JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

The goal of this protocol is to use cationic/anionic liposomes with a neuro-targeting peptide as a CNS delivery system to enable siRNA to cross the BBB. The optimization of a delivery system for treatments, like siRNA, would allow for more treatment options for prion and other neurodegenerative diseases.

Abstract

Prion diseases result from the misfolding of the normal, cellular prion protein (PrPC) to an abnormal protease resistant isomer called PrPRes. The emergence of prion diseases in wildlife populations and their increasing threat to human health has led to increased efforts to find a treatment for these diseases. Recent studies have found numerous anti-prion compounds that can either inhibit the infectious PrPRes isomer or down regulate the normal cellular prion protein. However, most of these compounds do not cross the blood brain barrier to effectively inhibit PrPRes formation in brain tissue, do not specifically target neuronal PrPC, and are often too toxic to use in animal or human subjects.

We investigated whether siRNA delivered intravascularly and targeted towards neuronal PrPC is a safer and more effective anti-prion compound. This report outlines a protocol to produce two siRNA liposomal delivery vehicles, and to package and deliver PrP siRNA to neuronal cells. The two liposomal delivery vehicles are 1) complexed-siRNA liposome formulation using cationic liposomes (LSPCs), and 2) encapsulated-siRNA liposome formulation using cationic or anionic liposomes (PALETS). For the LSPCs, negatively charged siRNA is electrostatically bound to the cationic liposome. A positively charged peptide (RVG-9r [rabies virus glycoprotein]) is added to the complex, which specifically targets the liposome-siRNA-peptide complexes (LSPCs) across the blood brain barrier (BBB) to acetylcholine expressing neurons in the central nervous system (CNS). For the PALETS (peptide addressed liposome encapsulated therapeutic siRNA), the cationic and anionic lipids were rehydrated by the PrP siRNA. This procedure results in encapsulation of the siRNA within the cationic or anionic liposomes. Again, the RVG-9r neuropeptide was bound to the liposomes to target the siRNA/liposome complexes to the CNS. Using these formulations, we have successfully delivered PrP siRNA to AchR-expressing neurons, and decreased the PrPC expression of neurons in the CNS.

Introduction

البريونات هي الأمراض العصبية الشديدة التي تؤثر على الجهاز العصبي المركزي. أمراض البريون تنتج من misfolding من بروتين بريون الخلوي العادي، بي ار بي سي، من خلال آيزومور المعدية يسمى بي ار بي الدقة. هذه الأمراض تؤثر على مجموعة واسعة من الأنواع بما في ذلك مرض جنون البقر في بقرة، سكرابي في الأغنام ومرض الهزال المزمن في cervids، ومرض كروتزفيلد جاكوب في البشر 1-3. البريونات تسبب التنكس العصبي الذي يبدأ مع فقدان متشابك، ويتقدم لتشكل الفجوات، دباق، وفقدان الخلايا العصبية، والترسبات. في نهاية المطاف، مما أدى إلى موت الحيوان / الفردي 4. على مدى عقود، وقد حقق باحثو تهدف إلى إبطاء أو وقف تطور مرض بريون. ومع ذلك، لم يتم العثور على الباحثين إما العلاج الناجح أو وسيلة فعالة لتوصيل النظامية.

مطلوب الذاتية التعبير بي ار بي سي لتطور أمراض البريون 5 . لذلك، قد يؤدي خفض أو القضاء على بي ار بي C التعبير في تأخير أو تحسين من المرض. خلقت عدة مجموعات الفئران المعدلة وراثيا مع انخفاض مستويات بي ار بي C أو lentivectors حقن معربا عن shRNA مباشرة إلى أنسجة المخ الفئران للتحقيق في دور مستويات التعبير بي ار بي سي في مرض بريون. أدت هذه وجد الباحثون تقليل كمية الخلايا العصبية بي ار بي سي في وقف الأعصاب التدريجي للأمراض البريون وتمديد حياة الحيوانات 6-9. لقد ذكرت أن نتائج العلاج بي ار بي سي سيرنا في تطهير بي ار بي الدقة في الخلايا العصبية الماوس 10. وتشير هذه الدراسات إلى أن استخدام العلاج لخفض مستويات التعبير بي ار بي سي، مثل صغيرة بالتدخل RNA (سيرنا)، الذي يشق مرنا، قد يؤخر بما فيه الكفاية تطور أمراض البريون. ومع ذلك، تم تسليم معظم العلاجات التحقيق لأمراض البريون بطرق لن يكون عمليافي عملية إعداد سريرية. ولذلك، فإن العلاج سيرنا يحتاج إلى نظام تسليم النظامية، والتي يتم تسليمها عن طريق الوريد وهادفة إلى الجهاز العصبي المركزي.

وقد درس الباحثون استخدام الجسيمات الشحمية بوصفها وسائل إيصال للمنتجات العلاج الجيني. كلاهما يستخدم الدهون الموجبة والأيونية في تشكيل الجسيمات الشحمية. وتستخدم الدهون الموجبة أكثر على نطاق واسع من الدهون أنيوني لأن الفرق تهمة بين الدهون الموجبة وDNA / RNA يسمح للتعبئة فعالة. ميزة أخرى من الدهون الموجبة هي أنها عبور غشاء الخلية بسهولة أكثر من الدهون الأخرى 11-14. ومع ذلك، والدهون الموجبة أكثر مناعة من الدهون أنيوني 13،14. ولذلك، فقد بدأ الباحثون في التحول من استخدام الموجبة لأنيونية الدهون في الجسيمات الشحمية. منتجات العلاج الجيني يمكن تعبئتها بكفاءة في الجسيمات الشحمية الأيونية باستخدام موجبة كبريتات الببتيد بروتامين، التي يتكثف جزيئات DNA / RNA 15-19. منذ معهد العلوم الإندونيسي انيونيس أقل مناعة من الدهون الموجبة أنها قد زادت مرات الدورة الدموية، ويمكن أكثر التسامح في النماذج الحيوانية 13،14. وتستهدف الجسيمات الشحمية لأنسجة معينة باستخدام استهداف الببتيدات التي تعلق على الجسيمات الشحمية. ونيوروبيبتيدي RVG-9R التي تربط لمستقبلات الأستيل كولين النيكوتينية وقد استخدمت لاستهداف سيرنا والجسيمات الشحمية إلى الجهاز العصبي المركزي 17-20.

ويعرض هذا التقرير على بروتوكول لإنتاج ثلاث عربات تسليم سيرنا، وحزم وتسليم سيرنا إلى الخلايا العصبية (الشكل 1). وتتكون المجمعات الحويصلية سيرنا الببتيد (LSPCs) من الجسيمات الشحمية مع سيرنا وRVG-9R استهداف الببتيد تعلق كهربية إلى السطح الخارجي للالحويصلية. تناول الببتيد الحويصلية مغلفة العلاجية سيرنا (PALETS) وتتكون من سيرنا وبروتامين مغلفة ضمن الجسيمات الشحمية، مع RVG 9R المستعبدين تساهميا إلى مجموعة الدهون PEG. باستخدام الأساليب التالية لتوليد LSPCs وPALETS، بي ار بي سي سيرنا يقلل بي ار بي C التعبير تصل إلى 90٪ في الخلايا العصبية، التي يحمله من آمال عريضة لعلاج أو إلى حد كبير تأخير ظهور الأمراض مرض بريون.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

كانت ولدت كل الفئران والحفاظ على الثروة الحيوانية مختبر، المعتمدة من قبل جمعية للتقويم والاعتماد للمختبر رعاية الحيوان الدولية، وفقا للبروتوكولات التي وافقت عليها لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي في جامعة ولاية كولورادو.

1. إعداد LSPCs

  1. استخدام 1: DOTAP 1 (1،2-dioleoyl-3-trimethylammonium-البروبان): نسبة الكولسترول لLSPCs. ل4 إعداد الحويصلية nmole، مزيج 2 nmoles من DOTAP و 2 nmoles الكولسترول إلى 10 مل من 1: حل الميثانول في قارورة: 1 الكلوروفورم.
  2. تتبخر 9 مل من الكلوروفورم: حل الميثانول باستخدام N 2 الغاز في غطاء الدخان. تتبخر 1 مل الأخيرة من المذيبات في غطاء الدخان ليلة وضحاها بدون غاز. مراقبة فيلم الدهون رقيقة على الجزء السفلي من القارورة.
  3. الحرارة 10 مل من محلول السكروز 10٪ إلى 55 درجة مئوية.
  4. من أجل حل ساخنة 10٪ السكروز على الفيلم الدهون رقيقة ببطء، أي 1 مل / دقيقة، في حين أن شركة جنرال الكتريكيحوم ntly القارورة. الحفاظ على السكروز 10٪ وقارورة مع الدهون في 55 درجة مئوية بحيث تبقى جزيئات الدهون في مرحلة هلام السائل. نتائج الإماهة في الحويصلة (MLV) تشكيل الصفاحات.
  5. السماح الدهون لترطيب عند 55 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة على الأقل قبل تغيير حجم الجسيمات الشحمية.
  6. تجميع الطارد في تعليمات الشركة الصانعة مع 1.0 ميكرون مرشحات أو استخدام مرشحات حقنة 1.0 ميكرون لتحجيم.
  7. إضافة 1 مل من تعليق الحويصلية تسخينها إلى واحدة من الحقن على الطارد، وتمرير تعليق بين الحقن اثنين 11 مرة. تأكد من أن العملية تعتبر حقنة المعاكس من الحقنة تبدأ بعد 11 ممرات.
  8. حجم الجسيمات الشحمية مرة أخرى من خلال 0.45 ميكرون ثم 0.2 ميكرون مرشحات لتوليد الحويصلات unilamellar كبيرة (LUVs). حافظ على تعليق الحويصلية ساخنة لتسهيل التحجيم.
  9. احتضان 20 ميكرولتر من 4 nmole تعليق الحويصلية (200 ميكرومتر) مع 200 ميكرولتر من 20 ميكرومتر (4مجموعه nmole) حل سهم سيرنا لمدة 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
  10. احتضان 80 ميكرولتر من 500 ميكرومتر (40 nmole الكل) الأسهم حل RVG-9R مع الحل / الحويصلية سيرنا لمدة 10 دقيقة في RT. وينبغي أن تستخدم LSPCs في أقرب وقت ممكن ولكن يمكن استخدام ما يصل إلى عدة ساعات بعد الإعداد. متجر LSPCs في 4 درجات مئوية لعدة ساعة بعد الإعداد.

2. إعداد PALETS

  1. استخدام 55: نسبة 5 الرحى إما DSPE (1،2-distearoyl-SN-glycero-3-phosphoethanolamine): 40 الكوليسترول: DSPE-PEG أو DOTAP: الكولسترول: DSPE-PEG لPALETS. ل4 إعداد الحويصلية nmole، مزيج 2.2 nmoles إما DSPE أو DOTAP، 1.6 nmoles من الكولسترول، و 0.2 nmoles من DSPE-PEG إلى 10 مل من 2: حل الميثانول في قارورة: 1 الكلوروفورم.
  2. إعداد تعليق الحويصلية بالضبط كما هو موضح في الخطوة 1.1 و 1.2 أعلاه. ترطيب الجسيمات الشحمية DSPE في 10 مل من برنامج تلفزيوني 1X تسخينها إلى 75 درجة مئوية، بإضافة 1 مل / دقيقة. السماح الدهون لترطيب عند 75 درجة مئوية لمدة فيأقل 1 ساعة قبل التحجيم.
  3. حجم تعليق الحويصلية بالضبط كما هو موضح في الخطوة 1،6-1،8.
  4. الماصة كانت 20 ميكرولتر من كل واحد من 4 nmole (200 ميكرومتر) تعليق الحويصلية إلى قسامات تستخدم مرة واحدة بعد DOTAP وDSPE الجسيمات الشحمية الحجم، ويجفد لمدة 30 دقيقة باستخدام مجفف الفوق تجميد (الشكل 2).
  5. احتضان 200 ميكرولتر من 20 ميكرومتر (4 nmole الكل) الأسهم حل سيرنا مع 1.4 ميكرولتر من محلول 26.6 ميكرومتر من سلفات بروتامين لمدة 10 دقيقة في RT لسيرنا الذي هو أن تكون مغلفة في الجسيمات الشحمية DSPE PALETS.
  6. ترطيب الجسيمات الشحمية DOTAP PALETS مع 200 ميكرولتر من محلول المخزون nmole 4 من سيرنا أو ترطيب الجسيمات الشحمية DSPE PALETS مع 201.4 ميكرولتر من محلول / بروتامين سيرنا. احتضان الحويصلية / سيرنا حل لمدة 10 دقيقة في RT.
  7. إضافة 10 ميكرولتر من 60 ملي 1-إيثيل-3- (3-dimethylaminopropyl) carbodiimide هيدروكلوريد (EDC) حل الحويصلية / حل سيرنا على حد سواء DOTAP وDSPE PALETS.
  8. إضافة 10 ميكرولتر من حل 150 ملي N-hydroxysulfosuccinimide (سلفو NHS) إلى الجسيمات الشحمية / حل سيرنا على حد سواء DOTAP وDSPE PALETS.
  9. احتضان EDC وسلفو NHS مع تعليق / الحويصلية سيرنا لمدة 2 ساعة على RT.
  10. احتضان 80 ميكرولتر من 500 ميكرومتر (40 nmole الكل) الأسهم حل RVG-9R مع سيرنا / الحويصلية يشابك حل لمدة 10 دقيقة في RT.
    ملاحظة: EDC / سلفو NHS يسمح للRVG-9R إلى السندات تساهمي إلى الدهون PEG. استخدام PALETS في غضون عدة ساعة بعد الإعداد. متجر PALETS في 4 درجات مئوية لعدة ساعة بعد الإعداد.
  11. لتحديد سيرنا كفاءة التغليف من PALETS:
    1. قياس تركيز سيرنا قبل وبعد إضافة بروتامين والجسيمات الشحمية باستخدام مقياس الطيف الضوئي التي وضعت في 260 نانومتر.
    2. تصفية سيرنا unencapsulated من الجسيمات الشحمية / التعليق سيرنا مغلفة باستخدام 50 كيلو دالتون مرشحات الطرد المركزي. أجهزة الطرد المركزي في 1000 x ج لمدة 20 دقيقة.
    3. قياس تركيزسيرنا unencapsulated في الترشيح وتركيز سيرنا مغلفة في retentate باستخدام معمل في 260 نانومتر.

3. حقن الفئران مع LSPCs أو PALETS

  1. كشف الفئران لمدة 5-10 دقيقة لمصباح الحرارة إلى تمدد الأوعية الدموية.
  2. تخدير الماوس مع 2-3٪ آيزوفلوران / الأكسجين تدفق 5-10 دقيقة قبل الحقن، وأثناء الحقن. تأكيد التخدير عند الحيوان لم يعد متنقل وتباطأت التنفس عن طريق القيام قرصة أخمص قدميه. ضع الماوس على ظهرها أو الجانب للوصول إلى الوريد الذيل. استخدام مرهم التعليم والتدريب المهني في عيون الماوس لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
  3. مسح / رذاذ الذيل مع 70٪ ETOH وحقن 300 ميكرولتر من LSPCs أو PALETS على الوريد ذيل الماوس باستخدام 26 G حقنة الأنسولين. البدء في ضخ بشكل أقصى في الوريد الذيل ونقل قريب إذا الوريد ينهار أو تمزقات.
  4. ضع الماوس في قفص نظيفة حتى يحافظ على الاستلقاء القصية. لا تضع مواستخدام مع زملائه في قفص آخر حتى تعافى تماما. يجب أن الفئران على التعافي في 5 إلى 15 دقيقة. يمكن وضعها على وسادة التدفئة أو تحت مصباح الحرارة للحفاظ على درجة حرارة الجسم إذا الانتعاش وقتا أطول. ينبغي رصد الفئران عن كثب لحماية ضد الإفراط في التدفئة.
  5. رصد عدة ساعات بعد الحقن الحيوانية لضمان التخدير يلبس، وليس هناك أي آثار الضارة للعلاج. السماح للLSPCs أو PALETS أن تعمم لمدة 24 ساعة على الأقل.

4. تحليل التعبير البروتين عن طريق التدفق الخلوي

  1. الموت ببطء الفئران مع معدل تدفق 20٪ CO 2 لمدة 15 دقيقة.
  2. تشريح خارج نصف الكرة الأرضية من الدماغ عن طريق قطع بعيدا الجلد والجمجمة من الفأرة باستخدام المقص. قشر بعيدا نصف الكرة الأرضية من الدماغ بعيدا من الجمجمة باستخدام ملقط أو نهاية مقصا.
  3. الصحافة نصف الكرة الأرضية من الدماغ من كل فأر خلال 40 ميكرون خلية شبكة مصفاة باستخدام 2.5 مل من العازلة FACS (1X، PBS، 1٪ الجنين المصل البقري، 10 ملي EDTA) في طبق بيتري مع المكبس من حقنة.
  4. شطف مصفاة الخلية وطبق بيتري مع 2.5 مل إضافية من FACS العازلة. وضع تعليق خلية واحدة في أنبوب مخروطي 15 مل على الجليد.
  5. الماصة 100 ميكرولتر من 5 مل تعليق خلية واحدة في أنبوب microcentrifuge 1.5 مل وأجهزة الطرد المركزي لمدة 5 دقائق في 350 ز س. تجاهل طاف و resuspend بيليه خلية في 1 مل من FACS العازلة. تدور في 350 x ج لمدة 5 دقائق. كرر مع 1 مل أخرى من FACS العازلة. الحفاظ على تعليق خلية على الجليد.
  6. احتضان الخلايا في 100 ميكرولتر من 1: 100 التخفيف من 0.5 ملغ / مل الفئران كتلة مكافحة فأر التيسير في المخزن FACS لمدة 30-60 دقيقة على الجليد. بيليه وغسل الخلايا كما في الخطوة 4.5. الحفاظ على تعليق خلية على الجليد.
  7. احتضان الخلايا في 100 ميكرولتر من 20 ميكروغرام / مل الأجسام المضادة الفلورسنت ضد الماوس بي ار بي سي في 7٪ مصل الفأر في المخزن FACS على الجليد لمدة 30-60 دقيقة. بيليه وغسل الخلايا كما في الخطوة 4.5. الحفاظ على تعليق خليةعلى الجليد.
  8. بيليه وإعادة تعليق الخلايا في 1 مل من العازلة تحلل RBC (برنامج تلفزيوني 1X، 155 ملي NH 4 CL، 12 مم NaHCO 3، 0.1 ملي EDTA) لمدة 1 دقيقة. بيليه كما في الخطوة 4.5 و resuspend الخلايا في 1 مل من FACS العازلة. الحفاظ على تعليق خلية على الجليد.
  9. تحليل بي ار بي C التعبير باستخدام قياس التدفق الخلوي كما هو موضح سابقا (10). بوابة تعيش الخلايا من مجموع السكان الخلية. بوابة بي ار بي C + الخلايا من سكان الخلية الحية لتحديد مؤسسات التمويل الأصغر (كثافة الفلورسنت متوسط).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

لزيادة كفاءة سيرنا التغليف داخل PALETS الأيونية، كان سيرنا مختلطة مع بروتامين. لتحديد أفضل تركيز بروتامين لسيرنا، كان سيرنا مختلطة مع تركيزات مختلفة من بروتامين، من 1: 1-2: 1 (الشكل 3A). كان هناك 60-65٪ سيرنا كفاءة التغليف في الجسيمات الشحمية الأيون?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

ويصف هذا التقرير بروتوكول لإنشاء نظامين تسليم المستهدفة التي تنقل بكفاءة سيرنا إلى الجهاز العصبي المركزي. وتضمنت الأساليب السابقة من تقديم سيرنا إلى الجهاز العصبي المركزي عن طريق الحقن ناقلات سيرنا / shRNA مباشرة في الدماغ، والحقن في الوريد من سيرنا المستهدفة، أو الح?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

The authors declare that they have no competing financial interests.

Acknowledgements

We would like to acknowledge the following funding sources: the CSU Infectious Disease Translational Research Training Program (ID:TRTP) and the NIH research grant program (R01 NS075214-01A1). We would like to thank the Telling lab for the use of their monoclonal antibody PRC5. We would also like to thank the Dow lab for DOTAP liposomes, and for sharing their expertise in generating liposomes.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
DOTAP lipidAvanti Lipids890890
CholesterolAvanti Lipids700000
DSPEAvanti Lipids850715
DSPE-PEGAvanti Lipids880125
ChloroformFisher ScientificAC268320010
MethanolEMD Millipore113351
N2 GasAirGas
SucroseFisher ScientificS5-500
ExtruderAvanti Lipids610023
1.0, 0.4, and 0.2 μm filtersAvanti Lipids610010, 610007, 610006
PBSLife Technologies70011-044
Protamine sulfateFisher ScientificICN10275205
EDCThermo Scientific22980Aliquoted for single use
Sulfo-NHSThermo Scientific24510Aliquoted for single use
40 μm Cell StrainerFisher Scientific08-771-1
Rat anti-mouse CD16/CD32 Fc blockBD Pharmigen553141
Anti-PrP antibody (PRC5)Proprietary - PRC

References

  1. Bolton, D. C., Mckinley, M. P., Prusiner, S. B. Identification of a protein that purifies with the scrapie prion. Science. 218 (4579), 1309-1311 (1982).
  2. McKinley, M. P., Bolton, D. C., Pruisner, S. B. A protease-resistant protein is a structural component of the scrapie prion. Cell. 35 (1), 57-62 (1983).
  3. Pruisner, S. B. Novel proteinaceous infectious particles cause scrapie. Science. 216 (4542), 136-144 (1982).
  4. Jeffrey, M., McGovern, G., Sisò, S., González, L. Cellular and sub-cellular pathology of prion diseases: relationship between morphological changes, accumulation of abnormal prion protein and clinical disease. Acta Neuropathologica. 121 (1), 113-134 (2011).
  5. Büeler, H., et al. Mice devoid of PrP are resistant to scrapie. Cell. 73 (7), 1339-1347 (1993).
  6. Pfeifer, A., et al. Lentivector-mediated RNAi efficiently suppresses prion protein and prolongs survival of scrapie-infected mice. J Clin Invest. 116 (12), 3204-3210 (2006).
  7. White, M., Farmer, M., Mirabile, I., Brandner, S., Collinge, J., Mallucci, G. Single treatment with RNAi against prion protein rescues early neuronal dysfunction and prolongs survival in mice. Proc Natl Acad Sci. 105 (29), 10238-10243 (2008).
  8. Gallozzi, M., et al. Prnp knockdown in transgenic mice using RNA interference. Transgenic Research. 17 (5), 783-791 (2008).
  9. Mallucci, G., et al. Targeting cellular prion protein reverses early cognitive deficits and neurophysiological dysfunction in prion-infected mice. Neuron. 53 (3), 325-335 (2007).
  10. Pulford, B., et al. Liposome-siRNA-peptide complexes cross the blood-brain barrier and significantly decrease PrPC on neuronal cells PrPRes in infected cultures. PLoS One. 5 (6), (2010).
  11. Malone, R. W., Felgner, P. L., Verma, I. M. Cationic liposome-mediated RNA transfection. Proc Natl Acad Sci. 86, 6077-6081 (1989).
  12. Liu, Y., et al. Factors influencing the efficiency of cationic liposome-mediated intravenous gene delivery. Nat Biotechnol. 15, 167-173 (1997).
  13. Freimark, B. D., et al. Cationic lipids enhance cytokine and cell influx levels in the lung following administration of plasmid: cationic lipid complexes. J Immunol. 160 (9), 4580-4586 (1998).
  14. Balzas, D. A., Godbey, W. T. Liposomes for use in gene delivery. J Drug Deliv. , (2011).
  15. Srinivasan, C., Burgess, D. J. Optimization and characterization of anionic lipoplexes for gene delivery. J Control Release. 136 (1), 62-70 (2009).
  16. Lakkaruju, A., Dubinsky, J. M., Low, W. C., Rahman, Y. Neurons are protected from excitotoxic death by p53 antisense oligonucleotides delivered in anionic liposomes. J Biol Chem. 276 (34), 32000-32007 (2001).
  17. Tao, Y., Han, J., Dou, H. Brain-targeting gene delivery using a rabies virus glycoprotein peptide modulated hollow liposomes: bio-behavioral study. J Mater Chem. 22, 11808-11815 (2012).
  18. Li, S., Huang, L. In vivo gene transfer via intravenous administration of cationic lipid-protamine-DNA (LPD) complexes. Gene Ther. 4 (9), 891-900 (1997).
  19. Li, S., Rizzo, M. A., Bhattacharya, S., Huang, L. Characterization of cationic lipid-protamine-DNA (LPD) complexes for intravenous gene delivery. Gene Ther. 5 (7), 930-937 (1998).
  20. Kumar, P., et al. Transvascular delivery of small interfering RNA to the central nervous system. Nature. 448, 39-43 (2007).
  21. Voinea, M., Simionescu, M. Designing of 'intelligent' liposomes for efficient delivery of drugs. J Cell Mol Med. 6 (4), 465-474 (2002).
  22. Lakkaraju, A., et al. Neurons are protected from excitotoxic death by p53 antisense oligonucleotides delivered in anionic liposomes. J. Biol. Chem. 276 (34), 32000-32007 (2001).
  23. Li, S., Huang, L. In vivo gene transfer via intravenous administration of cationic lipid-protamine-DNA (LPD) complexes. Gene Ther. 4 (9), 891-900 (1997).
  24. Büeler, H., et al. Normal development and behaviour of mice lacking the neuronal cell-surface PrP protein. Nature. 356 (6370), 577-582 (1992).
  25. Dykxhoorn, D., Novina, C., Sharp, P. Killing the messenger: short RNAs that silence gene expression. Nat Rev Mol Cell Bio. 4 (6), 457-467 (2003).
  26. Graham, A., Ray, M., Perry, E., Jaros, E. Differential nicotinic acetylcholine receptor subunit expression in the human hippocampus. J Chem Neuroanat. 25 (2), 97-113 (2003).
  27. Kretzschmar, H. A., Prusiner, S. B., Stowring, L. E. Scrapie prion proteins are synthesized in neurons. Am J Pathol. 122 (1), 1-5 (1986).
  28. Moser, M., Colello, R., Pott, U., Oesch, B. Developmental expression of the prion protein gene in glial cells. Neuron. 14 (3), 509-517 (1995).
  29. Cronier, S., Laude, H., Peyrin, J. M. Prions can infect primary cultured neurons and astrocytes and promote neuronal cell death. Proc Natl Acad Sci. 101 (33), 12271-12276 (2004).
  30. Diedrich, J., Bendheim, P., Kim, Y. Scrapie-associated prion protein accumulates in astrocytes during scrapie infection. Proc Natl Acad Sci. 88 (2), 375-379 (1991).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

113

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved