JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نقدم ثلاثة بروتوكولات لتحليل البيانات لتصوير الأوعية بالفلوريسئين (FA) والتصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) في دراسة انسداد الوريد الشبكي (RVO).

Abstract

توفر التطورات في أدوات تصوير العيون مستوى غير مسبوق من الوصول إلى الباحثين الذين يعملون مع نماذج حيوانية لإصابات الأوعية الدموية العصبية. للاستفادة بشكل صحيح من هذه القابلية الأكبر للترجمة ، هناك حاجة إلى ابتكار طرق قابلة للتكرار لاستخلاص البيانات الكمية من هذه الصور. يمكن لتصوير التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) حل أنسجة الشبكية بدقة ميكرومتر والكشف عن الاختلافات الوظيفية في تدفق الدم الوعائي. هنا ، نحدد قراءات الأوعية الدموية غير الباضعة التي نستخدمها لتوصيف الضرر المرضي بعد إهانة الأوعية الدموية في نموذج فأر محسن لانسداد الوريد الشبكي (RVO). تشمل هذه القراءات تحليل التصوير المباشر لمورفولوجيا الشبكية ، وقياس عدم تنظيم الطبقات الداخلية للشبكية (DRIL) لنقص تروية الشعيرات الدموية ، ومقاييس تصوير الأوعية بالفلوريسئين لوذمة الشبكية وكثافة الأوعية الدموية. تتوافق هذه التقنيات مباشرة مع تلك المستخدمة لفحص المرضى الذين يعانون من أمراض الشبكية في العيادة. يتيح توحيد هذه الأساليب مقارنة مباشرة وقابلة للتكرار للنماذج الحيوانية مع الأنماط الظاهرية السريرية لأمراض العيون ، مما يزيد من القوة الانتقالية لنماذج إصابات الأوعية الدموية.

Introduction

أمراض الأوعية الدموية العصبية هي مشكلة رعاية صحية رئيسية مسؤولة عن السكتات الدماغية الإقفارية ، وهي سبب رئيسي للوفيات والمراضة ، وأمراض الأوعية الدموية في شبكية العين التي تؤدي إلى فقدان البصر 1,2. لنمذجة الأمراض الوعائية العصبية ، نستخدم نموذج فأر لانسداد الوريد الشبكي (RVO). هذا النموذج غير جراحي ويستخدم تقنيات تصوير مماثلة لتلك المستخدمة لفحص الأشخاص المصابين بأمراض الأوعية الدموية في شبكية العين في بيئة سريرية. وبالتالي فإن استخدام هذا النموذج يزيد من إمكانات الترجمة للدراسات التي تستخدم هذا النموذج. كما هو الحال مع جميع طرز الماوس ، من الأهمية بمكان زيادة قابلية استنساخ النموذج.

أمراض الأوعية الدموية في شبكية العين هي سبب رئيسي لفقدان البصر لدى الأشخاص الذين تقل أعمارهم عن 70 عاما. RVO هو ثاني أكثر أمراض الأوعية الدموية الشبكية شيوعا بعد اعتلال الشبكية السكري3. تشمل السمات السريرية المميزة ل RVO الإصابة الإقفارية وذمة الشبكية وفقدان البصر نتيجة لفقدان الخلايا العصبية 3,4. تم تطوير نماذج الفئران من RVO باستخدام التخثير الضوئي بالليزر للأوعية الرئيسية وصقلها لتكرار الأمراض السريرية الرئيسية التي لوحظت في RVOالبشري 5،6،7. تسمح التطورات في تصوير العيون أيضا بتكرار أدوات التشخيص غير الباضعة المستخدمة في البشر ، وهي تصوير الأوعية بالفلوريسئين (FA) والتصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT)6. يسمح تصوير الأوعية بالفلوريسئين بمراقبة التسرب بسبب انهيار حاجز الدم والشبكية (BRB) وكذلك ديناميكيات تدفق الدم في شبكية العين ، بما في ذلك مواقع الانسداد ، باستخدام حقن الفلوريسئين ، صبغة فلورسنت صغيرة 8,9. يسمح التصوير المقطعي المحوسب بالحصول على صور مقطعية عالية الدقة لشبكية العين ودراسة سمك وتنظيم طبقات الشبكية10. كان تحليل صور FA تاريخيا نوعيا إلى حد كبير ، مما يحد من إمكانية المقارنة المباشرة والقابلة للتكرار بين الدراسات. في الآونة الأخيرة ، تم تطوير عدد من الطرق لتحديد سمك الطبقة في تصوير OCT ، على الرغم من عدم وجود بروتوكول تحليل موحد حاليا ويختلف موقع الحصول على صورة OCT11. من أجل الاستفادة بشكل صحيح من هذه الأدوات ، هناك حاجة إلى منهجية تحليل بيانات موحدة وكمية وقابلة للتكرار. في هذه الورقة ، نقدم ثلاث قراءات وعائية تستخدم لتقييم الضرر المرضي في نموذج فأر لتسرب RVO-fluorescein ، وسمك طبقة OCT ، وعدم تنظيم طبقات الشبكية.

Protocol

يتبع هذا البروتوكول بيان جمعية أبحاث الرؤية وطب العيون (ARVO) لاستخدام الحيوانات في أبحاث العيون والرؤية. تمت الموافقة على تجارب القوارض ومراقبتها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) بجامعة كولومبيا.

ملاحظة: تم التصوير على ذكور C57BL / 6J البالغة من العمر شهرين والتي تزن حوالي 23 جم.

1. إعداد الكواشف لتصوير الشبكية

  1. تحضير محلول الفلوريسئين عن طريق الحقن.
    ملاحظة: الفلوريسئين حساس جدا للضوء. يحفظ بعيدا عن الضوء ويستخدمه بعد وقت قصير من التحضير.
    1. تمييع الفلوريسئين إلى تركيز 1 ٪ في المياه المالحة المعقمة.
  2. تحضير الكيتامين / الزيلازين
    1. يتم تمييع الكيتامين والزيلازين في محلول ملحي معقم وفقا للتركيز التالي: الكيتامين (80-100 ملغ/كغ) وزيلازين (5-10 ملغ/كغ).
  3. محلول ملحي معقم
    1. تحضير حقنة 5 مل بإبرة 26 جم بمحلول ملحي معقم.

2. التصوير OCT والفلوريسئين

  1. قم بتشغيل صندوق ضوء مجهر تصوير الشبكية وجهاز OCT ومنصة الماوس الساخنة.
  2. قم بتشغيل الكمبيوتر وافتح برنامج التصوير.
  3. أضف قطرة واحدة من فينيليفرين وتروبيكاميد إلى كل عين.
  4. حقن 150 ميكرولتر من التخدير (الكيتامين (80-100 ملغم / كغم) وزيلازين (5-10 ملغ / كغ)) داخل الصفاق (IP). تحديد عمق التخدير عن طريق قرصة اصبع القدم وانتظر حتى لا يستجيب الحيوان. ضع مرهم العيون أو الدموع الاصطناعية على كلتا العينين.
  5. استيعاب الماوس على المنصة.
  6. اضبط ارتفاع وزاوية المنصة حتى يصبح عرض قاع الشبكية واضحا ومركزا. التقط صورة لقاع العين.
  7. افتح برنامج التصوير و OCT. في برنامج OCT ، اضبط الدفع على 5.
  8. التقط صورة OCT على بعد 75 ميكرومتر من الحرق. كرر ذلك مع الأرباع الثلاثة الأخرى من شبكية العين.
  9. حقن 100 ميكرولتر من 1٪ فلوريسئين IP.
  10. قم بتبديل الكاميرا إلى مرشح 488 نانومتر. زيادة كسب الكاميرا إلى 5.
  11. التقط صورة لقاع العين في تمام 5 دقائق بعد حقن الفلوريسين.
    ملاحظة: تجنب تعريض العين لفترات طويلة لضوء الكاميرا عند أقصى قدر من الإعداد، لأن الفلوريسئين يمكن أن يؤدي إلى تفاقم التلف الضوئي في شبكية العين. احتفظ بمصدر الضوء بعيدا حتى ينقضي وقت الانتظار لمدة 5 دقائق ويكون الماوس جاهزا للتصوير.

3. الرعاية اللاحقة

  1. حقن 1 مل من محلول ملحي معقم IP. ضع قطرات العين المزلقة على كلتا العينين. ضع مرهم العيون أو الدموع الاصطناعية على كلتا العينين.
  2. راقب الفأر وهو يتعافى من التخدير. العودة إلى القفص مع الحيوانات الأخرى فقط عندما تتعافى تماما ، بشكل عام بعد حوالي 40 دقيقة.

4. تقييم معايير الاستبعاد

  1. افتح صورة قاع العين التي تم التقاطها بعد 24 ساعة من الإجراء لتقييم معايير الاستبعاد. استبعد العين إذا تم تحديد أي من المعايير التالية.
  2. تقييم ما إذا كانت الصورة لا تحتوي على أي انسداد
    1. تقييم الصورة لعدد الأوعية المسدودة.
      ملاحظة: عادة ما يكون للانسداد الناجح بعض التصبغ الأرجواني على الحرق أو حوله ، وعاء رقيق جدا أو متقطع من خلال الحرق ، مظهر وعاء باهت أو غير موجود خارج منطقة الحرق ، وتغير لون الشبكية من نقص الأكسجة. إذا كان من الممكن رؤية الوعاء بأكمله من خلال الحرق الأبيض بواسطة الليزر ، فقد فشل الوعاء في الانسداد. في بعض الأحيان ، يبدو الوعاء مسدودا جزئيا ، ولكن إذا بدا غير منقطع خارج الحرق ، فمن المحتمل ألا ينسد الوعاء.
    2. بالنسبة للحالات الغامضة ، استخدم تصوير FA في نفس النقطة الزمنية لتقييم الانسداد. في هذه الصور ، سيظهر الانسداد ككسر في استمرارية السفينة ، غالبا مع تناقص الوعاء المحيط.
    3. إذا تم تحديد عدم وجود انسداد ، استبعد العين من التحليل ، حيث يعتبر RVO غير فعال.
      ملاحظة: عادة ما يتم حل الانسدادات بحلول 48-72 ساعة بعد RVO ، ويجب عدم استخدام وجود الانسدادات كمعيار استبعاد في هذه النقاط الزمنية.
  3. تقييم قاع العين وصور OCT لانفصال الشبكية المفرط
    ملاحظة: تراكم السوائل تحت الشبكية شائع بعد تحريض RVO ، ويسبب انفصال الشبكية العصبية عن RPE. يتم تعريف المعايير الإقصائية لانفصال الشبكية المفرط على النحو التالي: سيكون OCT إما غير قابل للعرض تماما ، أو ستظهر بعض الطبقات مشوهة بشكل لا يصدق. جودة الصورة رديئة ، مع فقدان دقة طبقات الضفيرة الخارجية و RPE. الفصل بين الشبكية العصبية والمشيمية أكبر مما يسمح به مجال رؤية OCT. على صورة قاع العين ، ستكون نغمة شبكية العين بيضاء بالكامل تقريبا ، مع بعض البقع الأرجوانية. قد يبدو جزء من شبكية العين مشوها وخارج نطاق التركيز. هذا لأنه قد انفصل وهو على مسافة بؤرية مختلفة عن بقية شبكية العين.
    1. إذا كان تقييم الصور من العين يحدد انفصال محيطي أو كامل للشبكية ، استبعد العين من التحليل.
  4. استبعاد الصور التي تحتوي على دليل على إعتام عدسة العين في القرنية
    ملاحظة: يظهر إعتام عدسة العين في القرنية كنقطة بيضاء معتمة على قرنية الفأر. يحدث إعتام عدسة العين عادة بسبب عدم كفاية تزييت العينين أثناء تخدير الحيوان ويمكن تجنبه إلى حد كبير من خلال الحرص على تطبيق مرهم العين بسخاء. يمكن التعرف على إعتام عدسة العين بشكل عام قبل التصوير عن طريق فحص الحيوان. يجب استبعاد الفئران التي أصيبت بإعتام عدسة العين من مجموعة البيانات دون الحاجة إلى الخضوع لعملية التصوير. في التصوير ، سوف يحجب إعتام عدسة العين شبكية العين عن الكاميرا ، وسيظهر OCT مشوها.
  5. تقييم الصورة للنزيف المفرط
    ملاحظة: يمكن تحديد النزف المفرط على أنه كميات من السائل الأحمر في الصورة ، وعادة ما يحجب خلفية الشبكية والأوعية الدموية والحروق. ستكون هذه المناطق من السائل الأحمر أكثر إشراقا وحمراء معتمة من البقع الأرجوانية الطبيعية في RVO الناجح. يظهر النزيف في طبقة الخلايا العقدية في تصوير OCT ويتداخل مع القدرة على تصور طبقات الشبكية الأخرى تحت النزيف.
    1. إذا تم تحديد الصورة على أنها تعاني من نزيف مفرط ، فقم باستبعاد العين من التحليل.

5. معالجة صور الفلوريسئين

  1. افتح صورة الفلوريسئين في برنامج معالجة الصور.
  2. تكرار الصورة
  3. باستخدام أداة الاختيار ، تتبع بعناية الأوعية الرئيسية.
    1. الأوعية الرئيسية هي الأوردة والشرايين السميكة التي تشع من القرص البصري. تجاهل أي سفن متفرعة من هذه السفن.
    2. إذا كان التسرب يمنع رؤية مخطط الوعاء بالقرب من موقع الانسداد ، فتتبع التسرب في الموقع التقريبي للوعاء (حافظ على السماكة ، وقم بتوصيل آخر نقطة مرئية بالنقطة المرئية التالية).
  4. في الصورة الأولى ، احذف التحديد ، مع ترك الخلفية فقط. احفظ هذه الصورة المقنعة.
  5. انقل التحديد إلى الصورة الثانية ، واعكس التحديد وحذفه ، وعزل الأوعية. احفظ هذه الصورة المقنعة.
  6. افتح الصورتين في ImageJ. افتح صورة الخلفية وقم بقياس الكثافة المدمجة.
  7. افتح صورة السفينة ، وحدد الخطوط العريضة للأوعية ، ثم قم بقياس متوسط الشدة.
  8. قسم الكثافة المتكاملة للخلفية على متوسط شدة الأوعية ، مما يولد نسبة التسرب للعين.
  9. سجل نسبة التسرب هذه لكل عين في مجموعة تجريبية.
  10. لمزيد من التحكم في الخلفية ، قم بتطبيع العيون التجريبية إلى متوسط نسبة التسرب لعيون التحكم غير المصابة.
    ملاحظة: من أجل إنشاء تقدير كمي موحد لتسرب الفلوريسئين في صورة FA ، يستخدم هذا الحساب نسبة كثافة الخلفية (حيث سيكون التسرب موجودا) مع سطوع الأوعية الرئيسية لإنشاء نتائج تتحكم في الاختلاف في السطوع من صورة إلى أخرى ويمكن قياسها كميا بشكل موثوق. العيون غير التالفة ليس لها تسرب ويجب أن يكون لها نظريا نسب صفر. وبالتالي ، فإن النسب المحسوبة من عيون التحكم غير التالفة هذه تمثل ضوضاء الخلفية ، وتستخدم هذه القيمة لزيادة تطبيع القيم التجريبية.

6. سمك طبقة الشبكية

  1. افتح صورة OCT في برنامج معالجة الصور.
  2. تتبع حدود طبقة الخلية العقدية ، وطبقة الضفيرة الداخلية ، والطبقة النووية الداخلية ، وطبقة الضفيرة الخارجية ، وطبقة مستقبلات الضوء ، وطبقة RPE. قياس متوسط سمك كل طبقة.
  3. كرر ذلك لصور OCT من الأرباع الثلاثة الأخرى من شبكية العين. متوسط سمك الطبقة المتوسط عبر الأرباع الأربعة للحصول على متوسط سمك كل طبقة شبكية للعين.
  4. كرر لكل عين في المجموعة التجريبية.

7. عدم تنظيم الطبقات الداخلية للشبكية (DRIL)

  1. افتح صورة OCT في ImageJ.
  2. باستخدام أداة الخط ، قم بقياس المسافة التي يكون فيها الحد العلوي للطبقة الضفيرية الخارجية غير واضح.
    ملاحظة: من المهم التمييز بين DRIL والمناطق ذات الرؤية الضعيفة للطبقة الناتجة عن القطع الأثرية التصويرية. قد تؤدي جودة صورة OCT الرديئة إلى إبطال العين لتحليل DRIL إذا كانت دقة الصورة الكافية غير ممكنة. عادة ما تحتوي الصور التي تحتوي على DRIL على مناطق أخرى أو طبقات شبكية تم حلها وتنظيمها بوضوح ، مما قد يكون مؤشرا جيدا لجودة الصورة الكافية.
    1. قم بالقياس أفقيا من خط العرض حيث يبدأ الفوضى إلى خط العرض حيث تصبح الحدود العليا للطبقة الضفيرية الخارجية مرئية مرة أخرى ، إن وجدت. حتى إذا تحولت الطبقة الضفيرية الخارجية لأعلى أو لأسفل عموديا ، فقم بالقياس أفقيا تماما.
    2. قد تكون هناك مناطق متعددة من عدم التنظيم مفصولة بمناطق خالية من عدم التنظيم. قم بقياسها بشكل فردي واحسب مجموع المسافات.
  3. اقسم طول عدم التنظيم على الطول الإجمالي لشبكية العين المرئية في كل صورة OCT للحصول على نسبة عدم التنظيم للصورة.
  4. كرر القياس والحساب لصور OCT من الأرباع الثلاثة الأخرى من شبكية العين.
  5. خذ متوسط نسب عدم التنظيم من صور OCT الأربعة. يمثل هذا الرقم متوسط عدم التنظيم لشبكية العين بأكملها. كرر لكل عين في المجموعة التجريبية.

النتائج

تسمح طرق التحليل هذه بالقياس الكمي لأمراض الشبكية التي تم التقاطها بواسطة تصوير FA و OCT. استخدمت التجارب التي تم استخراج البيانات التمثيلية منها ذكور الفئران C57BL / 6J التي كانت إما بمثابة عناصر تحكم غير مصابة أو خضعت لإجراء RVO وتلقت إما قطرات العين المعالجة Pen1-XBir3 أو قطرات العين Pen1-Saline للمركبة....

Discussion

يقدم تصوير شبكية القوارض غير الباضعة وسيلة لدراسة علم الأمراض وتطوير التدخلات. طورت الدراسات السابقة وحسنت نموذجا للفأر من RVO ، مما حد من التباين وسمح بترجمة موثوقة للأمراض السريرية الشائعة في شبكية العين5،7،13. تسمح التطورات في تكنولوجيا...

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من خلال منحة برنامج زمالة أبحاث الخريجين التابع لمؤسسة العلوم الوطنية (NSF-GRFP) DGE - 1644869 (إلى CKCO) ، والمعهد الوطني للعيون (NEI) 5T32EY013933 (إلى AMP) ، والمعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية (RO1 NS081333 ، R03 NS099920 إلى CMT) ، ووزارة الدفاع الجيش / القوات الجوية (DURIP إلى CMT).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AK-Fluor 10%AkornNDC: 17478-253-10light-sensitive
CarprofenRimadylNADA #141-199keep at 4 °C
GenTealAlcon00658 06401
Image JNIH
InSight 2DPhoenix Technology GroupOCT analysis software
Ketamine HydrochlorideHenry ScheinNDC: 11695-0702-1
PhenylephrineAkornNDCL174478-201-15
Phoenix Micron IVPhoenix Technology GroupRetinal imaging microscope
Phoenix Micron Meridian ModulePhoenix Technology GroupLaser photocoagulator software
Phoenix Micron Optical Coherence Tomography ModulePhoenix Technology GroupOCT imaging software
Phoenix Micron StreamPix ModulePhoenix Technology GroupFundus imaging and acquisition targeting
PhotoshopAdobe
RefreshAllergan94170
TropicamideAkornNDC: 174478-102-12
XylazineAkornNDCL 59399-110-20

References

  1. Tong, X., et al. The burden of cerebrovascular disease in the united states. Preventing Chronic Disease. 16, 180411 (2019).
  2. Nakahara, T., Mori, A., Kurauchi, Y., Sakamoto, K., Ishii, K. Neurovascular interactions in the retina: physiological and pathological roles. Journal of Pharmacological Sciences. 123 (2), 79-84 (2013).
  3. Jaulim, A., Ahmed, B., Khanam, T., Chatziralli, I. Branch retinal vein occlusion: epidemiology, pathogenesis, risk factors, clinical features, diagnosis, and complications. An update of the literature. Retina. 33 (5), 901-910 (2013).
  4. Ho, M., Liu, D. T. L., Lam, D. S. C., Jonas, J. B. Retinal vein occlusions, from basics to the latest treatment. Retina. 36 (3), 432-448 (2016).
  5. Zhang, H., et al. Development of a new mouse model of branch retinal vein occlusion and retinal neovascularization. Japanese Journal of Ophthalmology. 51 (4), 251-257 (2007).
  6. Ebneter, A., Agca, C., Dysli, C., Zinkernagel, M. S. Investigation of retinal morphology alterations using spectral domain optical coherence tomography in a mouse model of retinal branch and central retinal vein occlusion. PLoS One. 10 (3), 0119046 (2015).
  7. Fuma, S., et al. A pharmacological approach in newly established retinal vein occlusion model. Scientific Reports. 7, 43509 (2017).
  8. Cavallerano, A. Ophthalmic fluorescein angiography. Clinical Optometry. 5 (1), 1-23 (1996).
  9. Laatikainen, L. The fluorescein angiography revolution: a breakthrough with sustained impact. Acta Ophthalmologica Scandinavica. 82 (4), 381-392 (2004).
  10. Huang, D., et al. Optical coherence tomography. Science. 254 (5035), 1178-1181 (1991).
  11. Oberwahrenbrock, T., et al. Reliability of intra-retinal layer thickness estimates. PLoS One. 10 (9), 0137316 (2015).
  12. Avrutsky, M. I., et al. Endothelial activation of caspase-9 promotes neurovascular injury in retinal vein occlusion. Nature Communications. 11 (1), 3173 (2020).
  13. Colón Ortiz, C., Potenski, A., Lawson, J., Smart, J., Troy, C. Optimization of the retinal vein occlusion mouse model to limit variability. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (174), e62980 (2021).
  14. Schmidt-Erfurth, U., et al. Guidelines for the management of retinal vein occlusion by the European society of retina specialists (EURETINA). Ophthalmologica. 242 (3), 123-162 (2019).
  15. Yoshimura, T., et al. Comprehensive analysis of inflammatory immune mediators in vitreoretinal diseases. PLoS One. 4 (12), 8158 (2009).
  16. Mezu-Ndubuisi, O. J. In vivo angiography quantifies oxygen-induced retinopathy vascular recovery. Optometry and Vision Science. 93 (10), 1268-1279 (2016).
  17. Hui, F., et al. Quantitative spatial and temporal analysis of fluorescein angiography dynamics in the eye. PLoS One. 9 (11), 111330 (2014).
  18. Berry, D., Thomas, A. S., Fekrat, S., Grewal, D. S. Association of disorganization of retinal inner layers with ischemic index and visual acuity in central retinal vein occlusion. Ophthalmology. Retina. 2 (11), 1125-1132 (2018).
  19. Nicholson, L., et al. Diagnostic accuracy of disorganization of the retinal inner layers in detecting macular capillary non-perfusion in diabetic retinopathy. Clinical & Experimental Ophthalmology. 43 (8), 735-741 (2015).
  20. Obrosova, I., Chung, S., Kador, P. Diabetic cataracts: mechanisms and management. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 26 (3), 172-180 (2010).
  21. Hegde, K., Henein, M., Varma, S. Establishment of the mouse as a model animal for the study of diabetic cataracts. Ophthalmic Research. 35 (1), 12-18 (2003).
  22. Takahashi, H., et al. Time course of collateral vessel formation after retinal vein occlusion visualized by OCTA and elucidation of factors in their formation. Heliyon. 7 (1), 05902 (2021).
  23. Haj Najeeb, B., et al. Fluorescein angiography in diabetic macular edema: A new approach to its etiology. Investigation Ophthalmology & Visual Science. 58 (10), 3986-3990 (2017).
  24. Alam, M., et al. Quantitative optical coherence tomography angiography features for objective classification and staging of diabetic retinopathy. Retina. 40 (2), 322-332 (2020).
  25. Uddin, M., Jayagopal, A., McCollum, G., Yang, R., Penn, J. In vivo imaging of retinal hypoxia using HYPOX-4-dependent fluorescence in a mouse model of laser-induced retinal vein occlusion (RVO). Investigation Ophthalmology & Visual Science. 58 (9), 3818-3824 (2017).
  26. Qiang, W., Wei, R., Chen, Y., Chen, D. Clinical pathological features and current animal models of type 3 macular neovascularization. Frontiers in Neuroscience. 15, 734860 (2021).
  27. Park, J., et al. Imaging laser-induced choroidal neovascularization in the rodent retina using optical coherence tomography angiography. Investigation Ophthalmology & Visual Science. 57 (9), 331 (2016).
  28. Chen, J., Qian, H., Horai, R., Chan, C., Caspi, R. Use of optical coherence tomography and electroretinography to evaluate retinal pathology in a mouse model of autoimmune uveitis. PLoS One. 8 (5), 63904 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

182

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved