Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (XY Sun'a 82101249 NO'lu hibe), Çin Doktora Sonrası Araştırma Vakfı (XY Sun'a hibe NO. 2022M722125). Şangay Yelken Programı (SH Chen'e hibe NO. 21YF1425100). Şanghay Belediye Sağlık Komisyonu Klinik Araştırma Özel Projesi (J Zhou'ya 202340088 numaralı hibe). Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (X Zhang'a 82101262 NO'lu hibe, SH Chen'e 82101287 NO'lu hibe).

Tüm hayvan deneyleri, Hayvan Araştırmaları Raporlama İn Vivo Deneyleri (ARRIVE) kılavuzlarına ve Ulusal Sağlık Enstitüleri Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'na uygun olarak yürütülmüştür. Bu çalışma, Şanghay Jiaotong Üniversitesi Tıp Fakültesi, Renji Hastanesi Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanmıştır. Bu çalışma için sekiz haftalık C57BL / 6J erkek fareler kullanıldı. Hayvanlar ticari olarak elde edildi (Malzeme Tablosuna bakınız) ve standart kafeslerde (22 °C ± 2 °C, 12 saat/12 saat aydınlık/karanlık döngüsü, yiyecek ve su ad libitum) barındırıldı.
1. Hedef beyin bölgelerinin seçimi
NOT: Bu steril bir işlemdir. Tüm cerrahi aletlerin sterilize edildiğinden emin olun. Cerrahi aletlerle temas etmeden önce eldivenlere alkol püskürtün. Aletlerin ucuna veya cerrahi bölgeye eldivenle dokunmaktan kaçının. Prosedüre başlamadan önce, doğru reflekslerin kaybını ve kutanöz stimülasyona yanıt verilmemesini kontrol ederek farenin yeterince uyuşturulduğundan emin olun. Delme ve enjeksiyondan önce, solunum hızını (dakikada 60-220 nefes, dakikada ortalama 100-150 nefes) ve solunum genliğini (tutarlı olmalı ve aşırı sığ veya derin olmamalıdır) yakından izleyin. Solunum hızı veya genliğindeki herhangi bir önemli değişiklik not edilmelidir.
<ol><li>Fareyi 29 G'lik bir iğne kullanarak% 1.25 tribromoetanol (250 mg / kg) intraperitoneal enjeksiyonu ile uyuşturun. Doğrultma refleksi ortadan kalktığında kafatasındaki kılları tıraş edin. Üst kesici dişleri bir burun kelepçesi ile sabitleyerek ve iki kulak çubuğu kullanarak başı sabitleyerek fareyi stereotaksik çerçeveye sabitleyin ( Malzeme Tablosuna bakın).</li>
	<li>Göz kuruluğunu önlemek için oftalmik merhem sürün. Saç derisini Anerdian (dezenfektan solüsyonu; Malzeme Tablosuna bakınız) ile üç kez sürünerek dezenfekte edin. Lokal analjezi sağlamak için 29 G insülin iğnesi kullanarak deri altına 0.2 mL% 1 lidokain enjekte edin.</li>
	<li>Kafatasını ortaya çıkarmak için göz makası kullanarak 0,5 cm'lik bir kesi yapın. Periosteumu çıkarmak için açıkta kalan kafatasını ovalamak için% 3 H2O2 ile batırılmış bir pamuklu çubuk kullanın. Kafatasının kurumasını bekleyin.</li>
	<li>Matkabı stereotaksik alete takın. Bir büyüteç yardımıyla matkap ucunu tam olarak bregma'ya konumlandırmak için stereotaksik kolların düğmelerini ayarlayın ve LCD dijital ekranı kullanarak z ekseni değerini kaydedin.<ol><li>Düğmeleri ayarlayın ve matkap ucunu lambdaya yerleştirin ve z ekseninin değerini kaydedin. Burun kelepçesini ve kulak çubuklarını iki z değerini daha yakın hale getirecek şekilde ayarlayın ve iki z değeri arasındaki fark 0,1 mm'den az olana kadar yukarıdaki adımları tekrarlayın. NOT: LCD dijital ekrandaki x, y ve z eksenleri sırasıyla mediolateral (ML), anteroposterior (AP) ve dorsoventral (DV) eksenlere karşılık gelir. İki z değeri arasındaki fark 0,1 mm'den az olduğunda, bregma ve lambda'nın aynı yatay düzlemde olduğu düşünülebilir.</li>
	</ol></li>
	<li>Beynin sol-sağ düzlüğünden emin olun. Stereotaksik çerçeveye bağlı kulak çubuklarını aynı ölçekte ayarlayın. Örneğin laterodorsal tegmental çekirdeği, ventral kısmı (LDTgV) ele alalım; Paxinos ve Franklin'in fare beyin atlası16'ya göre stereotaksik koordinatları x için -5.2, y için +0.8, z için -4.0'dır.<ol><li>Dorsal-ventral yönde z değerini ölçmek için matkabı (-5.2, +0.8) yapmak için kulak çubuğunu ayarlayın ve z değerini ölçmek için matkabı (-5.2, -0.8) konumuna getirin. NOT: İki z değeri arasındaki fark 0,2 mm'den az olduğunda sol-sağ eşit seviyede kabul edilir. Dış kulak içi kulak eti simetrik olduğu için kulak bantlarının doğru yere yerleştirilmesi gerekir. İki z değeri arasındaki fark 0,5 mm'den fazlaysa, kulak çubuğu yanlış yere takılmış olabilir.</li>
	</ol></li>
	<li>Matkabı tekrar bregma'ya yerleştirin ve LCD dijital ekrandaki üç koordinatı sıfıra ayarlayın. Referans koordinatlarını kullanarak matkabı ilgilenilen bölgenin üzerine yerleştirin. Matkabı başlatın.<ol><li>Dikey kolu kullanarak matkabı kafatasına nüfuz edene kadar kademeli olarak indirin. Pamuklu çubuklar kullanarak kalıntıları ve kanı temizleyin. NOT: Beyin dokusuna zarar vermemeye dikkat edin.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Boya çözeltisinin hazırlanması ve beyin mikroenjeksiyonu
<ol><li>Bromofenol mavisi içeren 25 μL SDS-PAGE yükleme tamponunu (Malzeme Tablosuna bakınız) 200 μL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne alın. Boya çözeltisini hazırlamak için tüpe 50 μL ddH2O ekleyin.</li>
	<li>Kafatası penceresini tuzlu suyla nemlendirilmiş pamuklu bir bezle örtün. Salini tekrar tekrar aspire ederek ve dışarı atarak mikroşırınga açıklığını sağlayın. Mikro şırıngaya 0,3 μL boya yükleyin. Şırıngayı ve motorlu stereotaksik mikroenjektörü stereotaksik kola takın.</li>
	<li>Şırınga ucunu bregma'ya yerleştirin ve LCD dijital ekranda koordinatları sıfıra ayarlayın. İğneyi referans koordinatlarına göre ilgilenilen bölgeye göre ayarlayın. Enjeksiyon hızını 0,1 μL/dk'ya ayarlayın ve motorlu mikroenjektörü çalıştırarak hedef bölgeye 0,3 μL mavi boya verin. Enjektörü yavaşça çekmeden önce şırıngayı en az 10 dakika yerinde bırakın. NOT: Yakın konumdaki bölgeleri ayırt etmek için aynı farelerde farklı renk boyalar kullanılabilir. Diğer boyaları fiziksel özelliklerine göre uygun konsantrasyonlar için test edin. Tıkanmaları önlemek için bromofenol mavisi formülünün kullanılması ve kullanımdan önce ve sonra şırınganın iyice durulanması önerilir. Enjeksiyon hacimlerini boya difüzyonuna göre ayarlayın.</li>
</ol>3. Beyin dokusu hasadı ve kriyoseksiyon
<ol><li>Fareyi stereotaksik çerçeveden serbest bırakın. Fareyi 29 G'lik bir iğne kullanarak 50 mg / kg pentobarbital sodyum intraperitoneal enjeksiyonu ile uyuşturun. Fareyi bantlı bir köpük tahtaya sabitleyin.</li>
	<li>Hızlı boğulmaya neden olmak için toraksın her iki tarafını da açın. Sağ atriyal apendikste 1-2 mm'lik bir kesi yapın. Sol ventriküle bir infüzyon iğnesi yerleştirin. 20 mL önceden soğutulmuş salin ve 20 mL buzlu% 4 paraformaldehit çözeltisi demleyin.</li>
	<li>Fareyi doku diseksiyon makasıyla dekapitasyon yapın (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek). Boyundan buruna kadar orta hat boyunca bir kesi yaparak cildi çıkarın ve ardından kafatasını ortaya çıkarın. Forseps veya makasla kafatasındaki artık kasları temizleyin.</li>
	<li>İnce makasın bir bıçağının ucunu, foramen magnum ile beyin arasına, keskin kenarı kemiğe bakacak şekilde, orta sagital sütürün rostral ucuna yerleştirin. Kafatasını orta sagital sütür boyunca kaydırmaya ve kesmeye devam edin. Kafatasını çıkarmak için forseps kullanın ve açıkta kalan beyni ortaya çıkarın. NOT: Operasyon sırasında beyne herhangi bir zarar vermemek için dikkatli olun. Kemik parçalarını çıkarmadan önce, kafatasına yapışmış olabilecek meninksleri dikkatlice soyun. Bu önlem, işlem sırasında beyin dokusunun yanlışlıkla kesilmesini önlemek için çok önemlidir.</li>
	<li>Döner mikrotom kriyostatının gücünü açın ( Malzeme Tablosuna bakın) ve oda sıcaklığını -20 °C'ye ayarlayın. Numune diskinin yüzeyini eşit şekilde kaplamak için biraz OCT bileşiği dökün. Kriyo odasına yerleştirin ve OCT'nin katılaşmasına izin verin.</li>
	<li>Diski numune kafasına takın. Bıçağı bloğa yaklaştırın ve diske paralel düz bir düzlem oluşturmak için OCT bloğunu kesin.</li>
	<li>Beyni, bir tıraş bıçağı ile bir beyin dilimi kalıbında enjeksiyon bölgesinden uzakta koronal bir yönde kesin. Enjeksiyon bölgesini içeren beyin dokusunu, kesik tarafı aşağı bakacak şekilde OCT düz düzlemine yerleştirin.<ol><li>OCT'yi beynin üzerine dökün ve diski kriyo odasına koyun, böylece numune bloğunun katılaşmasına izin verin. Beyin OCT ile tamamen gömülü olana kadar OCT'yi tekrar tekrar beyne dökün. NOT: OCT bileşiğini katman katman ekleyin. Önceki OCT tabakası dondurulduktan sonra, sonraki OCT bileşiği tabakasını beynin üzerine dökün.</li>
	</ol></li>
	<li>Hedef bölge yaklaşana kadar numune bloğunu kesin. Enjeksiyon bölgesi seviyesinden birkaç bölüm yapın. Koronal beyin dilimlerini, -20 ° C'de tutulan küçük bir yazı fırçası kullanarak oda sıcaklığında PBS içeren 6 oyuklu bir plakaya toplayın. NOT: Bloğu kesmek için kesme kalınlığını daha büyük bir kalınlığa ayarlayın ve ardından bıçak enjeksiyon bölgesine yaklaşırken kesme kalınlığını 40 μm'ye ayarlayın. Nöral devre izleyicileri kullanılırsa, fareler hemen feda edilmez. Anesteziden kurtulmak için fareyi steril, ameliyat sonrası bir kurtarma kafesine bir ısıtma battaniyesi üzerine yerleştirin. Fareleri uyandıktan sonra orijinal kafese veya yeni bir kafese geri koyun.</li>
</ol>4. Görüntüleme
<ol><li>OCT'yi oda sıcaklığında PBS ile yıkayın. Beyin bölümlerini almak ve bir slayta yerleştirmek için bir fırça kullanın. Bölümlerin oda sıcaklığında kurumasına izin verin.</li>
	<li>Enjekte edilen bölgeyi görsel olarak gözlemleyin veya hedef çekirdekler çok küçük olduğunda mikroskop kullanın. Enjekte edilen boyanın yerini beyin atlasındaki ilgili bölge ile karşılaştırın. NOT: x, y ve z eksenlerinin değerlerini, enjeksiyon noktası sapmasının yönüne ve mesafesine göre ayarlayın. Koordinatları doğru bir şekilde belirlemek için bu protokoldeki tüm adımları birden çok kez tekrarlamak gerekebilir.</li>
</ol>

Farelerde Stereotaksik Mikroenjeksiyon Doğruluğunu Optimize Etme

<ol>
	<li>Liu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain-derived+neurotrophic+factor-mediated+projection-specific+regulation+of+depressive-like+and+nociceptive+behaviors+in+the+mesolimbic+reward+circuitry.">Brain-derived neurotrophic factor-mediated projection-specific regulation of depressive-like and nociceptive behaviors in the mesolimbic reward circuitry.</a> Pain. 159 (1), 175 (2018).</li><li>Gan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-specific+pain+relief+pathways+originating+from+primary+motor+cortex.">Layer-specific pain relief pathways originating from primary motor cortex.</a> Science. 378 (6626), 1336-1343 (2022).</li><li>Laing, B. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anterior+hypothalamic+parvalbumin+neurons+are+glutamatergic+and+promote+escape+behavior.">Anterior hypothalamic parvalbumin neurons are glutamatergic and promote escape behavior.</a> Curr Biol. 33 (15), 3215-3228 (2023).</li><li>Perens, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+3D+mouse+brain+atlas+framework+with+the+skull-derived+coordinate+system.">Multimodal 3D mouse brain atlas framework with the skull-derived coordinate system.</a> Neuroinformatics. 21 (2), 269-286 (2023).</li><li>Adhikari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basomedial+amygdala+mediates+top-down+control+of+anxiety+and+fear.">Basomedial amygdala mediates top-down control of anxiety and fear.</a> Nature. 527 (7577), 179-185 (2015).</li><li>Tao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Projections+from+infralimbic+cortex+to+paraventricular+thalamus+mediate+fear+extinction+retrieval.">Projections from infralimbic cortex to paraventricular thalamus mediate fear extinction retrieval.</a> Neurosci Bull. 37 (2), 229-241 (2021).</li><li>Haggerty, D. L., Grecco, G. G., Reeves, K. C., Atwood, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+viral+vectors+in+neuroscience+research.">Adeno-associated viral vectors in neuroscience research.</a> Mol Ther Methods Clin Dev. 17, 69-82 (2020).</li><li>Ansarifar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+volume+and+expression+time+in+an+aav-delivered+channelrhodopsin.">Impact of volume and expression time in an aav-delivered channelrhodopsin.</a> Mol Brain. 16 (1), 77 (2023).</li><li>Gonzalez, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure-guided+AAV+capsid+evolution+strategies+for+enhanced+CNS+gene+delivery.">Structure-guided AAV capsid evolution strategies for enhanced CNS gene delivery.</a> Nat Protoc. 18 (11), 3413-3459 (2023).</li><li>Sun, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+parallel+medial+prefrontal+cortex-amygdala+pathways+mediate+memory+deficits+via+glutamatergic+projection+in+surgery+mice.">Two parallel medial prefrontal cortex-amygdala pathways mediate memory deficits via glutamatergic projection in surgery mice.</a> Cell Rep. 42 (7), 112719 (2023).</li><li>Koren, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insular+cortex+neurons+encode+and+retrieve+specific+immune+responses.">Insular cortex neurons encode and retrieve specific immune responses.</a> Cell. 184 (25), 6211 (2021).</li><li>Poller, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+motor+and+fear+circuits+regulate+leukocytes+during+acute+stress.">Brain motor and fear circuits regulate leukocytes during acute stress.</a> Nature. 607 (7919), 578-584 (2022).</li><li>Huang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+visual+circuit+related+to+habenula+underlies+the+antidepressive+effects+of+light+therapy.">A visual circuit related to habenula underlies the antidepressive effects of light therapy.</a> Neuron. 102 (1), 128-142 (2019).</li><li>Hu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+visual+circuit+related+to+the+periaqueductal+gray+area+for+the+antinociceptive+effects+of+bright+light+treatment.">A visual circuit related to the periaqueductal gray area for the antinociceptive effects of bright light treatment.</a> Neuron. 110 (10), 1712-1727 (2022).</li><li>Du, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directed+stepwise+tracing+of+polysynaptic+neuronal+circuits+with+replication-deficient+pseudorabies+virus.">Directed stepwise tracing of polysynaptic neuronal circuits with replication-deficient pseudorabies virus.</a> Cell Rep Methods. 3 (6), 100506 (2023).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The mouse brain in stereotaxic coordinates. 2nd ed. , (2001).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip çıkar beyan etmezler.

Bu makale, stereotaksik beyin enjeksiyonlarının 5,6 doğruluğunu viral izlemeden önce daha hızlı ve basit bir şekilde doğrulamak için istikrarlı bir strateji tanımlamıştır, ancak beyin bölgesindeki raportör gen ekspresyonunun yeri doldurulamaz yönü, beyin bölgesi etiketlemesi için çok önemlidir. Kullandığımız mavi boya, enjeksiyon bölgesinin hemen görselleştirilmesine izin verdi.
Bu protokoldeki birkaç kri...

İn vivo kalsiyum kaydı, optogenetik ve kemogenetik araçlar dahil olmak üzere neredeyse tüm modern nöromodülasyon araçları, nöral manipülasyonun temelini oluşturan beyin ilgi alanını 1,2,3 hedeflemek için stereotaksik koordinatların kullanılmasını gerektirir. Fare beyin bölgeleri için stereotaksik koordinatlar, kafatası üzerindeki kemikli yer işaretleri olan bregma ve lambda ile ilişkili olarak tanımlanır ve kafatasından türetilmiş stereotaksik koordinat sistemini oluşturur. Ya bregma ya da lambda, üç boyutlu koordinatların sıfır noktası olarak hizmet edebilir. Üç eksen anteroposterior (AP), mediolateral (ML) ve dorsoventral (DV) olup, stereotaksik aletlerin dijital ekranında y, x ve z eksenlerini temsil eder. İyi bilinen beyin bölgeleri için, belirli bir alanın stereotaksik koordinat parametreleri, fare beyin atlaslarından4 (örneğin, stereotaksik koordinatlarda Paxinos ve Franklin'in fare beyni) ve/veya yayınlanmış literatürden 5,6 elde edilebilir. Bununla birlikte, stereotaksik ekipmandaki farklılıklar ve farklı araştırmacılar tarafından kullanılan farelerin yaşı / popülasyonları nedeniyle daha fazla doğrulama gereklidir.
Yapı, işlevin temelidir. Nöral devreler, bilişsel aktiviteler, duygu, hafıza, duyusal ve motor işlevler gibi birçok beyin fonksiyonunun temelini oluşturur1. Nöral devrelerin yapısını etiketlemek ve aktivitesini manipüle etmek, belirli bir nöral devrenin işlevini anlamak için hayati önem taşır. Geçtiğimiz on yıllar boyunca, nöral izleyiciler birçok nesil boyunca gelişti; erken araştırmalar, buğday tohumu aglütinini (WGA) ve phaseolus vulgaris aglütinini (PHA) anterograd izleyiciler olarak ve florogold (FG), kolera toksin alt birimi B (CTB), karbosiyanin retrograd izleyiciler olarak kabul edildi. Bununla birlikte, viral izleyicilerin aksine, bu geleneksel nöral izleyiciler, eksojen genleri konakçıya entegre edemezler ve hücre tipi seçiciliğine sahip değildirler. Günümüzde, viral strateji, temel sinirbilim araştırmaları sırasında önemli bir öneri haline gelmiştir. Farklı araştırma amaçları için çeşitli viral araçlar seçilebilir 7,8. Transsinaptik olmayan virüsler, trans-multisinaptik virüsler (retrograd ve anterograd) ve trans-monosinaptik virüsler (retrograd ve anterograd) vardır. Her kategori, ilgili özelliklere sahip birkaç tür içerir.
Viral uygulama ve ekspresyon süreci oldukça zaman ve kaynak yoğundur, genellikle haftalar veya daha uzun sürer. Çeşitli viral vektörler arasında, adeno-ilişkili virüs, deneysel prosedür için enjeksiyondan 3 ila 8 hafta sonra geniş bir pencere sağlayarak, gen iletimi için umut verici bir araç olarak tanımlanmıştır 7,8. AAV geliştikçe, uygulamadan 2-3 hafta sonra analiz yapılabilir 9,10. Yalancı kuduz virüsü (PRV) ve kuduz virüsü (RV) gibi diğer nöral devre izleyicileri de en az 2-7 günlük bir izleme süresi gerektirir 11,12,13,14,15. Bu nedenle, floresan sinyallerini gözlemlemeden önce enjeksiyon bölgesinin ön doğrulaması hem zaman hem de maliyet açısından etkilidir.
Stereotaksik enjeksiyonların basit ve hızlı bir şekilde doğrulanmasını kolaylaştırmak için, bu çalışmada, viral vektörlerden önce bir boya uygulanır ve kriyoseksiyon, araştırmacıların enjeksiyon bölgesini gözlemlemelerini ve enjeksiyondan sonraki 30 dakika içinde izlemelerini sağlar.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.0 &#181;L, Neuros Syringe, Model 7001 KH, 32 G, Point Style 3</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>65458-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 &#956;L pipette tips</td>
			<td>biosharp</td>
			<td>BS-200-T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL syringe</td>
			<td>Kindly group</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3%H2O2 solution</td>
			<td>Lircon Company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well plate</td>
			<td>Shengyou Biotech</td>
			<td>20006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anerdian</td>
			<td>Likang High-tech</td>
			<td>31001002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti roll plate</td>
			<td>Leica</td>
			<td>14047742497</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD insulin syringe</td>
			<td>Becton,Dickinson and Company</td>
			<td>328421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bend toothed dissecting forceps</td>
			<td>Jinzhong</td>
			<td>JD1050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cellsens dimension software</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swab</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>23-400-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dapi-Fluoromount-G</td>
			<td>Southernbiotech</td>
			<td>0100-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill</td>
			<td>Longxiang</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine brushes</td>
			<td>HWAHONG</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine scissors</td>
			<td>Jinzhong</td>
			<td>y00030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent microscopy</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>BX63</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>freezing microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM1950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic forceps straight with tooth</td>
			<td>Jinzhong</td>
			<td>J31010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infusion needle 0.7 mm</td>
			<td>Kindly group</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine hydrochloride injection</td>
			<td>Harvest Pharmaceutical Company</td>
			<td>71230803</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnifying glass</td>
			<td>M&#38;G Chenguang Stationery</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male C57/BL mice</td>
			<td>The Shanghai Institute of Planned Parenthood Research&#8211;BK Laboratory</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice coronal brain slice mold</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>68713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tube</td>
			<td>biosharp</td>
			<td>BS-02-P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome blades</td>
			<td>Leica</td>
			<td>819</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment</td>
			<td>Cisen Pharmaceutical Company</td>
			<td>G23HDM9M4S5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraformaldehyde</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BL539A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pumps</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>70-4507</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G4202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Piette 2-200 &#956;L</td>
			<td>thermofisher</td>
			<td>4642080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SDS-PAGE sample loading containing bromophenol blue</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>P0015A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaving blades</td>
			<td>BFYING</td>
			<td>91560618</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides</td>
			<td>Citotest Scientific</td>
			<td>188105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>68807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight toothed dissecting forceps</td>
			<td>Jinzhong</td>
			<td>JD1060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Holder</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>68206</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue scissors</td>
			<td>Jinzhong</td>
			<td>J21040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek O.C.T compound</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tribromoethanol</td>
			<td>Aibei Biotechnology</td>
			<td>M2910</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preliminary validation of stereotaxic injection coordinates via cryosectioning

Belirli bir beyin bölgesinin stereotaksik enjeksiyonu, temel sinirbilimde temel bir deneysel teknik oluşturur. Araştırmacılar genellikle stereotaksik enjeksiyon parametreleri seçimlerini fare beyin atlaslarına veya çeşitli popülasyonlar / yaşlarda fareler ve farklı stereotaksik ekipman kullanan yayınlanmış materyallere dayandırırlar ve bu da stereotaksik koordinat parametrelerinin daha fazla doğrulanmasını gerektirir. Kalsiyum görüntüleme, kemogenetik ve optogenetik manipülasyonların etkinliği, genellikle birkaç haftalık çaba gerektiren, ilgilenilen bölgedeki raportör genlerin kesin ifadesine dayanır. Bu nedenle, hedef beyin bölgesinin koordinatlarının önceden doğrulanmaması zaman alıcı bir iştir. Virüs yerine uygun bir boya kullanarak ve kriyoseksiyon uygulayarak, araştırmacılar boya uygulamasından hemen sonra enjeksiyon bölgesini gözlemleyebilirler. Bu, gerçek enjeksiyon bölgesi ile teorik konum arasında tutarsızlıkların olduğu durumlarda koordinat parametrelerinde zamanında ayarlamalar yapılmasını kolaylaştırır. Bu tür ayarlamalar, sonraki deneylerde hedef bölge içindeki viral ekspresyonun doğruluğunu önemli ölçüde artırır.

Bu çalışma, gösterilen yöntemi kullanarak enjeksiyon bölgesini 30 dakika içinde başarıyla tanımladı. Başlangıçta, bromofenol mavisi içeren bir SDS-PAGE numune yükleme çözeltisi, C57 / BL farelerinde LDTgV'ye enjekte edildi. Şekil 1A , boya çözeltisi enjeksiyonunun şematik bir gösterimini göstermektedir. LDTgV'deki mavi boyanın dağılımı Şekil 1B'de gösterilmiştir.
Bromofenol mavisi ayrıca bu protokolün...

Yazar Spotlight: Stereotaksik Enjeksiyon ve Uygun Maliyetli Boyalar Yoluyla Farelerde Bilişsel Bozukluk Araştırmalarının Hızlandırılması

Mevcut protokol, boyalar ve donmuş kesitler kullanarak viral izleme yapmadan önce stereotaksik enjeksiyon koordinatlarının doğrulama adımını hızlandırmak için pratik bir stratejiyi açıklamaktadır.

Kriyoseksiyon Yoluyla Stereotaksik Enjeksiyon Koordinatlarının Ön Doğrulaması

Stereotaxic injection of a specific brain region constitutes a fundamental experimental technique in basic neuroscience. Researchers commonly base their ...

Araştırmamız öncelikle farelerde bilişsel bozukluğun altında yatan nöral devre mekanizmasını araştırmaya odaklanmaktadır. Ve bu çalışmalarda sıklıkla beyin stereotaksik tekniklerini kullanıyoruz. Amacımız, boyaların kullanıldığı stereotaksik enjeksiyon bölgeleri için doğrulama sürecini optimize etmek ve hızlandırmak, bunun basit ve hızlı bir prosedür haline gelmesini sağlamaktır.Virüsün stereotaksik enjeksiyonu yoluyla sinirbilim araştırmalarında çeşitli stratejiler çok önemli hale gelmiştir. Bunu, tamamlanması birkaç hafta süren bir süreç olan enjeksiyon bölgelerini doğrulamak için doku dilimindeki floresan belirteçlerin gözlemlenmesi takip eder. Protokolümüz, en az üç günlük dehidrasyon süresinden tasarruf ederek ve enjeksiyon bölgelerinin daha hızlı tanımlanması için uygun maliyetli bir boya kullanarak diğer tekniklere göre avantajlar sunar.Ön doğrulama olmamasına kıyasla haftalar kazandırabilir.

preliminary-validation-stereotaxic-injection-coordinates-via

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Preliminary Validation of Stereotaxic Injection Coordinates via Cryosectioning

928 Görüntüleme.  Shanghai Jiaotong University, School of Medicine. Araştırmamız öncelikle farelerde bilişsel bozukluğun altında yatan nöral devre mekanizmasını araştırmaya odaklanmaktadır. Ve bu çalışmalarda sıklıkla beyin stereotaksik tekniklerini kullanıyoruz. Amacımız, boyaların kullanıldığı stereotaksik enjeksiyon bölgeleri için doğrulama sürecini optimize etmek ve hızlandırmak, bunun basit ve hızlı bir prosedür haline gelmesini sağlamaktır.Virüsün stereotaksik enjeksiyonu yoluyla sinirbilim araştırmaların...

Video: Yazar Spotlight: Stereotaksik Enjeksiyon ve Uygun Maliyetli Boyalar Yoluyla Farelerde Bilişsel Bozukluk Araştırmalarının Hızlandırılması

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

Tarafından Embriyonik ve Erişkin Nöral Kök Hücre Genişletme<em&gt; In Utero</em&gt; Elektroporasyon veya Viral Stereotaksik Enjeksiyon

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Nörobilim

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

Fare Omurilik Koşullu Gen Manipülasyon için bir Viral Vector Stereotaksik Enjeksiyon

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill), using industry standard stepper motors and CNC controlling software. Each axis has variable speed control and may be operated simultaneously or independently. The robot&#39;s flexibility and open coding system (g-code) make it capable of performing custom tasks that are not supported by commercial systems. Its applications include, but are not limited to, drilling holes, sharp edge craniotomies, skull thinning, and lowering electrodes or cannula. In order to expedite the writing of g-coding for simple surgeries, we have developed custom scripts that allow individuals to design a surgery with no knowledge of programming. However, for users to get the most out of the motorized stereotax, it would be beneficial to be knowledgeable in mathematical programming and G-Coding (simple programming for CNC machining).
The recommended drill speed is greater than 40,000 rpm. The stepper motor resolution is 1.8&#176;/Step, geared to 0.346&#176;/Step. A standard stereotax has a resolution of 2.88 &#956;m/step. The maximum recommended cutting speed is 500 &#956;m/sec. The maximum recommended jogging speed is 3,500 &#956;m/sec. The maximum recommended drill bit size is HP 2.

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (computer numeric controlled; CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill).

Bir Açık kaynak Robotik Stereotaksik Enstrüman Bina

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

Designing, Packaging, and Delivery of High Titer CRISPR Retro and Lentiviruses via Stereotaxic Injection

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique has been widely used to encode fluorescent proteins, opto- or chemo-genetic controllers of cell activity, or heterologous expression of human genes in model organisms. These viruses have also successfully been used to deliver recombinases to relevant target sites in transgenic animals, or even deliver small hairpin or micro RNAs in order to manipulate gene expression. While these techniques have been fruitful, they rely on transgenic animals (recombinases) or frequently lack high efficacy and specificity (shRNA/miRNA). In contrast, the CRISPR/Cas system uses an exogenous Cas nuclease which targets specific sites in an organism's genome via an exogenous guide RNA in order to induce double stranded breaks in DNA. These breaks are then repaired by non-homologous end joining (NHEJ), producing insertion and deletion (indel) mutations that can result in deleterious missense or nonsense mutations. This manuscript provides detailed methods for the design, production, injection, and validation of single lenti/retro virus particles that can stably transduce neurons to express a fluorescent reporter, Cas9, and sgRNAs to knockout genes in a model organism.

The CRISPR/Cas9 system offers the potential to make targeted genome editing accessible and affordable to the scientific community. This protocol is intended to demonstrate how to create viruses that will knockout a gene of interest using the CRISPR/Cas9 system, and then inject them stereotaxically into the adult mouse brain.

Tasarımı, Ambalaj ve Yüksek Titre CRISPR Retro ve Lentivirüslerden teslimi Stereotaksik enjeksiyon yoluyla

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique ...

Simultaneous Cryosectioning of Multiple Rodent Brains

Histology and immunohistochemistry are routine methods of analysis to visualize microscopic anatomy and localize proteins within biological tissue. In neuroscience, as well as a plethora of other scientific fields, these techniques are used. Immunohistochemistry can be done on slide mounted tissue or free-floating sections. Preparing slide-mounted samples is a time intensive process. The following protocol for a technique, called the Megabrain, reduced the time taken to cryosection and mount brain tissue by up to 90% by combining multiple brains into a single frozen block. Furthermore, this technique reduced variability seen between staining rounds, in a large histochemical study. The current technique has been optimized for using rodent brain tissue in downstream immunohistochemical analyses; however, it can be applied to different scientific fields that use cryosectioning.

Here, we present a protocol to freeze and section brain tissue from multiple animals as a timesaving alternative to processing single brains. This reduces staining variability during immunohistochemistry and reduces time cryosectioning and imaging.

Birden çok kemirgen beyin aynı anda Cryosectioning

Histology and immunohistochemistry are routine methods of analysis to visualize microscopic anatomy and localize proteins within biological tissue. In ...

Induction of Leptomeningeal Cells Modification Via Intracisternal Injection

The protocol outlined here describes how to safely and manually inject solutions through the cisterna magna while eliminating the risk of damage to the underlying parenchyma. Previously published protocols recommend using straight needles that should be lowered to a maximum of 1-2 mm from the dural surface. The sudden drop in resistance once the dural membrane has been punctured makes it difficult to maintain the needle in a steady position. Our method, instead, employs a needle bent at the tip that can be stabilized against the occipital bone of the skull, thus preventing the syringe from penetrating into the tissue after perforation of the dural membrane. The procedure is straightforward, reproducible, and does not cause long-lasting discomfort in the operated animals. We describe the intracisternal injection strategy in the context of genetic fate mapping of vascular leptomeningeal cells. The same technique can, furthermore, be utilized to address a wide range of research questions, such as probing the role of leptomeninges in neurodevelopment and the spreading of bacterial meningitis, through genetic ablation of genes putatively implicated in these phenomena. Additionally, the procedure can be combined with an automatized infusion system for a constant delivery and used for tracking cerebrospinal fluid movement via injection of fluorescently labelled molecules.

We describe an intracisternal injection that employs a needle bent at the tip that can be stabilized to the skull, thus eliminating the risk of damage to the underlying parenchyma. The approach can be used for genetic fate mapping and manipulations of leptomeningeal cells and for tracking cerebrospinal fluid movement.

İntrasisternal Enjeksiyon Ile Leptomeningeal Hücre Modifikasyonu İndüksiyonu

The protocol outlined here describes how to safely and manually inject solutions through the cisterna magna while eliminating the risk of damage to the ...

Stereotaxic Viral Injection and Gradient-Index Lens Implantation for Deep Brain In Vivo Calcium Imaging

A miniature fluorescence microscope (miniscope) is a potent tool for in vivo calcium imaging from freely behaving animals. It offers several advantages over conventional multi-photon calcium imaging systems: (1) compact; (2) light-weighted; (3) affordable; and (4) allows recording from freely behaving animals. This protocol describes brain surgeries for deep brain in vivo calcium imaging using a custom-developed miniscope recording system. The preparation procedure consists of three steps, including (1) stereotaxically injecting the virus at the desired brain region of a mouse brain to label a specific subgroup of neurons with genetically encoded calcium sensor; (2) implantation of gradient-index (GRIN) lens that can relay calcium image from deep brain region to the miniscope system; and (3) affixing the miniscope holder over the mouse skull where miniscope can be attached later. To perform in vivo calcium imaging, the miniscope is fastened onto the holder, and neuronal calcium images are collected along with simultaneous behavior recordings. The present surgery protocol is compatible with any commercial or custom-built single-photon and two-photon imaging systems for deep brain in vivo calcium imaging.

Stereotaxic Viral Injection and Gradient-Index Lens Implantation for Deep Brain In Vivo Calcium Imaging

Miniscope in vivo calcium imaging is a powerful technique to study neuronal dynamics and microcircuits in freely behaving mice. This protocol describes performing brain surgeries to achieve good in vivo calcium imaging using a miniscope.

Derin Beyin In Vivo Kalsiyum Görüntüleme için Stereotaksik Viral Enjeksiyon ve Degrade İndeks Lens İmplantasyonu

A miniature fluorescence microscope (miniscope) is a potent tool for in vivo calcium imaging from freely behaving animals. It offers several advantages ...

Stereotaxic Surgical Approach to Microinject the Caudal Brainstem and Upper Cervical Spinal Cord via the Cisterna Magna in Mice

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice is commonly guided by skull landmarks. Access is then obtained via burr holes drilled through the skull. This standard approach can be challenging for targets in the caudal brainstem and upper cervical cord due to specific anatomical challenges as these sites are remote from skull landmarks, leading to imprecision. Here we outline an alternative stereotaxic approach via the cisterna magna that has been used to target discrete regions of interest in the caudal brainstem and upper cervical cord. The cisterna magna extends from the occipital bone to the atlas (i.e., the second vertebral bone), is filled with cerebrospinal fluid, and is covered by dura mater. This approach provides a reproducible route of access to select central nervous system (CNS) structures that are otherwise hard to reach due to anatomical barriers. Furthermore, it allows for direct visualization of brainstem landmarks in close proximity to the target sites, increasing accuracy when delivering small injection volumes to restricted regions of interest in the caudal brainstem and upper cervical cord. Finally, this approach provides an opportunity to avoid the cerebellum, which can be important for motor and sensorimotor studies.

Stereotaxic Surgical Approach to Microinject the Caudal Brainstem and Upper Cervical Spinal Cord via the Cisterna Magna in Mice

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice commonly involves access through the skull bones and is guided by skull landmarks. Here we outline an alternative stereotaxic approach to target the caudal brainstem and upper cervical spinal cord via the cisterna magna that relies on direct visualization of brainstem landmarks.

Farelerde Cisterna Magna ile Kaudal Beyin Sapı ve Üst Servikal Omuriliğin Mikroenjekte Edilmesine Stereotaksik Cerrahi Yaklaşım

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice is commonly guided by skull landmarks. Access is then obtained via burr holes drilled through the skull. ...

Fare Dorsal Kök Ganglion Kriyoseksiyon

A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning

High-quality mouse dorsal root ganglion (DRG) cryostat sections are crucial for proper immunochemistry staining and RNAscope studies in the research of inflammatory and neuropathic pain, itch, as well as other peripheral neurological conditions. However, it remains a challenge to consistently obtain high-quality, intact, and flat cryostat sections onto glass slides because of the tiny sample size of the DRG tissue. So far, there is no article describing an optimal protocol for DRG cryosectioning. This protocol presents a step-by-step method to resolve the frequently encountered difficulties associated with DRG cryosectioning. The presented article explains how to remove the surrounding liquid from the DRG tissue samples, place the DRG sections on the slide facing the same orientation, and flatten the sections on the glass slide without curving up. Although this protocol has been developed for cryosectioning the DRG samples, it can be applied for the cryosectioning of many other tissues with a small sample size.

Yazar Spotlight: Fare Dorsal Kök Ganglion Kriyoseksiyonu için Bir Prosedür  

Presented here is the development for consistently acquiring high-quality dorsal root ganglion cryostat sections.

Fare Dorsal Kök Ganglion Kriyoseksiyonu için Bir Prosedür

High-quality mouse dorsal root ganglion (DRG) cryostat sections are crucial for proper immunochemistry staining and RNAscope studies in the research of ...