JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يقدم هذا البروتوكول جهازا ينتج PRP لتعزيز التوسع في المختبر للخلايا في نظام زراعة الخلايا الليفية الذاتية بنسبة 100٪.

Abstract

يوجد حاليا اهتمام سريري كبير باستخدام الخلايا الليفية الذاتية لإصلاح الجلد. في معظم الحالات ، مطلوب زراعة خلايا الجلد في المختبر. ومع ذلك ، فإن زراعة الخلايا باستخدام وسائط الثقافة الزينوجينية أو الخيفية لها بعض العيوب (أي خطر انتقال العوامل المعدية أو بطء توسع الخلايا). هنا ، تم تطوير نظام زراعة ذاتي لتوسيع خلايا الخلايا الليفية للجلد البشري في المختبر باستخدام البلازما الغنية بالصفائح الدموية الخاصة بالمريض (PRP). يتم عزل الخلايا الليفية الجلدية البشرية عن المريض أثناء خضوعه لعملية شد البطن. تتم متابعة الثقافات لمدة تصل إلى 7 أيام باستخدام وسط مكمل إما بمصل بقري الجنين (FBS) أو PRP. يتم تقييم محتوى خلايا الدم في الاستعدادات PRP ، والانتشار ، وتمايز الخلايا الليفية. يصف هذا البروتوكول طريقة الحصول على إعداد موحد وغير نشط ل PRP باستخدام جهاز طبي مخصص. يتطلب التحضير فقط جهازا طبيا (CuteCell-PRP) وأجهزة طرد مركزي. هذا الجهاز مناسب في ظل ظروف الممارسة الطبية الكافية وهو نظام مغلق من خطوة واحدة وخالي من الحيوية ومعقم يتطلب طردا مركزيا واحدا ناعما يبلغ 1500 × جم لمدة 5 دقائق. بعد الطرد المركزي ، يتم فصل مكونات الدم ، ويتم جمع البلازما الغنية بالصفائح الدموية بسهولة. يسمح هذا الجهاز بإعداد سريع ومتسق وموحد ل PRP يمكن استخدامه كمكمل لزراعة الخلايا للتوسع في المختبر للخلايا البشرية. يحتوي PRP الذي تم الحصول عليه هنا على تركيز 1.5 ضعف الصفائح الدموية مقارنة بالدم الكامل معا ، مع إزالة تفضيلية لخلايا الدم الحمراء والبيضاء. تبين أن PRP يقدم تأثيرا معززا في تكاثر الخلايا مقارنة ب FBS (7.7x) وأن الخلايا الليفية يتم تنشيطها عند علاج PRP.

Introduction

يهدف الطب التجديدي إلى شفاء أو استبدال الأنسجة والأعضاء التي تضررت بسبب العمر أو المرض أو الصدمة بالإضافة إلى تصحيح العيوب الخلقية. في العلاج الذاتي ، يتم سحب الخلايا أو الأنسجة من المريض ، أو توسيعها أو تعديلها ، ثم إعادة إدخالها إلى المتبرع. هذا النوع من العلاجات له إمكانات واسعة في مجال الأمراض الجلدية1. في علاج الخلايا الليفية الذاتية ، يتم زراعة الخلايا الليفية للمريض وإعادة حقنها لعلاج التجاعيد أو القوافي أو ندبات حب الشباب. نظرا لأن الخلايا الليفية هي الخلايا الوظيفية الرئيسية في الأدمة ، فقد يكون حقن الخلايا الليفية الذاتية أكثر فائدة من العلاجات الأخرى في تجديد شباب الوجه2.

في الجلد ، تكون الخلايا الليفية مسؤولة عن تخليق وإفراز البروتينات خارج الخلية (مثل الكولاجين والإيلاستين وحمض الهيالورونيك والجليكوزامينوجليكان). كما أنها تطلق عوامل النمو التي تنظم وظيفة الخلية ، والهجرة ، وتفاعلات مصفوفة الخلية / الخلية في توازن الجلد الطبيعي والتئام الجروح3. تم بالفعل إدخال الخلايا الليفية الجلدية كعلاج خلوي سريري محتمل لالتئام جروح الجلد4 ، أو تجديد الأنسجة5 ، أو الحشوات الجلدية في إجراءات الجراحة التجميليةوالتجميلية 6. حتى أن بعض الدراسات تشير إلى أنه في سياق الطب التجديدي ، قد تكون الخلايا الليفية علاجا خلويا أكثر عملية وفعالية من الخلايا الجذعية الوسيطة7.

للحصول على عدد كاف من الخلايا الليفية للتطبيقات السريرية ، عادة ما يكون توسيع الخلايا إلزاميا. تتطلب زراعة الخلايا خارج الجسم الحي / في المختبر وسطا قاعديا مكملا بعوامل النمو والبروتينات والإنزيمات لدعم التصاق الخلايا وتكاثرها. مصل الجنين البقري (FBS) هو مكمل شائع لوسائط زراعة الخلايا ، لأن دم الجنين 1) غني بعوامل النمو مقارنة بدم البالغين و 2) يقدم محتوى منخفض من الأجسام المضادة8. مع تقدم العلاج الخلوي، هناك مخاوف بشأن سلامة ظروف زراعة الخلايا الكلاسيكية التي يضاف فيها FBS إلى وسط الثقافة. وعلاوة على ذلك، هناك الآن ميل إلى الاستعاضة عن FBS بالبدائل9. أظهرت العديد من بدائل FBS نتائج واعدة10.

تم اختيار بديل البلازما الغنية بالصفائح الدموية (PRP) هنا ، وقمنا بتطوير جهاز طبي لإنتاج مستحضر موحد من PRP ، يسمى CuteCell-PRP. الاستخدام المقصود لهذا الجهاز هو إعداد PRP ذاتي المنشأ لاستخدامه كمكمل وسائط استزراع للتوسع في المختبر للخلايا الذاتية في ظل ظروف GMP.

يعرف PRP بأنه تعليق الصفائح الدموية المركز في البلازما. نظرا لوجود العديد من بروتوكولات التحضير ، والتي تختلف في 1) كمية الدم اللازمة ، 2) أنواع الأجهزة المستخدمة ، و 3) بروتوكول الطرد المركزي ، فإن تركيزات الصفائح الدموية الناتجة تختلف من أعلى قليلا إلى أكثر من 10 أضعاف قيمة خط الأساس للدم. بالإضافة إلى ذلك ، تحتوي مستحضرات PRP على مستويات متغيرة من تلوث خلايا الدم الحمراء والبيضاء. وهكذا يستخدم مصطلح "PRP" لوصف المنتجات التي تختلف اختلافا كبيرا في تكوينها البيولوجي وآثارها العلاجية المحتملة.

في معظم الدراسات ، يتم تحقيق استبدال FBS باستخدام تركيزات مختلفة من PRP التي يتم تنشيطها (بواسطة الثرومبين أو الكالسيوم). يثير هذا التنشيط الاصطناعي إطلاقا فوريا ومهما لعوامل نمو الصفائح الدموية من 15 دقيقة حتى 24 ساعة11. لذلك ، يعتقد أن تنشيط الصفائح الدموية غير مرغوب فيه للتطبيقات في مزارع الخلايا ، حيث يلزم الإطلاق البطيء لعوامل النمو من تحلل الصفائح الدموية التدريجي.

يتضمن علاج PRP تحضير الصفائح الدموية الذاتية في البلازما المركزة12. التركيز الأمثل للصفائح الدموية غير واضح ، وتتوفر مجموعة واسعة من الأجهزة التجارية لإعداد PRP13. ينتج هذا النقص في التوحيد القياسي عن عدم الاتساق بين الدراسات وأدى إلى صندوق أسود فيما يتعلق بجرعة الحقن وتوقيتها. يصف هذا البروتوكول إجراء للحصول على PRP ذاتي المنشأ باستخدام جهاز PRP المخصص هذا لتوسيع الخلايا الليفية الجلدية في نموذج ثقافة خارج الجسم الحي ذاتي المنشأ بنسبة 100٪.

Protocol

امتثل بروتوكول الدراسة لإعلان هلسنكي ، وقدم جميع المرضى موافقة خطية مستنيرة قبل المشاركة في الدراسة. يتم الحصول على عينات الجلد من النساء الأصحاء اللائي يخضعن لعملية شد البطن في قسم الجراحة التجميلية والترميمية والتجميلية في مستشفيات جامعة جنيف (جنيف ، سويسرا). يتوافق الإجراء مع مبادئ إعلان هلسنكي وتمت الموافقة عليه من قبل لجنة الأخلاقيات المؤسسية المحلية (البروتوكول # 3126).

1. إعداد PRP

ملاحظة: تم تصميم أنابيب CuteCell-PRP (جدول المواد) للتحضير السريع ل PRP من حجم صغير من دم المريض في نظام دائرة مغلقة.

  1. جمع الدم الكامل
    ملاحظة: حصاد الدم الذاتي من الوريد المحيطي للذراع باستخدام إبرة فراشة متصلة مباشرة بأنبوب PRP ، وفقا لبروتوكول الجمع الخاص بالمعهد الطبي. يمكن سحب الدم مباشرة من خلال القنية الوريدية إذا كان المريض تحت التخدير.
    1. افتح حزمة نفطة الأنبوب. إجراء ثقب وريدي وملء العدد المطلوب من أنابيب PRP بالدم الكامل. سيمكن الفراغ داخل الأنابيب من الجمع التلقائي للحجم الضروري من الدم (~ 10 مل).
    2. اقلب الأنابيب بعناية رأسا على عقب عدة مرات لخلط الدم مع مضادات التخثر.
    3. داخل خزانة السلامة البيولوجية (الفئة 2) ، قم بإزالة 100 ميكرولتر من إجمالي الدم الكامل باستخدام حقنة 1 مل لمزيد من تعداد عدد خلايا الدم.
  2. الطرد المركزي
    ملاحظة: تأكد من موازنة جهاز الطرد المركزي بشكل صحيح قبل بدء تشغيله.
    1. بمجرد جمع الدم في أنابيب PRP ، إذا لزم الأمر ، قم بإعداد أنبوب موازنة (يتم توفيره بشكل منفصل) بالماء إلى نفس مستوى الدم في أنبوب PRP. ضع الأنابيب المملوءة في جهاز الطرد المركزي مقابل بعضها البعض ، مما يضمن توازن الماكينة.
    2. عينات أجهزة الطرد المركزي عند 1500 × جم لمدة 5 دقائق.
      ملاحظة: اضبط سرعة عدد الدورات في الدقيقة المقابلة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة لأجهزة الطرد المركزي. بعد الطرد المركزي ، سوف يصبح الدم مجزأ. تحاصر خلايا الدم الحمراء والبيضاء تحت الجل ، وتستقر الصفائح الدموية على سطح الجل (الشكل 1).
  3. اقلب أنبوب PRP برفق 20x لإعادة تعليق رواسب الصفائح الدموية في طاف البلازما.
    ملاحظة: تأكد من فصل الصفائح الدموية تماما عن الجل. يجب أن تتغير البلازما من واضحة وشفافة إلى عكرة. في حالة وجود مجاميع الصفائح الدموية ، يجب جمعها مع البلازما.
  4. لجمع PRP ، خذ محلول البلازما من الأنبوب باستخدام جهاز نقل حقنة متصل بحقنة سعة 10 مل.
    ملاحظة: سيتم الحصول على حوالي 5 مل من PRP من كل أنبوب. حل PRP جاهز الآن للخلط في التحضير المتوسط النهائي. يمكن الاحتفاظ بالمحلول في درجة حرارة الغرفة (RT) تحت خزانة الأمان حتى الخطوات المستقبلية التي تتضمن محلل أمراض الدم واستخدامه.
  5. قبل استخدام PRP ، حدد تركيز الصفائح الدموية ، ومتوسط حجم الصفائح الدموية ، وعدد خلايا الدم الحمراء والبيضاء باستخدام محلل أمراض الدم الآلي (جدول المواد). للقيام بذلك ، اسحب بعناية 100 ميكرولتر من المحلول وانقله إلى أنبوب سعة 1.5 مل.
    ملاحظة: يستخدم PRP كمكمل استزراع ذاتي بتركيز يتراوح بين 5-20٪ v / v. يجب تحديد التركيز الأمثل ل PRP لكل خط خلية. لمنع تكوين جلطة الفيبرين ، يجب استكمال وسائط المزرعة النهائية ب 2 وحدة / مل من الهيبارين.

2. عزل الخلايا الليفية الذاتية والثقافة في الوسائط المكملة ل FBS أو PRP

  1. اغسل عينات الجلد في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) عن طريق رجه برفق في أنبوب بولي بروبيلين سعة 50 مل.
  2. إذا كانت عينة الجلد كبيرة نسبيا (>10 سم 2) ، ضع العينة على غطاء طبق زراعة الأنسجة 150 سم2 (جانب البشرة لأسفل). إزالة الأنسجة الدهنية تحت الجلد باستخدام زوج من ملقط ومقص. لمنع الأنسجة من الجفاف ، اشطف المنديل كل بضع دقائق في برنامج تلفزيوني.
    ملاحظة: استخدم طبق زراعة الأنسجة الأصغر للعينات الأصغر.
  3. عند اكتمال تقليم الدهون ، قم بتقطيع الأنسجة إلى شرائح 0.5 سم × 1.5 سم تقريبا باستخدام مشرط معقم.
  4. أضف 5 مل من مزيج كولاجيناز ديسباز (جدول المواد؛ 14 وحدة Wünsch/mL) إلى أنبوب معقم سعة 15 مل.
  5. انقل الأنسجة المقطوعة إلى الأنبوب ، مع التأكد من غمر قطع الأنسجة في المحلول. قم بتغطية الأنبوب بإحكام.
  6. ضع الأنابيب في حاضنة عند 37 درجة مئوية مع الاهتزاز المداري لمدة 150 دقيقة. بعد الحضانة ، ضع الأنبوب الذي يحتوي على الأنسجة في خزانة السلامة الحيوية.
  7. ضع غطاء طبق استزراع معقم 100 مم رأسا على عقب في خزانة السلامة البيولوجية. انقل محلول الأنسجة المهضومة إلى قاع طبق الثقافة 100 مم ، دون رش. إذا بقيت أي قطع من الأنسجة في الأنبوب ، فاستخدم ماصة معقمة سعة 1 مل أو ملقط معقم لنقل قطع الأنسجة إلى قاع طبق الاستزراع 100 مم.
  8. مع توجيه شريط البشرة لأعلى ، افصل ورقة البشرة السليمة عن الأدمة باستخدام زوجين من الملقط. امسك أدمة شريط الأنسجة بزوج من الملقط وحافة البشرة بزوج آخر من الملقط. قشر الأدمة والبشرة إلى قطعتين ، مع الحفاظ على القطع المنفصلة على نفس الغطاء. حاول تنفيذ هذه الخطوة بسرعة وكرر التلاعب لكل قطعة من الأنسجة.
  9. انقل القطع الجلدية إلى طبق استزراع جديد مقاس 100 مم يحتوي على برنامج تلفزيوني.
  10. باستخدام ملقط المختبر ، ضع القطع الجلدية في أنبوب بولي بروبيلين سعة 15 مل مع 3 مل من 0.3٪ تربسين / برنامج تلفزيوني. احتضان لمدة 10-20 دقيقة في حمام مائي 37 درجة مئوية وقلب الأنبوب عدة مرات كل 2-3 دقائق.
  11. لإيقاف التفاعل الأنزيمي ، أضف 3-5 مل من وسط النمو الكامل المثلج البارد (وسط النسر المعدل من Dulbecco [DMEM] أو RPMI الذي يحتوي على 10٪ FBS). دوامة الأنبوب بقوة عدة مرات. قم بتصفية تعليق الخلايا الليفية من خلال شبكة نايلون 85 ميكرومتر (موضوعة فوق الجزء العلوي من أنبوب سعة 50 مل) لإزالة الحطام الجلدي.
  12. جهاز طرد مركزي لمدة 10 دقائق عند 150 × جم ، عند 4 درجات مئوية. نضح المادة الطافية وأعد تعليق الحبيبات في 100-1000 ميكرولتر من وسط النمو الكامل.
  13. باستخدام التريبان الأزرق (عامل التخفيف x2) الممزوج بتعليق الخلية ، احسب عدد الخلايا الكلية والقابلة للحياة عن طريق ملء غرفة مقياس الدم.
    ملاحظة: تعتمد صلاحية الخلية على الظروف المستخدمة للهضم الأنزيمي. لزيادة تعافي الخلايا وصلاحيتها ، يمكن تقطيع عينة الجلد إلى قطع أصغر.
  14. لوحة 3−10 × 104 خلايا في 5 مل من وسط نمو FBS الكامل (DMEM ، 10٪ FBS معطل حراريا لمدة 60 دقيقة عند 56 درجة مئوية ، 1٪ 1 M محلول HEPES العازلة ، 1٪ 100x خليط الأحماض الأمينية غير الأساسية ، 1٪ 100x L- الجلوتامين ، 1٪ 100x البنسلين / الستربتومايسين ، 1٪ 100x بيروفات الصوديوم) في دورق زراعة الأنسجة 25 سم2 . احتضان في 37 درجة مئوية.
    ملاحظة: سوف تلتصق الخلايا الليفية القابلة للحياة بالقارورة في غضون 24 ساعة وتبدأ في إظهار شكل المغزل في غضون 2-3 أيام.
  15. في اليوم 2 ، استنشق الوسط الذي يحتوي على خلايا غير ملتصقة وأضف وسطا جديدا.
    ملاحظة: نظرا لأن الخلايا الميتة في وسط المزرعة تؤثر على نمو الخلايا الليفية القابلة للحياة ، يجب إزالة الخلايا الميتة غير الملتصقة من الثقافة.
  16. قم بتغيير الوسيط كل 3-4 أيام حتى تصل الثقافة إلى التقاء 70-80٪.
  17. لحصاد الخلايا الليفية ، يغسل باستخدام برنامج تلفزيوني ويحتضن بمحلول التربسين / EDTA لمدة 3 دقائق عند 37 درجة مئوية في الحاضنة.
  18. لإيقاف التفاعل ، أضف 3-5 مل من وسط النمو الكامل الدافئ (DMEM أو RPMI يحتوي على 10٪ FBS). خذ حصة من تعليق الخلية لحساب الخلايا باستخدام مقياس الدم. أجهزة الطرد المركزي التعليق لمدة 5 دقائق عند 200 × غرام وإزالة الوسط عن طريق الشفط.
  19. استزرع الخلايا الليفية في وسط PRP (DMEM ، 20٪ PRP ، 1٪ 1 M محلول عازل HEPES ، 1٪ 100x خليط الأحماض الأمينية غير الأساسية ، 1٪ 100x L- الجلوتامين ، 1٪ 100x البنسلين / الستربتومايسين ، 1٪ 100x بيروفات الصوديوم ، 2 U / mL الهيبارين) في الحاضنة عند 37 درجة مئوية.
    ملاحظة: الحد الأدنى لكثافة الخلايا الموصى بها هو 4000 خلية قابلة للحياة / سم2.
  20. لتقييم تأثيرات PRP على تكاثر الخلايا الليفية ، الخلايا الليفية البذور (الممر 2) في 24 لوحة بئر بكثافة 8 × 103 خلايا لكل بئر في وسط PRP بتركيزات مختلفة من PRP (1٪ ، 5٪ ، 10٪ ، 20٪ ، 30٪ ، 40٪ ، 50٪) ومع 2 وحدة / مل من الهيبارين أو تحت ظروف متوسطة الثقافة الكلاسيكية (10٪ FBS). بعد 7 أيام من المزرعة ، أضف صبغة حيوية (بنفسجي لتكاثر الخلايا) إلى الخلايا وقم بتقييم الانتشار عن طريق قياس التدفق الخلوي.
  21. لدراسة إعادة ترتيب الهيكل الخلوي ، خلايا البذور في 96 صفيحة سوداء / شفافة مسطحة القاع بتركيز 1 × 10 5 خلايا / مل في نمو FBS الكامل DMEM (انظر الخطوة 2.14) مكملة ب0.5 ٪ FBS لمدة 24 ساعة. عالج الخلايا بنسبة 10٪ FBS أو تركيزات PRP مختلفة (1٪ ، 5٪ ، 10٪ ، 20٪ ، 30٪ ، 40٪ ، 50٪) لمدة 7 أيام.
    1. ثبت الخلايا الليفية ب 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 10 دقائق وتخلل بنسبة 0.1٪ Triton X-100 لمدة 5 دقائق في RT. قم بتلطيخ الخلايا الليفية ب 50 مل من 5 وحدة / مل من الفالويدين ، واغسل 2x باستخدام PBS ، وحدد 50 مل من 1 مجم / مل 4 ′،6-دياميدينو -2-فينيليندول (DAPI) لمدة 5 دقائق. تم استخدام قارئ التصوير متعدد الأوضاع Cytation 3 (BioTek) لتصور تلطيخ القضيب.

النتائج

هذه التقنية الحاصلة على براءة اختراع هي جهاز طبي بسيط وسريع وقابل للتكرار يستخدم لإنتاج مستحضرات PRP موحدة. إنه نظام مغلق بالكامل من خطوة واحدة يسمح بإعداد PRP من الدم الكامل الوريدي بعد 5 دقائق من الطرد المركزي عند 1500 × جم (بسبب تقنية الهلام المنفصل). يتم مسح PRP الذي تم الحصول عليه بعد الط?...

Discussion

تشمل مزايا استخدام الخلايا الليفية الذاتية كبديل طبيعي مقارنة بمواد الحشو الأخرى في علاج خلايا الجرح التوافق الحيوي الجيد ، والحد الأدنى من الآثار الجانبية ، وسهولة الحصاد والاستخدام. ومع ذلك ، قبل استخدام هذه العلاجات في بيئة سريرية يومية ، من الضروري إجراء دراسات قبل سريرية مناسبة لتح?...

Disclosures

تم تمويل هذا المشروع من قبل Regen Lab SA. سارة بيرندت هي مديرة مشروع العلاج الخلوي في Regen Lab وتعمل في Regen Lab SA. أنطوان تورزي هو الرئيس التنفيذي لشركة RegenLab.

Acknowledgements

نشكر السيد غريغوري شنايتر على المساعدة التقنية في بيانات قياس التدفق الخلوي. البروفيسور موريل كوينديت (مختبر العقاقير ، كلية العلوم الصيدلانية ، وجامعة جنيف) للسماح باستخدام مقياس التدفق الخلوي Attune والمجهر عالي الإنتاجية Cytation 3 ؛ البروفيسورة بريجيت بيتيت للنصائح العلمية.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
96 well black clear flat bottomBD Falcon35321932/case
Cell trace Violet DyeThermo Fischer ScientificC34557180 assays
CuteCell PRPRegen Lab SACC-PRP-3T3 tubes per package
DAPISigmaD95421 mg
DMEMGibco52400-025500 mL
FBSGibco10270106500 mL
Glutamine 200 mMGibco25030024100 mL
Hematology CounterSysmexKK-21N
Heparin 5000E LiquemineDrossapharm AG0.5 mL
HEPES Buffer Solution 1MGibco15630-056100 mL
Liberase DHRoche54010540012x 5 mg per package
MEM NEAA 100xGibco11140-035100 mL
Na Pyruvate 1mg/mLGibco11360-039100 mL
Penicillin streptomycinGibco15140122100 mL
Phalloidin alexa Fluor 488Molecular ProbesA12379300 units
RPMIGibco31966-021500 mL
Trypsin 1x 0.25%Gibco25050-014100 mL
Trypsin EDTA 0.25%Gibco25200056100 mL

References

  1. Kumar, S., Mahajan, B. B., Kaur, S., Singh, A. Autologous therapies in dermatology. The Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 7 (12), 38-45 (2014).
  2. Martin, I., et al. The survey on cellular and engineered tissue therapies in Europe in 2009. Tissue Engineering. Part A. 17 (17-18), 2221-2230 (2011).
  3. Stunova, A., Vistejnova, L. Dermal fibroblasts-A heterogeneous population with regulatory function in wound healing. Cytokine & Growth Factor Reviews. 39, 137-150 (2018).
  4. Thangapazham, R. L., Darling, T. N., Meyerle, J. Alteration of skin properties with autologous dermal fibroblasts. International Journal of Biological Sciences. 15 (5), 8407-8427 (2014).
  5. Costa-Almeida, R., Soares, R., Granja, P. L. Fibroblasts as maestros orchestrating tissue regeneration. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 240-251 (2018).
  6. Weiss, R. A. Autologous cell therapy: will it replace dermal fillers. Facial Plastic Surgery Clinics of North America. 21 (2), 299-304 (2013).
  7. Ichim, T. E., O'Heeron, P., Kesari, S. Fibroblasts as a practical alternative to mesenchymal stem cells. Journal of Translational Medicine. 16 (1), 212 (2018).
  8. Gstraunthaler, G. Alternatives to the use of fetal bovine serum: serum-free cell culture. ALTEX. 20 (4), 275-281 (2003).
  9. Karnieli, O., et al. A consensus introduction to serum replacements and serum-free media for cellular therapies. Cytotherapy. 19 (2), 155-169 (2017).
  10. van der Valk, J., et al. Fetal Bovine Serum (FBS): Past - Present - Future. ALTEX. 35 (1), 99-118 (2018).
  11. Cavallo, C., et al. Platelet-Rich Plasma: The Choice of Activation Method Affects the Release of Bioactive Molecules. BioMed Research International. 2016, 6591717 (2016).
  12. Peng, G. L. Platelet-Rich Plasma for Skin Rejuvenation: Facts, Fiction, and Pearls for Practice. Facial Plastic Surgery Clinics of North America. 27 (3), 405-411 (2019).
  13. Fadadu, P. P., Mazzola, A. J., Hunter, C. W., Davis, T. T. Review of concentration yields in commercially available platelet-rich plasma (PRP) systems: a call for PRP standardization. Regional Anesthesia and Pain Medicine. 44, 652-659 (2019).
  14. Berndt, S., Turzi, A., Pittet-Cuenod, B., Modarressi, A. Autologous Platelet-Rich Plasma (CuteCell PRP) Safely Boosts In Vitro Human Fibroblast Expansion. Tissue Engineering. Part A. 25 (21-22), 1550-1563 (2019).
  15. Zeng, W., et al. Preclinical safety studies on autologous cultured human skin fibroblast transplantation. Cell Transplantation. 23 (1), 39-49 (2014).
  16. Lee, E. C. R., et al. Efficacy of Autologous Cultured Fibroblast Cells as a Treatment for Patients with Facial Contour Defects: A Clinical Replication Study. Journal of Cosmetics, Dermatological Sciences and Applications. 7, 306-317 (2017).
  17. Eca, L. P., Pinto, D. G., de Pinho, A. M., Mazzetti, M. P., Odo, M. E. Autologous fibroblast culture in the repair of aging skin. Dermatologic Surgery. 38 (2), 180-184 (2012).
  18. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Autologous fibroblast suspension for the treatment of refractory diabetic foot ulcer. Indian Journal of Dermatology, Venereology and Leprology. 82 (1), 105-106 (2016).
  19. Cowper, M., et al. Human Platelet Lysate as a Functional Substitute for Fetal Bovine Serum in the Culture of Human Adipose Derived Stromal/Stem Cells. Cells. 8 (7), 724 (2019).
  20. Atashi, F., Jaconi, M. E., Pittet-Cuenod, B., Modarressi, A. Autologous platelet-rich plasma: a biological supplement to enhance adipose-derived mesenchymal stem cell expansion. Tissue Engineering Part C: Methods. 21 (3), 253-262 (2015).
  21. Martinez-Zapata, M. J., et al. Autologous platelet-rich plasma for treating chronic wounds. The Cochrane Database of Systematic Reviews. (5), (2016).
  22. Cervelli, V., et al. Use of platelet-rich plasma and hyaluronic acid in the loss of substance with bone exposure. Advances in Skin & Wound Care. 24 (4), 176-181 (2011).
  23. Nicoli, F., et al. Severe hidradenitis suppurativa treatment using platelet-rich plasma gel and Hyalomatrix. International Wound Journal. 12 (3), 338-343 (2015).
  24. Gentile, P., Bottini, D. J., Spallone, D., Curcio, B. C., Cervelli, V. Application of platelet-rich plasma in maxillofacial surgery: clinical evaluation. The Journal of Craniofacial Surgery. 21 (3), 900-904 (2010).
  25. Saleem, M., et al. Adjunctive Platelet-Rich Plasma (PRP) in Infrabony Regenerative Treatment: A Systematic Review and RCT's Meta-Analysis. Stem Cells International. 2018, 9594235 (2018).
  26. Everts, P. A., Pinto, P. C., Girao, L. Autologous pure platelet-rich plasma injections for facial skin rejuvenation: Biometric instrumental evaluations and patient-reported outcomes to support antiaging effects. Journal of Cosmetic Dermatology. 18 (4), 985-995 (2019).
  27. Fiaschetti, V., et al. Magnetic resonance imaging and ultrasound evaluation after breast autologous fat grafting combined with platelet-rich plasma. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (4), 498-509 (2013).
  28. Gentile, P., Scioli, M. G., Orlandi, A., Cervelli, V. Breast Reconstruction with Enhanced Stromal Vascular Fraction Fat Grafting: What Is the Best Method. Plastic and Reconstructive Surgery. 3 (6), 406 (2015).
  29. Modarressi, A. Platlet Rich Plasma (PRP) Improves Fat Grafting Outcomes. World Journal of Plastic Surgery. 2 (1), 6-13 (2013).
  30. Muraglia, A., et al. Culture Medium Supplements Derived from Human Platelet and Plasma: Cell Commitment and Proliferation Support. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 5, 66 (2017).
  31. Ferrao, A. V., Mason, R. M. The effect of heparin on cell proliferation and type-I collagen synthesis by adult human dermal fibroblasts. Biochimica et Biophysica Acta. 1180 (3), 225-230 (1993).
  32. Gonzalez-Delgado, P., Fernandez, J. Hypersensitivity reactions to heparins. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 16 (4), 315-322 (2016).
  33. Atashi, F. S. B., Nayernia, Z., Pittet-Cuénod, B., Modarressi, A. Platelet Rich Plasma Promotes Proliferation of Adipose Derived Mesenchymal Stem Cells via Activation of AKT and Smad2 Signaling Pathways. Stem Cell Research & Therapy. 5 (8), (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

168 PRP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved