonia vitripennis'te RNAi ve CRISPR Gen Düzenleme için Pupal ve Yetişkin Enjeksiyonları

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, ...