Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

الهدف من هذه المخطوطة هو وصف الخطوات الجراحية المجهرية المطلوبة لإجراء عملية زرع حنجرية غير متجانسة في الفئران. تتمثل مزايا نموذج الفأر هذا مقارنة بالنماذج الحيوانية الأخرى لزراعة الحنجرة في فعاليته من حيث التكلفة وتوافر المقايسات والبيانات المناعية.

Abstract

على الرغم من أن زراعة الحنجرة غير المتجانسة إجراء صعب تقنيا ، إلا أنها توفر تحليلا علميا وفوائد من حيث التكلفة مقارنة بالنماذج الحيوانية الأخرى. على الرغم من وصفها لأول مرة من قبل Shipchandler et al. في عام 2009 ، إلا أن هذه التقنية لا تستخدم على نطاق واسع ، ربما بسبب الصعوبات في تعلم تقنية الجراحة المجهرية والوقت اللازم لإتقانها. تصف هذه الورقة الخطوات الجراحية بالتفصيل ، بالإضافة إلى المزالق المحتملة التي يجب تجنبها ، من أجل تشجيع الاستخدام الفعال لهذه التقنية.

في هذا النموذج ، يتم مفاغرة الشرايين السباتية الثنائية للحنجرة المانحة إلى الشريان السباتي المتلقي والوريد الوداجي الخارجي ، مما يسمح بتدفق الدم عبر الكسب غير المشروع. يمكن تأكيد تدفق الدم أثناء العملية عن طريق تصور ملء الدم في الشرايين السباتية الثنائية الكسب غير المشروع ، واحمرار الغدد الدرقية في الكسب غير المشروع ، والنزيف من الأوعية الدقيقة في الكسب غير المشروع. تشمل العناصر الحاسمة للنجاح الحفاظ الدقيق على أوعية الكسب غير المشروع ، وإجراء بضع الشرايين وبضع الوريد بالحجم الصحيح ، واستخدام العدد المناسب من الغرز على مفاغرة الشرايين الشريانية والشريانية الوريدية لتأمين الأوعية دون تسرب ومنع الانسداد.

يمكن لأي شخص أن يصبح بارعا في هذا النموذج مع التدريب الكافي وتنفيذ الإجراء في حوالي 3 ساعات. إذا تم إجراؤه بنجاح ، يسمح هذا النموذج بإجراء الدراسات المناعية بسهولة وبتكلفة منخفضة.

Introduction

بالنسبة للمرضى الذين يعانون من تلف الحنجرة الذي لا يمكن إصلاحه أو سرطان الحنجرة ، غالبا ما يكون استئصال الحنجرة الكلي هو الخيارالوحيد 1. استئصال الحنجرة الكلي يترك المرضى دون القدرة على التنفس والتحدث من تلقاء أنفسهم ، بالإضافة إلى تجربة ضائقة اجتماعية ونفسية2. المرضى الذين يعانون من سرطان الحنجرة الذين يحتاجون إلى استئصال الحنجرة الكلي هم مرشحون محتملون ممتازون لزراعة الحنجرة. في حين تم إجراء زرع الحنجرة البشرية في وضع تلف الحنجرة الذي لا يمكن إصلاحه ، يتم حاليا تجنب زرع الحنجرة في هؤلاء المرضى بسبب الخوف من تكرار الورم ، وإمكانية الرفض المزمن ، والالتهابات المشتقة من المتبرع3. كبت المناعة هو السبب الرئيسي لهذه المخاوف. الخسارة الدراماتيكية لأول مريض زرع حنجري جزئي بسبب تكرار الورم بعد العلاج المثبط للمناعة التقليدي هو دليل على أنه يجب وضع نظام مناسب مثبط للمناعة قبل إجراء المزيد من المحاولات للزراعة في مرضى سرطان الحنجرة 4,5.

لفهم أفضل للاستجابة المناعية للمضيف للحنجرة المزروعة ، تم تطوير أول نموذج زرع الحنجرة في الفئران في عام 1992 بواسطة Strome ، وتم إجراء تحسينات على التقنية الجراحية في عام 2002 6,7. على الرغم من أن هذا النموذج فعال لدراسة زراعة الحنجرة ، إلا أن نقص العوامل المناعية الخاصة بالفئران والتكلفة العالية المرتبطة بنماذج الفئران أدى إلى تطوير نموذج فأر جديد لدراسة زراعة الحنجرة في عام 20098.

التطبيق الرئيسي للتقنية الموصوفة هو دراسة أنظمة الأدوية المثبطة للمناعة المختلفة في زراعة الحنجرة. قد يؤدي تحسين العلاجات المثبطة للمناعة الحالية إلى توسيع مجموعة المرشحين ويؤدي إلى زرع آمن في مرضى السرطان. فوائد نموذج الماوس هذا هي فعاليته من حيث التكلفة والتوافر الواسع للبيانات والكواشف المناعية.

يمكن للفرق التي تعمل على أنظمة العلاج المثبطة للمناعة لزراعة الحنجرة استخدام هذه الطريقة لجمع كمية كبيرة من البيانات المناعية ، ويمكن اختبار أنظمة الأدوية المختلفة ومقارنتها بسرعة. يمكن أيضا اختبار طرق العلاج المحتملة الأخرى التي يمكن أن تعدل الاستجابة المناعية لعملية الزرع ، مثل حقن الخلايا الجذعية ، باستخدام هذا النموذج. أخيرا ، يمكن ابتكار تجارب لمراقبة الآثار الجهازية طويلة المدى لزراعة الحنجرة عن طريق تمديد فترة المتابعة.

تستخدم التقنية الموصوفة هنا مفاغرة من طرف إلى جانب لتوفير التدفق الشرياني والوريدي لطعم الحنجرة غير المتجانس. الكسب غير المشروع عبارة عن مركب حنجري رغامي مريئي (LTE) يضم الحنجرة والغدد الدرقية والغدد الجار درقية والقصبة الهوائية والمريء للمتبرع ، مع الشرايين السباتية الثنائية والعنيق سليمة. يتم مفاغرة أحد الشريان السباتي المتبرع إلى الشريان السباتي المتلقي ويوفر تدفق الدم الشرياني ، بينما يتم مفاغرة الشريان السباتي للمتبرع الآخر إلى الوريد الوداجي الخارجي المتلقي ويوفر تدفق الدم الوريدي (الشكل 1).

تم إجراء العديد من التعديلات على التقنية الجراحية لنموذج الفئران لضمان النجاح في نموذج الفأر. على سبيل المثال ، تم استخدام عامل مخدر مستنشق بدلا من عامل قابل للحقن لزيادة التحكم في عمق التخدير وتقليل المضاعفات. يستخدم خياطة مستمرة في مفاغرة الشرايين الشريانية في الفئران. ومع ذلك ، نظرا لصغر حجم أوعية الماوس ، فإن هذا أمر صعب تقنيا ويمكن أن يتسبب في تضييق تجويف الوعاء7. نتيجة لذلك ، يتم استخدام الغرز المتقطعة في نموذج الماوس وتؤدي إلى تحسين سالكية السفينة. بالإضافة إلى ذلك ، في نموذج الفئران ، يتم تشريح عنيق الشريان الدرقي العلوي (STA) وتصوره. نظرا لصغر حجم STA في الفئران ، يمكن أن يؤدي هذا التشريح إلى تلف وحتى نقل STA. نتيجة لذلك ، لا يتم تشريحه في نموذج الماوس. بدلا من ذلك ، يتم الحفاظ على اللفافة القريبة لضمان الحفاظ على STA سليمة.

تشمل المزالق الرئيسية المحتملة لهذه التقنية إتلاف عناقيد LTE المعقدة المانحة ، أو إجراء بضع الشريان أو بضع الوريد بحجم غير صحيح ، أو انسداد الأوعية في مواقع المفاغرة ، أو ترك فجوات في مواقع المفاغرة التي قد تسبب النزيف. لتجنب هذه الأخطاء ، يجب توخي الحذر عند شراء الكسب غير المشروع للمتبرع عن طريق ترك صفعة من الأنسجة حول عنيق STA. يجب أن يكون بضع الشرايين وبضع الوريد كبيرا بما يكفي للسماح بتدفق الدم ولكنه صغير بما يكفي لمنع التسرب. يجب استخدام عدد مناسب من الغرز للمفاغرة لسد أي فجوات ، ولكن ليس كثيرا لسد الأوعية.

إذا تم الحصول على الإلمام بتقنيات الجراحة المجهرية ، يمكن إجراء هذا الإجراء في حوالي 3 ساعات. يمكن إجراء نموذج زرع الحنجرة هذا بشكل موثوق في الفئران واستخدامه لدراسة الاستجابة المناعية للمضيف بعد زرع الأوعية الدموية المركبة.

Protocol

تم إجراء هذا البحث وفقا للجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسية في Mayo Clinic (IACUC). تم استخدام فئران BalbC (10-12 أسبوعا) كمتبرعين وتم استخدام الفئران C57 / BL6 (10-12 أسبوعا) كمتلقين لأن مجمعات التوافق النسيجي الرئيسية ، H-2Db و H-2Kb ، على التوالي ، غير متوافقة مناعيا ، وبالتالي يمكن دراسة الاستجابة المناعية للكسب غير المشروع. تم تعقيم جميع الأدوات المستخدمة أثناء الجراحة (انظر الشكل التكميلي S1 والشكل التكميلي S2) ، وتم الحفاظ على المجال الجراحي معقما طوال البروتوكول وفقا لتعليمات IACUC.

1. جراحة المتبرعين وشراء الكسب غير المشروع

  1. حقن المتبرع بالبوبرينورفين ممتد المفعول (3.25 ملغم / كغم من وزن الجسم تحت الجلد) قبل 30 دقيقة من بدء الإجراء. ضع الماوس في صندوق تخدير القوارض لتحريض التخدير عند 3٪ إيزوفلوران يتم توصيله بتدفق 1 لتر / دقيقة O2 . بعد تخدير الحيوان بالكامل ، انقل الماوس إلى منطقة الحلاقة وقم بإدارة 1.5٪ إيزوفلوران مع تدفق 1 لتر / دقيقة O2 للحفاظ على التخدير. تأكد من عمق التخدير بقرصة إصبع القدم.
  2. حلق الصدر والرقبة من الماوس حتى خط الفك وتطبيق كريم مزيل الشعر. بعد 30 ثانية ، امسح الكريم بقطعة شاش معقمة مبللة بالماء وانقل الماوس إلى منطقة الجراحة.
  3. ضع مادة تشحيم العين على عيون الماوس. ضع الماوس على وسادة تدفئة إضافية ملفوفة لضمان درجة حرارة الجسم المناسبة.
  4. شل حركة الفأر ، وقم بإعداد المنطقة الجراحية ثلاث مرات باستخدام اليود البوفيدون والكحول ، ثم ثني الماوس.
    ملاحظة: تحقق من عمق التخدير عن طريق قرصة إصبع القدم وحافظ على التخدير عند 1.5٪ إيزوفلوران وتدفق 1 لتر / دقيقة O2 عبر قناع الوجه طوال العملية.
  5. قم بعمل شق أفقي صغير أعلى من الشق فوق القصي. باستخدام مقص ناعم ، ارفع الجلد بشكل ثنائي من خلال هذا الشق حتى الفك السفلي. استئصال جزء من الجلد على شكل شبه منحرف مما يؤدي إلى تعرض الغدد اللعابية الثنائية ، والعضلات القصية الخشائية ، والعضلات ثنائية المعدة ، والجانب العلوي من القص (الشكل 2 أ).
  6. استئصال الغدد اللعابية الثنائية باستخدام الكي في الجزء العلوي حيث يتم تصور وريد صغير ينتقل عبر الغدة (الشكل 2 أ).
    ملاحظة: إذا لم يتم الحرص على كي الوعاء قبل إزالة الغدة ، يمكن مواجهة نزيف كبير في هذه الخطوة.
  7. اسحب الأنسجة اللمفاوية والدهنية برفق بشكل جانبي لفضح عضلات القص الخشائي وعضلات الحزام. تشريح عضلات القص الخشائي الثنائية من الأنسجة المحيطة وسحبها جانبيا باستخدام المبعدات.
    ملاحظة: ستكشف هذه المناورة تماما عن مجمع LTE مع عضلات الحزام وتوفر مساحة عمل مريحة لتشريح الشرايين السباتية (الشكل 2 ب).
  8. قم بعمل شق في خط الوسط بين عضلات الحزام واستئصالها ثنائيا ، مع الحرص على عدم إتلاف الغدة الدرقية الكامنة وتركها على مركب LTE.
    ملاحظة: بعد هذه الخطوة ، يجب أن تكون الشرايين السباتية الثنائية مرئية (الشكل 2C).
  9. تشريح الشرايين السباتية المشتركة إلى مستوى الترقوة بشكل سفلي وإلى مستوى التشعب السباتي بشكل متفوق. تشريح العصب المبهم والوريد الوداجي الداخلي من الشرايين السباتية. لا تقم بتضمينها في الكسب غير المشروع الذي تم شراؤه.
    ملاحظة: يمكن رؤية الشريان الدرقي العلوي أعلى تماما من التشعب الذي ينتقل وسطيا. اترك اللفافة الرقيقة المحيطة بهذا الوعاء سليمة ولا تحاول تشريحها محيطيا. يوفر هذا الوعاء تدفق الدم إلى مجمع LTE وسيكون بمثابة عنيق بعد الزرع. الحفاظ على هذه السفينة له أهمية قصوى.
  10. تشريح الشرايين السباتية الداخلية والخارجية بما فيه الكفاية لتكون قادرة على ربط وتقسيم. إذا كانت هناك صعوبة في تصور الأوعية ، فاستخدم مبعدة منفصلة لسحب عضلات المعدة بشكل جانبي.
    ملاحظة: تجنب تشريح الشريان السباتي الخارجي بالقرب من التشعب لمنع أي ضرر للشريان الدرقي العلوي. في هذه الخطوة ، يمكن مواجهة الشريان القذالي ، الذي يتفرع من الشريان السباتي الخارجي ويتبع بالتوازي مع الشريان السباتي الداخلي ، ويجب عدم الخلط بينه وبين الشريان السباتي الداخلي ، وهو أكبر ويوجد أعمق (الشكل 2 د).
  11. باستخدام 8-0 خيوط النايلون ، ربط الشرايين السباتية الداخلية 2 إلى 3 مم أعلى من التشعب السباتي. ربط الشرايين السباتية الخارجية على الأقل 3 مم أعلى من نقطة التفرع للشريان الدرقي العلوي.
    ملاحظة: بعد هذه الربطات ، سيتم نقل مركب LTE عبر الشرايين الدرقية العلوية إلى الشرايين السباتية الثنائية.
  12. ربط الشرايين السباتية المشتركة على مستوى القص وقطع جميع الأوعية المربوطة ثنائيا. حافظ على عناقيد الأوعية الدموية أعلى مجمع LTE لتجنب التلف العرضي أثناء التشريح الإضافي. لمنع أي تسرب للغاز أو فقدان غير مقصود للتخدير ، تأكد من انتهاء صلاحية الحيوان قبل إجراء أي قطع في مجرى الهواء.
  13. قسم العضلات تحت اللامية على مستوى hyoid. إنشاء بضع البلعوم الأمامي فقط أدنى من hyoid. احمل الشق وصولا إلى اللفافة الفقرية لتحرير مركب LTE بشكل فائق.
  14. انقل القصبة الهوائية أسفل حلقة القصبة الهوائية الخامسة واحمل الشق عبر المريء وصولا إلى اللفافة الفقرية لتحرير مجمع LTE بشكل سفلي. حرر القصبة الهوائية والمريء من اللفافة الفقرية الكامنة من الاتجاه الأدنى إلى الاتجاه العلوي.
    ملاحظة: احتفظ بالعناقيد الوعائية أعلى مجمع LTE لتجنب التلف العرضي أثناء التشريح الإضافي.
  15. إنشاء بضع البلعوم الأمامي فقط أدنى من hyoid. احمل الشق وصولا إلى اللفافة الفقرية لتحرير مركب LTE بشكل فائق. قسم أي ملحقات متبقية من الأنسجة اللمفاوية أو النسيج الضام بين مركب LTE والأنسجة المحيطة. إزالة الكسب غير المشروع.
    ملاحظة: يحتوي الكسب غير المشروع على الحنجرة المانحة والقصبة الهوائية والغدد الدرقية والغدد الجار درقية والمريء وعضلات الحنجرة كوحدة مركبة (الشكل 2E).

2. إعداد الكسب غير المشروع

  1. ضع الكسب غير المشروع الذي تم شراؤه في طبق بتري معقم واغسله بمحلول ملحي عادي للتخلص من أي جلطات دموية. باستخدام ملقط دقيق ، قم بحلب الدم والجلطات بلطف من الشرايين السباتية الثنائية. توسيع الشرايين السباتية الثنائية باستخدام موسعات دقيقة 1 مم.
  2. باستخدام إبرة ذات رأس حاد 30 جم ، قم بحقن ما يقرب من 2 مل من محلول ملحي هيبارين في كل شريان سباتي لطرد الطعم.
    ملاحظة: يمكن رؤية الدم والمحلول الملحي يتدفقان من الشريان السباتي المقابل ونهايات الأوعية الدموية الصغيرة الحرة ، مما يؤكد سلامة الشرايين الدرقية العلوية.
  3. استئصال adventitia بعيدا عن نهايات الشرايين بحيث يكون لها حواف نظيفة للمفاغرة.
    ملاحظة: يمكن ترك الكسب غير المشروع في محلول ملحي هيبارين ويمكن أخذ استراحة قصيرة لمدة تصل إلى 3 ساعات قبل زرعه في المتلقي9.

3. جراحة المتلقي ومفاغرة الأوعية

  1. قم بإعداد الفأر المتلقي بنفس الطريقة الموضحة للمتبرع بعد خطوات تحريض التخدير والحلاقة والتحضير الجراحي. حقن الفأر المتلقي بمسكن ممتد المفعول تحت الجلد قبل 30 دقيقة من بدء الجراحة.
  2. باستخدام مشرط ، قم بعمل شق عنق في خط الوسط يمتد من خط الفك بشكل أعلى إلى القص السفلي. ارفع الجلد على الجانب الأيسر واسحبه جانبيا.
  3. استئصال الغدة اللعابية اليسرى ، والكي الأوعية العليا كما هو موضح سابقا. استئصال الأنسجة الدهنية واللمفاوية عن طريق تقسيم أي أوعية مرئية مع الكي درجة حرارة منخفضة ، مع الحرص على عدم إتلاف الوريد الوداجي الخارجي الأساسي (الشكل 3 أ).
  4. تشريح الوريد الوداجي الخارجي محيطيا. استخدم ما لا يقل عن 5 مم من الطول الواضح للوعاء للمفاغرة. استخدم الكي أو الرباط بدرجة حرارة منخفضة وقسم أي عروق كبيرة نسبيا متفرعة من الوريد الوداجي.
  5. تشريح العضلة القصية الخشائية وسحبها أفقيا. حافظ على الوريد المشريح محميا خلف العضلات لتجنب الاتصال المباشر مع المبعد.
  6. استئصال عضلات الشريط الأيسر للوصول إلى الشريان السباتي المتلقي. تشريح الشريان السباتي المشترك بشكل محيطي من الترقوة بشكل سفلي حتى التشعب السباتي بشكل متفوق (الشكل 3 ب).
  7. مرر مادة الخلفية تحت الوريد الوداجي الخارجي وقم بتطبيق مشابك وعاء V3 المزدوجة التقريبية.
  8. ضع خياطة نايلون 10-0 من خلال الجدار الأمامي للوريد الوداجي الخارجي في موقع بضع الوريد المطلوب واستخدم هذا الخيط لسحب الوعاء الأمامي وخيمته.
  9. قم بقص الخيط باستخدام مقص دقيق عميق بما يكفي لإنشاء بضع الوريد أحادي الشق بالحجم المناسب والتأكد من أن القطع يمر بالكامل عبر الجدار الوريدي.
  10. باستخدام إبرة ذات رأس حاد 30 جم ، اغسل الجزء الداخلي من الوريد بمحلول ملحي هيبارين.
  11. ضع مجمع LTE للمتبرع بين الشريان السباتي الأيسر للمتلقي والوريد الوداجي الخارجي الأيسر. قم بمحاذاة الطرف الحر للشريان السباتي الأيسر للمتبرع باتجاه الوريد الوداجي الأيسر الأيسر للمتلقي وقم بشطبة نهايات الأوعية بمقص حاد.
  12. باستخدام أربعة خيوط متقطعة من النايلون 10-0 ، مفاغرة الشريان السباتي الأيسر للمتبرع والمتلقي ترك الوريد الوداجي الخارجي بطريقة شاملة.
  13. حرك مادة الخلفية تحت الشريان السباتي المشترك المتلقي وضع مشابك الأوعية الدموية المزدوجة التقريبية A3 على الشريان السباتي المشترك المتلقي. إنشاء بضع الشرايين بنفس طريقة بضع الوريد.
    ملاحظة: تأكد من أن بضع الشرايين هو نفس حجم تجويف الشريان السباتي المتبرع. إذا كان كبيرا جدا ، فسيحدث نزيف غزير بعد إزالة المشابك. إذا كان صغيرا جدا ، إعاقة تدفق الدم إلى الكسب غير المشروع.
  14. مفاغرة الشريان السباتي الأيمن للمتبرع إلى الشريان السباتي الأيسر المتلقي بطريقة من طرف إلى جانب باستخدام ستة خيوط من النايلون 10-0 متقطعة.
    ملاحظة: يجب احترام تقنية الأوعية الدموية الدقيقة الصحيحة في جميع أنحاء مفاغرة الوعاء الدموي. يؤدي المرور عبر الجدار الخلفي إلى تقييد تدفق الدم بشكل كبير ، مما يعرض بقاء الكسب غير المشروع للخطر. نظرا لصغر حجم الأوعية ، فإن محاولة إعادة الغرز أمر صعب للغاية.
  15. إزالة المشابك على الجانب الوريدي. في حالة حدوث نزيف ، اضغط برفق بأطراف قطنية.
  16. قم بإزالة المشابك الموجودة على الشريان واضغط على الفور بأطراف قطنية.
    ملاحظة: من المتوقع حدوث بعض النزيف في هذه الخطوة ، والتي تتوقف عادة بعد 1 دقيقة مع ضغط لطيف.
  17. تحقق من سلامة تدفق الدم في الشريان والوريد.
    ملاحظة: مع التدفق الشرياني السليم ، عادة ما يظهر نبض الشريان السباتي المانح ، وتتغير الغدة الدرقية المانحة من لونها الشفاف المتوهج إلى لونها المحمر الأصلي. يمكن أيضا ملاحظة اللون الأحمر للأوعية الصغيرة على مجمع LTE.
  18. ري الحقل الجراحي بمحلول ملحي هيبارين وأغلق شق الجلد بخياطة حيدة 5-0 بطريقة جارية. ضع مرهم مضاد حيوي أو لاصق للجلد على الشق.
  19. حقن 1 مل من محلول ملحي دافئ تحت الجلد لحساب فقدان السوائل أثناء الجراحة.
  20. أوقف التخدير وانقل الماوس إلى قفص الاسترداد. راقب الماوس على وسادة التدفئة حتى يستيقظ تماما لتجنب انخفاض حرارة الجسم.

النتائج

تأكيد عملية الزرع الناجحة
باستخدام البروتوكول الموصوف أعلاه ، من الممكن تقييم تدفق الدم إلى مجمع LTE من خلال مراقبة نبض الشريان السباتي المانح بعد إزالة مشابك الأوعية الدموية. عادة ما يكون النبض مرئيا ، ويؤكد اللون الأحمر الفوري للشريان المتبرع تدفق الدم النشط (الشكل...

Discussion

زاد معدل الإصابة بسرطان الحنجرة وانتشاره بنسبة 12٪ و 24٪ على التوالي خلال العقود الثلاثة الماضية ، ويخضع العديد من هؤلاء المرضى لاستئصال الحنجرة للعلاج10. يؤدي هذا الإجراء إلى تفاقم نوعية حياة الشخص بشكل كبير ، وبالتالي فإن العلاج البديل مطلوب. زرع الأوعية الدموية المركبة للحن?...

Disclosures

يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة. تم تمويل نفقات سفر ومعيشة إيجيهان ساليبسي للبحث من قبل مجلس البحوث العلمية والتكنولوجية في تركيا (TUBITAK).

Acknowledgements

نود أن نشكر راندال رايش على مساعدته الممتازة في تصوير الفيديو والتحرير.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
#1 PaperclipsStaplesOP-7404Clips are shaped manually to be used as retractors
1 cc Insulin Syringes BD 32941227 G 5/8
10-0 Ethilon Nylon SutureEthicon2870G
25 G Precision Glide NeedleBD 3051251 in
3 mL Luer-Lok Tip SyringeBD 309657
30 G Sterile Standard Blunt NeedlesCellinkNZ5300505001
5-0 Monocryl SutureEthiconY822G
8-0 Ethilon Nylon SutureEthicon2815G
Adson ForcepsFine Science Tools11027-12Straight, 1 x 2 teeth
Adventitia scissorsS&TSAS-1019 mm, 10 cm, straight
Angled ForcepsFine Science Tools00109-1145/11 cm
Artifical Tears Lubricant Opthalmic OintmentAkorn Animal Health59399-162-35
Bandaid Fabric FingertipCardinal Healthcare299399
Betadine Solution SwabsticksPurdue Products67618-153-01
Buprenex InjectionCIII12495-0757-10.3 mg/mL
Clamp applying forceps without lockAccurate Surgical & Scientific InstrumentsASSI.CAF514 cm
Cotton SwabsPuritan10806-001-PK
DeBakey forceps
Dermabond MiniCardinal Healthcare315999
Dissecting BoardsMopec22-444-314
Falcon Sterile Disposable Petri Dish Corning25373-04135 mm
Fine ScisssorsFine Science Tools14029-10Curved Sharp-Blunt 10 cm
Golden A5 2-Speed Blade Clipper Oster008OST-78005-140#10
Hair Remover Sensitive FormulaNair2260000033
Heparin Meitheal Pharmaceuticals71288-4O2-1010,000 USP units per 10 mL
IsofluranePiramal Healthcare66794-013-25
Low-Temp Micro Fine Tip CauteryBovie MedicalAA90
Mercian Visibility Background MaterialSynovis Micro CompaniesVB3Green
Microvascular Approximator Clamp without FrameAccurate Surgical & Scientific InstrumentsASSI.ABB11V0.4-1 mm Vessel Diameter
Mouse face mask kitXenotecXRK-SSmall
Needle holderS&TC-14 W5.5", 8 mm, 0.4 mm
Press n' SealGlad70441
ScalpelBraunBA21010 blade
Single Mini Vessel ClampAccurate Surgical & Scientific InstrumentsASSI.ABB11M.31 (8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Black Pair
StereomicroscopeOlympusSZ61
Sterile Alcohol Prep PadsFisherbrand06-669-62
Sterile Disposable Drape SheetsDynarexDYN4410-CASE
Sterile Gauze PadsDukal1212
Sterile Saline Hospira236173NaCl 0.9%
Sterile Surgical GlovesGammex851_A
Straight ForcepsFine Science Tools00108-1111 cm
Tissue forcepsAccurate Surgical & Scientific InstrumentsASSI.JFLP313.5 cm, 8 mm, 0.3 mm
Vannas Pattern Scissors Accurate Surgical & Scientific InstrumentsASSI.SDC15RV15 cm, 8 mm, curved 7mm blade
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-103 mm cutting edge, curved
Vessel Dilator Tip Fine Science Tools00126-11Diameter 0.1 mm/Angled 10/11 cm
Vessel Dilator, Classic lineS&TD-5a.3 W9 mm, 0.3 mm, angled 10

References

  1. Strome, M., et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up. The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).
  2. Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy. Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).
  3. Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation. Journal of Transplantation. 2016, (2016).
  4. Kluyskens, P., Ringoir, S. Follow-up of a human larynx transplantation. Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).
  5. Krishnan, G., et al. The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review. Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).
  6. Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. Rat model for a vascularized laryngeal allograft. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).
  7. Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).
  8. Shipchandler, T. Z., et al. New mouse model for studying laryngeal transplantation. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).
  9. Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model. The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).
  10. Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. Updates on larynx cancer epidemiology. Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).
  11. Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. Rat model for a vascularized laryngeal allograft. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), (1992).
  12. Work, W. P., Boles, R. Larynx: Replantation in the dog. Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).
  13. Birchall, M. A., et al. Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation. British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).
  14. Nakai, K., et al. Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue. Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).
  15. Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus. Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).
  16. Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-αβ T-cell receptor antibody immunosuppression. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).
  17. Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. Decoy NF-κB fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells. The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

191

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved