JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

The vascular endothelial cells play a significant role in many important cardiovascular disorders. This article describes a simple method to isolate and expand endothelial cells from the mouse aorta without using any special equipment. Our protocol provides an effective means of identifying mechanisms in endothelial cell physiopathology.

Abstract

The vascular endothelium is essential to normal vascular homeostasis. Its dysfunction participates in various cardiovascular disorders. The mouse is an important model for cardiovascular disease research. This study demonstrates a simple method to isolate and culture endothelial cells from the mouse aorta without any special equipment. To isolate endothelial cells, the thoracic aorta is quickly removed from the mouse body, and the attached adipose tissue and connective tissue are removed from the aorta. The aorta is cut into 1 mm rings. Each aortic ring is opened and seeded onto a growth factor reduced matrix with the endothelium facing down. The segments are cultured in endothelial cell growth medium for about 4 days. The endothelial sprouting starts as early as day 2. The segments are then removed and the cells are cultured continually until they reach confluence. The endothelial cells are harvested using neutral proteinase and cultured in endothelial cell growth medium for another two passages before being used for experiments. Immunofluorescence staining indicated that after the second passage the majority of cells were double positive for Dil-ac-LDL uptake, Lectin binding, and CD31 staining, the typical characteristics of endothelial cells. It is suggested that cells at the second to third passages are suitable for in vitro and in vivo experiments to study the endothelial biology. Our protocol provides an effective means of identifying specific cellular and molecular mechanisms in endothelial cell physiopathology.

Introduction

البطانة الوعائية ليست سوى طبقة الحاجز الذي يفصل بين الدم والأنسجة، وأنها تعتبر الغدة الصماء الواسعة التي تمتد فوق الشجرة الوعائية كامل مع مساحة 400 متر مربع 1. رفاه البطانة ضروري لتوازن الأوعية الدموية. تشارك البطانة المختلة وظيفيا في مختلف اضطرابات القلب والأوعية الدموية، بما في ذلك تصلب الشرايين، والأوعية الدموية والإصابات نقص التروية / ضخه، الخ 2-4. حتى الآن، والآليات الخلوية والجزيئية المحددة المعنية في إعدادات المرض هذه ليست مفهومة جيدا نظرا لطبيعة التشريحية تنتشر من البطانة.

الفأر هو نموذجا هاما للبحوث لتقنيات التلاعب الوراثية هي الأكثر نموا في الفئران مما كانت عليه في أي نوع من الثدييات الأخرى. ومع ذلك، يعتبر عزل الخلايا البطانية الأورطي الفئران الأولية صعبة للغاية بسبب صغر حجم الشريان الأورطي يجعل enzymatجيم الهضم من البطانة غير عملي. ذكرت بعض الإجراءات لعزل وتنقية ECS تتطلب 5-7.

والهدف من هذا البروتوكول هو استخدام طريقة بسيطة لعزل وتوسيع الخلايا البطانية من الشريان الأورطي الماوس دون استخدام أي معدات خاصة. في هذا البروتوكول، هو قطع الشريان الأورطي المعزولة حديثا الى شرائح صغيرة والمصنفة على مصفوفة مع البطانة أسفل للسماح تنتشر البطانية. بعد إزالة شرائح، يتم توسيع الخلايا البطانية في متوسطة يفضل البطانة ونحن على استعداد لإجراء التجارب بعد يومين أو ثلاثة مقاطع. مزايا الطريقة الموصوفة هي: 1) ارتفاع عدد كبير من الخلايا البطانية يتم حصادها من الشريان الأورطي واحد؛ 2) وبقاء الخلية الحفاظ عليها بشكل جيد. و3) لا تحتاج إلى معدات خاصة أو تقنية. ويوفر وسيلة فعالة لتحديد الآليات الخلوية والجزيئية محددة في الفيزيولوجيا المرضية الخلايا البطانية. بالنسبة لأولئك الذين يرغبون في دراسة العلاقات العامةimary الخلايا البطانية مثقف من أي الجينات الفئران خروج المغلوب، الجينات تدق في الفئران، أو نموذج المرض الفئران، وهذا البروتوكول هو مفيد جدا وسهلة لممارسة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

1. عزل الشريان الأورطي من الفئران

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الموضحة هنا من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي للجامعة واين ستيت.

  1. ضع الماوس في غرفة تحريض على آلة التخدير. ضبط تدفق الأيزوفلورين إلى 4٪ بالتزامن مع 25٪ الهواء النقي و 75٪ O 2. تخدير الماوس عن طريق استنشاق الأيزوفلورين (4٪ لتحريض، ± 1.0٪ للصيانة) جنبا إلى جنب مع 25٪ الهواء النقي و 75٪ O 2 عن طريق غرفة تحريض تليها مخروط الأنف مخصص. ملاحظة: التخدير مع isoflurane يمكن تسليمها في 75٪ أكسجين / 25٪ الهواء أو في الأكسجين 100٪.
  2. تحقق الماوس كل 5 دقائق حتى يتم الوصول إلى مستوى مناسب من التخدير (عدم الانسحاب لقرصة أخمص القدمين).
  3. خذ الماوس للخروج من غرفة تحريض ومواصلة استنشاق الأيزوفلورين على الرغم من مخروط الأنف مخصص متصل آلة التخدير. تبديلالأيزوفلورين تتدفق إلى 1٪ للحفاظ على التخدير.
  4. ولئن كان تحت التخدير، ووضع الماوس على لوحة جراحة المتمركزة على ظهرها. استخدام شريط المختبر لتأمين أطرافه.
  5. استخدام مصباح التدفئة للحفاظ على الحارة الماوس. إبقاء مصباح في مسافة مناسبة من الماوس بحيث الماوس سوف عدم الإفراط في الحرارة.
  6. رش الصدر مع 70٪ من الإيثانول.
  7. استخدام مقص تشريح لفتح البطن من خط الوسط، وفضح الشريان الأورطي البطني. فتح تجويف الصدر وكشف القلب والرئتين.
  8. قطع الشريان الأورطي البطني في منتصف مع مقص تشريح للافراج عن الدم.
  9. ملء حقنة 1 مل (25 إبرة G) مع 1 مل من برنامج تلفزيوني يحتوي على 1000 وحدة / مل من الهيبارين. حقن تحتوي على برنامج تلفزيوني 1000 U / مل من الهيبارين إلى البطين الأيسر والشريان الأورطي يروي. دفع القلب والرئة مع ملقط في الشرايين الكبيرة إلى الجانب الأيمن من الفئران لفضح الشريان الأورطي الصدري.
  10. بسرعة إزالة الشريان الأورطي الصدري باستخدام دى الصغيرملقط ssection ووضعها في الجليد الباردة برنامج تلفزيوني 1X (المعقم)، ثم نقل الحاوية إلى غطاء محرك السيارة الصفحي تدفق الهواء.
  11. إدراج حقنة 1 مل مزودة 25 G إبرة في نهاية واحدة من الشريان الأورطي، وطرد بلطف الشريان الأورطي مع الثلج الباردة برنامج تلفزيوني لإزالة الدم.
  12. استخدام ملقط تشريح الصغرى لإزالة أكبر قدر من الأنسجة الدهنية المرفقة والسفن الصغيرة الجانبية ممكن.
  13. على الفور نقل الشريان الأورطي إلى البطانية المتوسطة النمو.
  14. قطع الشريان الأورطي إلى 1 حلقات ملم باستخدام شفرة مشرط معقم. حصاد حوالي 8-10 حلقات في الشريان الأورطي.
  15. فتح كل حلقة الأبهر باستخدام زوج من مقص تشريح الصغيرة.

2. البذور في قطاعات الأبهري على مصفوفة

  1. عندما لا تكون قيد الاستعمال، والحفاظ على النمو مصفوفة انخفاض عامل في -20 درجة مئوية إلى منع التصلب. وضع النمو مصفوفة انخفاض عامل في 4 درجات مئوية على الأقل بين عشية وضحاها للسماح للذوبان الكامل.
  2. Precool لوحة والماصة 6 جيدا النصائح ل-20 درجة مئوية لمدة على الأقل10 دقائق. وضع لوحة 6 جيدا على الجليد ومعطف بئر واحدة من لوحة مع 1 مل من المصفوفة دون إدخال أي فقاعات الهواء. وضع لوحة في الحاضنة 37 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة للسماح للمصفوفة ليصلب.
  3. زرع قطع الشريان الأبهر على مصفوفة طدت باستخدام العقيمة ملقط تشريح الصغرى. توضع قطع التجويف جنبا إلى أسفل على المصفوفة دون لمس البطانة. ضع 3-4 شرائح الأورطي قريبة من بعضها البعض في المصفوفة.
  4. إضافة ما يكفي من البطانية المتوسطة نمو الخلايا للحفاظ على قطاعات الرطب (~ 200 ميكرولتر).
  5. احتضان لوحة عند 37 درجة مئوية تحت 5٪ CO 2 لمدة 4 إلى 6 ساعات. في نهاية اليوم، إضافة يكفي المتوسطة لتغطية القطاعات الأبهري.
  6. مراقبة شريحة الأبهر تنتشر بشكل دوري تحت المجهر على النقيض من المرحلة. تحقق مستوى متوسط ​​ونمو الخلايا كل يوم. إضافة المتوسطة إذا لزم الأمر للحفاظ على قطاعات الأورطي تغطيتها.
  7. في اليوم ال 4، وإزالة بلطف على المديين المتوسط وإزالة الأورطي شرائح وROM المصفوفة باستخدام إبرة معقمة دون انقطاع الخلايا البطانية المتنامية.
  8. إضافة 2 مل من المتوسط ​​نمو الخلايا البطانية الجديدة والسماح باستمرار الخلايا البطانية في الانتشار على مصفوفة ل2-3 أيام.

3. الركض الأولي للخلايا الفأر الأورطي غشائي

  1. معطف قارورة T12.5 جديدة مع الجيلاتين (0.1٪)، احتضان عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  2. تغسل الصحون مصفوفة بعناية مع معقم 37 درجة مئوية في برنامج تلفزيوني.
  3. إضافة 2 مل من بروتين محايد (50 U / مل) إلى لوحات مصفوفة ويحضن في درجة حرارة الغرفة على منصة الروك مع اهتزاز في بعض الأحيان. فحص الخلايا تحت المجهر على النقيض من المرحلة للتأكد من فصل غالبية الخلايا.
  4. إضافة 2 مل من D-فال لإبطال نشاط بروتين محايد.
  5. جمع طاف بعناية في أنبوب الطرد المركزي 15 مل. غسل لوحة مع 2 مل D-فال وجمع طاف.
  6. الطرد المركزي تعليق خلية في 900 x ج لمدة 5 دقائق في رودرجة حرارة م.
  7. إعادة تعليق بيليه خلية في 4 مل من البطانية المتوسطة نمو الخلايا ولوحة في قارورة T12.5 المغلفة مع الجيلاتين. احتضان الخلايا عند 37 درجة مئوية، و 5٪ CO 2 لمدة 2 ساعة.
  8. استبدال المتوسطة. احتضان الخلايا عند 37 درجة مئوية، و 5٪ CO 2 حتى تكون 85٪ - 90٪ متموجة.

4. الركض من خلايا الفأر الأورطي غشائي

  1. معطف اثنين من قوارير T12.5 جديدة مع الجيلاتين (0.1٪)، احتضان عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. قبل الحرارة التربسين-EDTA (0.25٪ التربسين، 0.02 EDTA في برنامج تلفزيوني) وبرنامج تلفزيوني العقيمة عند 37 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة.
  2. غسل خلايا بعناية مع معقم 37 درجة مئوية في برنامج تلفزيوني.
  3. إضافة 0.5 مل من التربسين-EDTA (0.25٪ التربسين، 0.02 EDTA في برنامج تلفزيوني)، واحتضان عند 37 درجة مئوية لمدة ~ 1 دقيقة أو حتى غالبية الخلايا تتحول الجولة.
  4. إضافة 2 مل من البطانية المتوسطة نمو الخلايا لوقف عملية الهضم. ماصة تعليق الخلية صعودا وهبوطا في حدود الوقت قارورة عدة. إذا لزم الأمر، واستخدام خليةمكشطة لجمع الخلايا.
  5. جمع تعليق الخلية في أنبوب الطرد المركزي 15 مل. الطرد المركزي تعليق خلية في 900 x ج لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة.
  6. إعادة تعليق بيليه خلية في 4 مل من البطانية المتوسطة نمو الخلايا ولوحة في 2 قوارير T12.5 المغلفة مع الجيلاتين. احتضان الخلايا عند 37 درجة مئوية، و 5٪ CO 2 لمدة 2 ساعة.
  7. استبدال المتوسطة. احتضان الخلايا عند 37 درجة مئوية، و 5٪ CO 2 حتى تكون 85٪ - 90٪ متموجة.
  8. استخدام الماوس الخلايا البطانية الأورطي بعد 2-3 الممرات.

5. توصيف خلايا الفأر الأورطي غشائي

  1. إعادة لوحة الخلايا.
    1. معطف لوحة 6 جيدا مع الجيلاتين (0.1٪)، احتضان عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. شطف لوحة مع برنامج تلفزيوني.
    2. وقبل حرارة التربسين-EDTA وبرنامج تلفزيوني العقيمة إلى 37 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة.
    3. غسل الخلايا العقيمة مع برنامج تلفزيوني 3 مرات. إضافة 0.5 مل من التربسين / EDTA إلى الخلايا، واحتضان ل~ 1 دقيقة في 37 ° C سص حتى غالبية الخلايا تتحول الجولة.
    4. إضافة 2 مل من البطانية المتوسطة نمو الخلايا لوقف عملية الهضم. ماصة تعليق الخلية صعودا وهبوطا في حدود الوقت قارورة عدة. إذا لزم الأمر، واستخدام مكشطة خلية لجمع الخلايا.
    5. جمع تعليق الخلية في أنبوب الطرد المركزي 15 مل. الطرد المركزي تعليق خلية في 900 x ج لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة.
    6. تجاهل طاف، اعادة تعليق الخلايا البطانية في المتوسط ​​نمو الخلايا. البذور الخلايا في لوحة 6 جيدا المغلفة مع الجيلاتين في كثافة 3 × 10 5 / جيد.
    7. احتضان الخلايا بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية، و 5٪ CO 2 للسماح للخلايا لنعلق على سطح الثقافة.
  2. ديل-AC-LDL المستحوذ والجولق -lectin ملزمة.
    1. تخزين 1،1'-dioctadecyl-3،3،3 "، 3'- tetramethylindo-carbocyanine المسمى بيركلورات LDL الأسيتيل (ديل-AC-LDL) عند درجة حرارة -20 درجة مئوية. قبل التلوين، وذوبان الجليد ديل-AC-LDL على الجليد. والمحاليل الأسهم ديل-AC-LDLنشوئها هو 1 ملغ / مل. تخزين FITC المسمى الجولق الأوروبي راصة (الجولق -Lectin، 1 ميكروغرام / مل) في 4 درجات مئوية. السهم الجولق -Lectin الحل هو 1 ملغ / مل. متجر هويشت 33342 في 4 درجات مئوية. السهم هويشت 33342 الحل هو 100 ميكروغرام / مل.
    2. إضافة 10 ميكرولتر من دل-AC-LDL حل الأسهم إلى 1 مل من مستنبت لجعل تركيز النهائي من 10 ميكروغرام / مل.
    3. قبل التلوين، وإزالة المتوسطة من العمر وغسل الخلايا في كل بئر مع الوسيلة الجديدة.
    4. إزالة هذه الوسيلة الجديدة وإضافة تلطيخ المتوسطة ديل-AC-LDL.
    5. احتضان الخلايا عند 37 درجة مئوية، و 5٪ CO 2 لمدة 1 ساعة.
    6. غسل الخلايا العقيمة مع برنامج تلفزيوني 1X 3 مرات.
    7. إضافة 1 مل من 10٪ من الفورمالين لإصلاح الخلايا. وضع لوحة في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
    8. غسل الخلايا العقيمة مع برنامج تلفزيوني 1X 3 مرات. تجنب الضوء.
    9. إضافة 1 مل العقيمة برنامج تلفزيوني 1X أن يحتوي على 10 ميكرولتر من الجولق -Lectin.
    10. احتضان الخلايا في غرفة من درجات الحرارةإعادة في الظلام لمدة 1 ساعة.
    11. إزالة الجولق-كتين عن طريق غسل الخلايا العقيمة مع برنامج تلفزيوني 1X 3 مرات.
    12. إضافة هويشت 33342 إلى تركيز النهائي من 1 ميكروغرام / مل، واحتضان 10 دقيقة في الظلام.
    13. عرض مضان من دل-AC-LDL (الأحمر والإثارة الطول الموجي 576 نانومتر)، الجولق -Lectin (الأخضر والإثارة الطول الموجي 519 نانومتر) وهويشت (الأزرق والإثارة الطول الموجي 361 نانومتر) مع المجهر الفلورسنت المقلوب.
  3. تلطيخ الفلورسنت لCD31، VEGFR2، أنوش، VE كادهيرين وCalponin.
    1. متجر FITC مترافق مكافحة فأر CD31 الأجسام المضادة، أنوش الأجسام المضادة، VE كادهيرين الأجسام المضادة، FITC مترافق مفتش المضادة للأرنب في 4 درجات مئوية في الظلام. متجر VEGFR2 الأجسام المضادة في -20 درجة مئوية.
    2. غسل الخلايا العقيمة مع برنامج تلفزيوني 1X 3 مرات.
    3. إضافة 1 مل من 10٪ من الفورمالين لإصلاح الخلايا. وضع لوحة في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
    4. غسل الخلايا العقيمة مع برنامج تلفزيوني 1X 3 مرات.
    5. وصمة عار CD31، إضافة 1 مل من 1X العقيمةبرنامج تلفزيوني يحتوي على 10 ميكرولتر من CD31-FITC الأجسام المضادة. وصمة عار إما VEGFR2، أنوش، VE كادهيرين أو calponin، إضافة 1 مل العقيمة برنامج تلفزيوني 1X يحتوي على 4 ميكرولتر من VEGFR2، أنوش، VE كادهيرين أو calponin الأجسام المضادة الأولية، على التوالي.
    6. احتضان الخلايا على الجليد لمدة 1 ساعة في الظلام.
    7. إزالة الأجسام المضادة عن طريق غسل الخلايا مع برنامج تلفزيوني العقيمة 3 مرات.
    8. لتلطيخ VEGFR2، أنوش، VE كادهيرين أو calponin، إضافة 1 مل العقيمة برنامج تلفزيوني 1X أن يحتوي على 10 ميكرولتر من FITC مترافق مفتش المضادة للأرنب. احتضان الخلايا على الجليد لمدة 1 ساعة في الظلام. إزالة مفتش عن طريق غسل الخلايا مع برنامج تلفزيوني العقيمة 3 مرات.
    9. إضافة هويشت 33342 إلى تركيز النهائي من 1 ميكروغرام / مل، واحتضان 10 دقيقة في الظلام.
    10. عرض مضان CD31، VEGFR2، أنوش، VE كادهيرين، calponin (الأخضر والإثارة الطول الموجي من 518-535 نانومتر) وهويشت (الأزرق والإثارة الطول الموجي 361 نانومتر) مع المجهر الفلورسنت المقلوب.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

البطانية الإيراق خلية

خلية البطانية عفوية تنتشر بدأ من شريحة الماوس الشريان الأورطي. سمح للقطاع الماوس الشريان الأورطي في النمو على النمو مصفوفة انخفاض عامل ثم في بطانة الأوعية الدموية المتوسطة نمو الخلايا لمدة 4 أيام. ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

وتوضح هذه الدراسة طريقة بسيطة لعزل والبطانية الثقافة خلايا من الشريان الأورطي الماوس دون أي معدات خاصة. وأشار تلطيخ المناعي أن غالبية الخلايا كانت الخلايا البطانية بعد مرور الثاني. ويشار إلى أن خلايا في الثانية لمرور الثالث هي مناسبة لفي التجارب المختبرية...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study is supported by American Heart Association Scientist Development Grant 13SDG16930098 and the National Science Foundation of China Youth Award 81300240 (PI: Wang). We thank Roberto Mendez from Wayne State University for assisting in the preparation of the manuscript.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
4- or 6-week-old miceJackson Laboratory#000664
Sterile 1x phosphate-buffered saline (PBS)Gibco#10010-023
Sterile 1x PBS containing 1,000 U/mL of heparinSigma AldrichH3149
Endothelial cell growth medium (Dulbeccos’ Modified Eagle’s Medium [DMEM] with 25 mM HEPES [Gibco, #12320-032], supplemented with 100 μg/mL endothelial cell growth supplement from bovine neural tissue [ECGS, Sigma, #2759], 10% fetal bovine serum [FBS, Gibco, #10082-147], 1,000 U/mL heparin [Sigma Aldrich, H3149], 10,000 U/mL penicillin and 10 mg/mL streptomycin [Gibco, #15140-122])
Growth factor reduced matrixBD Biosciences356231
Neutral proteinase (Dispase, 1 U/mL, Fisher Scientific, #CB-40235) and D-Val medium (D-Valine, 0.034 g/L, Sigma, #1255), in Dulbeccos’ Modified Eagle’s Medium, low glucose (Gibco, #12320-032)
1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'- tetramethylindo-carbocyanine perchlorate-labeled acetylated LDL (Dil-ac-LDL)Life TechnologiesL3484
FITC-labeled Ulex europaeus agglutinin (Ulex-Lectin)SigmaL9006
Anti-mouse CD31-FITC conjugated antibodyBD Biosciences553372
Anti-mouse vascular endothelial growth factor receptor 2 antibodyCell Signaling9698
Anti-mouse endothelial nitric oxide synthaseAbcamab5589
Anti-mouse vascular endothelium-cadherinAbcam33168
Anti-mouse calponinAbcam700
FITC-conjugated anti-rabbit IgGSigmaF6005
1 mL syringe fitted with 25-G needleFisher Scientific50-900-04222
100 mm Peri dishesFisher Scientific07-202-516
Six-well cell culture platesFisher Scientific08-772-1B
T12.5 culture flaskFisher Scientific50-202-076
Scissors, forceps, microdissection scissors and forceps, Scalpel bladeFine Science Tools, Inc.
Anesthesia machine with isofluraneWebster Veterianary Supply07-806-3204
heating lamp
Centrifuge machine
Inverted phase-contrast microscope
inverted fluorescence microscope

References

  1. Simionescu, M. Implications of early structural-functional changes in the endothelium for vascular disease. Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 27, 266-274 (2007).
  2. Cid, M. C., Segarra, M., Garcia-Martinez, A., Hernandez-Rodriguez, J. Endothelial cells, antineutrophil cytoplasmic antibodies, and cytokines in the pathogenesis of systemic vasculitis. Current rheumatology reports. 6, 184-194 (2004).
  3. Wang, J. M., et al. C-Reactive protein-induced endothelial microparticle generation in HUVECs is related to BH4-dependent NO formation. Journal of vascular research. 44, 241-248 (2007).
  4. Wang, J. M., et al. Increased circulating CD31+/CD42- microparticles are associated with impaired systemic artery elasticity in healthy subjects. American journal of hypertension. 20, 957-964 (2007).
  5. Mackay, L. S., et al. Isolation and characterisation of human pulmonary microvascular endothelial cells from patients with severe emphysema. Respiratory research. 14, 23(2013).
  6. Marelli-Berg, F. M., Peek, E., Lidington, E. A., Stauss, H. J., Lechler, R. I. Isolation of endothelial cells from murine tissue. Journal of immunological methods. 244, 205-215 (2000).
  7. Bowden, R. A., et al. Role of alpha4 integrin and VCAM-1 in CD18-independent neutrophil migration across mouse cardiac endothelium. Circulation research. 90, 562-569 (2002).
  8. Lu, Y., et al. Palmitate induces apoptosis in mouse aortic endothelial cells and endothelial dysfunction in mice fed high-calorie and high-cholesterol diets. Life sciences. 92, 1165-1173 (2013).
  9. Atkins, G. B., Jain, M. K. Endothelial differentiation: molecular mechanisms of specification and heterogeneity. Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 31, 1476-1484 (2011).
  10. Aitsebaomo, J., Portbury, A. L., Schisler, J. C., Patterson, C. Brothers and sisters: molecular insights into arterial-venous heterogeneity. Circulation research. 108, 929-939 (2008).
  11. Shimamoto, T. Drugs and foods on contraction of endothelial cells as a key mechanism in atherogenesis and treatment of atherosclerosis with endothelial-cell relaxants (cyclic AMP phosphodiesterase inhibitors). Advances in experimental medicine and biology. 60, 77-105 (1975).
  12. Chiu, J. J., Chien, S. Effects of disturbed flow on vascular endothelium: pathophysiological basis and clinical perspectives. Physiological reviews. 91, 327-387 (2011).
  13. Gimbrone, M. A. Jr, Topper, J. N., Nagel, T., Anderson, K. R., Garcia-Cardena, G. Endothelial dysfunction, hemodynamic forces, and atherogenesis. Annals of the New York Academy of Sciences. 902, 239-240 (2000).
  14. Rostgaard, J., Qvortrup, K. Electron microscopic demonstrations of filamentous molecular sieve plugs in capillary fenestrae. Microvascular research. 53, 1-13 (1997).
  15. Brutsaert, D. L. Cardiac endothelial-myocardial signaling: its role in cardiac growth, contractile performance, and rhythmicity. Physiological reviews. 83, 59-115 (2003).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

118

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved