JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يسمح البروتوكول الحالي بالتوصيل الفعال والمستقر للكريات المجهرية الفلورية (MS) والنقاط الكمومية (QD) إلى عضلة القلب للأسماك الحية التي يمكن تتبعها (تتبعها) بمرور الوقت.

Abstract

أثبتت أسماك الزرد أنها نموذج مهم لدراسة تكوين القلب والأوعية الدموية ووظيفتها أثناء تطور وتجديد ما بعد الجنين. يصف البروتوكول الحالي طريقة لحقن متتبعات الفلورسنت في عضلة القلب لسمك الزرد لدراسة امتصاص السائل الخلالي والحطام في الأوعية اللمفاوية القلبية. للقيام بذلك ، يتم إدخال الكريات المجهرية (قطر 200 نانومتر) والنقاط الكمومية (قطرها <10 نانومتر) في عضلة القلب لأسماك الزرد الحية ، والتي يمكن تتبعها باستخدام الفحص المجهري متحد البؤر خارج الجسم الحي . ثم يتم تتبع هذه المتتبعات بشكل متقطع على مدى عدة ساعات لمتابعة التصفية من عضلة القلب إلى الأوعية اللمفاوية القلبية. يتم نقل النقاط الكمومية عبر الأوعية اللمفاوية القلبية بعيدا عن القلب ، بينما تبقى الكريات المجهرية الأكبر حجما في موقع الحقن لأكثر من ثلاثة أسابيع. يمكن توسيع طريقة الحقن داخل القلب هذه لتشمل استخدامات أخرى ، بما في ذلك حقن التصلب العصبي المتعدد المغلف أو الهلاميات المائية لإطلاق الخلايا أو البروتينات أو المركبات التي تهم المنطقة المستهدفة من القلب محليا.

Introduction

الجهاز اللمفاوي ضروري للحفاظ على توازن الأنسجة والسوائل ، وتعديل الاستجابة المناعية بعد الإصابة ، وامتصاص الدهون في الأمعاء1. تدعم الأدلة المتراكمة الأدوار الواسعة للجهاز اللمفاوي في مختلف سياقات المرض والتنمو. ومع ذلك ، يتم إعاقة الدراسات الميكانيكية لأن الأوعية اللمفاوية قد يكون من الصعب تصور ، ويمكن أن تكون وظائفها غير مؤكدة. اعتمدت تقنيات التصوير المبكرة على القدرة الطبيعية للجهاز اللمفاوي على امتصاص أجهزة التتبع المحقونة ، ثم نقلها عبر شبكة الأوعية اللمفاوية ، مما يسمح بالكشف والتصور1. لا يمكن استخدام هذه الطريقة لتصور الأدوية اللمفاوية فحسب ، بل يمكن استخدامها أيضا لتحديد قدرتها على امتصاص السوائل والجزيئات الكبيرة من الأنسجة.

تشمل الشبكة اللمفاوية الواسعة أيضا الجهاز اللمفاوي القلبي ، والذي ثبت أنه يلعب دورا أساسيا في تجديد أسماك الزرد2،3،4. يعد فهم الاختلافات والتشابهات في الوظيفة اللمفاوية عبر الأنواع المختلفة أمرا بالغ الأهمية للاستفادة من هذه المعرفة سريريا. لذلك ، هناك حاجة لاستكشاف التقنيات التي يمكنها قياس وتصور الوظيفة اللمفاوية عبر الكائنات الحية النموذجيةالمختلفة 5،6. اللمفاوية هي أوعية حادة تنقل السوائل في اتجاه واحد بعيدا عنالأنسجة 7. مطلوب حقن داخل القلب للأصباغ الفلورية لمراقبة التصريف اللمفاوي من أنسجة القلب. كما تم استخدام الحقن داخل عضلة القلب سريريا وفي نماذج الثدييات قبل السريرية لزرع الخلايا الجذعية والسلفية أو المركبات الخارجية مثل الهيدروجيل لاختبار تحسين وظائف القلب بعد احتشاء عضلة القلب8،9،10. لم يتم وصف حقن سمك الزرد داخل القلب بالتفصيل ، مما حد من استخدام مثل هذه الأساليب التجريبية لقلب الزرد.

تم وصف الحقن في مساحة التامور لسمك الزرد وتدفق الدم الجهازي داخل تجويف القلب بالتفصيل سابقا11،12 ، وتم الإبلاغ عن الحقن الناجح داخل القلب لمتتبعات الفلورسنت في أسماك الزردالبالغة 2. توفر هذه المقالة بروتوكولا مفصلا لإجراء الحقن داخل القلب في أسماك الزرد البالغة. يمكن للعديد من خطوط أسماك الزرد المعدلة وراثيا تحديد الأوعية اللمفاوية. ومع ذلك ، هناك حاجة لاستكشاف طرق لفهم التصريف اللمفاوي أو تصور اللمفاوية في حالة عدم وجود علامات معدلة وراثيا. تستخدم متتبعات الفلورسنت والكريات المجهرية (MS) والنقاط الكمومية (QD) هنا لتصور موقع الحقن وتدفق السوائل إلى اللمفاويات القلبية. QD هي بلورات نانوية فلورية يبلغ قطرها <10 نانومتر ويمكن ضبط خصائصها البصرية وتكييفها لخدمة العديد من التطبيقات الطبيةالحيوية 13،14. يتم امتصاص QD بسهولة عن طريق الأوعية اللمفاوية ولكن ليس عن طريق الأوعية الدموية عند حقنها بين15،16. MS عبارة عن حبات بوليسترين مطلية بالفلورسنت يبلغ قطرها حوالي 200 نانومتر15. على هذا النحو ، فإن مرض التصلب العصبي المتعدد أكبر بكثير من QD وأكثر ثباتا بشكل ملحوظ عند حقنه في عضلة القلب ، مما يسمح بتحديد موقع الحقن بشكل متسق. هذه الطريقة مفيدة لدراسة الوظيفة اللمفاوية أثناء تجديد القلب ولكن يمكن تكييفها لدراسة جوانب مختلفة من بيولوجيا القلب باستخدام الإدخال الموضعي المستقر للخرز المطلي أو الهلاميات المائية أو مستحضرات الخلايا.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه في طب وايل كورنيل (بروتوكول 2020-0027) واتبعت الإرشادات المناسبة. تم إجراء التجارب التالية على ذكور وإناث أسماك الزرد البرية من النوع البري AB الذين تتراوح أعمارهم بين 14 و 20 شهرا بعد الإخصاب للبالغين ، و 35 يوما بعد الإخصاب للأحداث.

1. سحب الإبرة وإعداد الكاشف

  1. اسحب شعيرات دموية زجاجية من زجاج البورسليكات قياسي مقاس 1.2 مم OD (القطر الخارجي) باستخدام مجتذب إبرة (الشكل 1 أ ، ب) (انظر جدول المواد) ، إلى إبرتين باستخدام الإعدادات المثلى. في هذه الحالة ، الحرارة 525 ؛ سحب 65 ؛ السرعة 60 ؛ الوقت 250.
  2. حصلت Vortex تجاريا على المحاليل الغروية من MS (1٪ مواد صلبة في الماء) و QD (2 ميكرومتر ، انظر جدول المواد).
    ملاحظة: المحلول الغروي MS أبيض اللون ويمكن رؤيته بسهولة عند الحقن.
  3. قم بتصفية 500 ميكرولتر من المحلول الغروي لمخزون MS من خلال مرشح حقنة 0.45 ميكرومتر (انظر جدول المواد) لتقليل انسداد الإبرة.
  4. لتحضير المحلول الغروي العامل لمرض التصلب العصبي المتعدد فقط ، قم بتخفيف 100 ميكرولتر من المحلول الغروي MS المصفى ب 100 ميكرولتر من 1x PBS (محلول ملحي مخزن بالفوسفات).
  5. لتحضير المحلول الغروي العامل ل MS و QD ، امزج 100 ميكرولتر من المحلول الغروي MS المصفى مع 100 ميكرولتر من المحلول الغروي QD.
    ملاحظة: اعتمادا على التجربة ، يمكن خلط مرض التصلب العصبي المتعدد و QD أو حقنهما بشكل فردي.
  6. قم بإعداد وترتيب الكواشف والمعدات اللازمة: المجسم ، الإسفنجة الرطبة ، المعالج الدقيق ، الحاقن ، ماصة 20 ميكرولتر ، محلول ثلاثي الكنائين ، مقص استئصال القزحية المستقيمة ، الملقط ، الإبر المسحوبة ، أطراف الفيمتودر الدقيقة ، خزانات الاسترداد ، والشبكات كما هو موضح في الشكل 1D (انظر جدول المواد).
  7. قم بتشغيل مصدر هواء الحاقن وقم بإعداد نبضة الحقن المسورة بدلا من نبضة الحقن الموقوتة.
    ملاحظة: للحصول على تفاصيل الأداة ، يرجى الاطلاع على جدول المواد. تتطلب بعض الأدوات إدخال دواسة الحقن في منفذ الإدخال المسور على الجانب الخلفي للجهاز.

2. تحضير محطة الحقن وإعداد سمك الزرد

  1. قم بتشغيل مجهر التشريح واضبط التركيز.
  2. باستخدام أطراف ماصة اللودر الصغير، قم بتحميل محلول التحكم (على سبيل المثال، 0.05٪ من الفينول الأحمر في 1x PBS).
  3. أدخل الإبرة في حامل الإبرة في الحاقن الدقيق.
  4. تحت مجهر التشريح ، قم بقطع الإبرة المسحوبة على بعد 1 مم من الحافة باستخدام الملقط.
    ملاحظة: قطع الإبرة ضيقة قدر الإمكان هو الأمثل لثقب عضلة القلب. ومع ذلك ، إذا كانت الإبرة ضيقة جدا ، فقد تنحني عند محاولة اختراق أنسجة القلب.
  5. اضبط ضغط الحقن المناسب على حوالي 0.50 كيلو باسكال / 7.3 رطل لكل بوصة مربعة ، وضغط التوازن إلى حوالي 0 رطل لكل بوصة مربعة حتى لا يكون هناك تراجع للسائل في الإبرة (الشكل 1C).
  6. بمجرد الوصول إلى الضغط المطلوب ، اختبر إعداد الحقن ، وسجل الوقت المستغرق لحقن بلعة من المحلول في الزيت المعدني الذي يقل قطره عن 1 مم (<0.5 ميكرولتر).
    ملاحظة: من الناحية المثالية، يجب أن يطلق الحقن السائل عند حوالي 50 نانولتر/ثانية لإعطاء قطر بلعة تقريبي يبلغ 0.8 مم في 5 ثوان. اعتمادا على قطر طرف الإبرة ، يمكن إجراء تعديلات في الوقت والضغط لحقن 0.25-0.3 ميكرولتر في سمكة واحدة خلال حقن 5 ثوان. من المستحسن أن يكون ضغط الحقن المرتفع ، على عكس وقت الحقن الأطول ، لضمان إمكانية التغلب على ضغط الأنسجة الخلالية المرتفع أثناء الحقن.
  7. قم بتحميل الإبرة بالحجم المحدد (على سبيل المثال ، 10-15 ميكرولتر ، الشكل 1 ب) من محلول الحقن وكرر الخطوات 2.5-2.6.
    ملاحظة: الحقن بوابات سوف تسمح للمرء بالحقن طالما يتم الضغط على دواسة القدم, السماح بإجراء تعديلات على موضع الطرف ليتم إجراؤها حتى يتم العثور على موقع حقن داخل الأنسجة الصحيحة.
  8. أدخل الإبرة المحملة بمحلول الحقن في حامل الإبرة للحاقن الدقيق.

3. الحقن

  1. قم بإعداد إسفنجة مخددة عن طريق نحت مخطط يشبه السمكة في المنتصف.
  2. تحضير تركيز عمل التريكيين عن طريق تخفيف 4.2 مل من محلول المرق (4 مجم / مل) إلى 100 مل من مياه المنشأة السمكية (انظر جدول المواد) في طبق متبلور.
  3. قم بتخدير سمك الزرد في محلول التريكيين حتى تقل حركة الخياشيم وتتوقف عن السباحة.
    ملاحظة: اضغط على الذيل لتأكيد فقدان الاستجابة في سمك الزرد المخدر.
  4. ضع سمكة الزرد بحيث يكون جانبها البطني مواجها للعدسة الشيئية في الإسفنجة المحززة المبللة تحت المجهر التشريح (الشكل 2 أ والشكل 3 أ).
  5. استخدم مقص قزحية العين لعمل قطع عرضي صغير على مستوى الزعانف الصدرية وفتح تجويف الصدر (فيديو تكميلي 1).
  6. باستخدام الملقط ، قشر التامور برفق لكشف قمة القلب (الشكل 3 ب).
  7. مع وجود حامل الإبرة المحمل في متناول اليد ، قم بتوجيه الإبرة نحو قمة البطين بزاوية حادة تبلغ <30 درجة إلى محور الجسم.
  8. أدخل إبرة 0.1-0.2 مم في القلب دون اختراق البطين بعمق شديد (الشكل 2 ب والشكل 3 ب).
    ملاحظة: إذا امتلأت طرف الإبرة بالدم ، فقم بسحب الإبرة قليلا لتجنب حقن مرض التصلب العصبي المتعدد و QD في تجويف البطين.
  9. مع إدخال الإبرة في قمة القلب ، ارفع البطين قليلا بعيدا عن الجسم عن طريق تقليل الزاوية بين الإبرة ومحور الجسم أثناء تحريك طرف الإبرة نحو قاعدة القلب (الشكل 2 ج والشكل 3 ج).
    ملاحظة: قد تكون الإبرة مرئية بشكل خافت من خلال جدار عضلة القلب.
  10. ادفع الإبرة أكثر نحو الرأس حتى يتحرك طرف الإبرة نحو سطح عضلة القلب.
  11. الحقن عن طريق الضغط على دواسة جهاز الحقن المجهري لمدة ~ 1-5 ثوان أو حتى تظهر بقعة بيضاء داخل أنسجة القلب (الأشكال 2C والشكل 3C ، D).
  12. إذا بدأ تجويف الصدر في الامتلاء بسائل الحقن أثناء الحقن ، فهذا يشير إلى أن طرف الإبرة قد اخترق عضلة القلب تماما (الشكل 2 د). اسحب الإبرة ببطء حتى يظهر تراكم الميكروبيدات داخل الأنسجة.
  13. أعد وضع طرف الإبرة إذا تم حقن السائل في تجويف البطين وإزالته بنبضات القلب اللاحقة (الشكل 2 ه). في مثل هذه الحالة ، ارفع طرف الإبرة وادفع الإبرة نحو اتجاه الرأس حتى ينتج عن ضغط الحقن بقعة بيضاء في الأنسجة.
  14. إذا لم يكن هناك سائل أبيض أو بقعة مرئية ، حظر إبرة الحقن. في مثل هذه الحالة ، اسحب الإبرة بالكامل. لمواصلة التجربة ، إما كسر طرف الإبرة قليلا أو استبدال الإبرة. في كلتا الحالتين ، تحقق من تدفق الحقن قبل إعادة حقن عضلة القلب.
  15. بعد الحقن الناجح ، اسحب الإبرة برفق من عضلة القلب (الشكل 3F) وانقل السمكة الزردية على الفور إلى خزان استرداد بمياه منشأة الأسماك.
  16. راقب السمكة حتى تتعافى تماما من التريكيين.
  17. انقل الأسماك المستردة إلى خزان سعة 2.8 لتر وضعها في منشأة الأسماك حتى النقطة الزمنية المطلوبة لاستخراج القلب.

4. قلع القلب والتصوير

  1. تحضير تركيز عمل التريكيين عن طريق تخفيف 4.2 مل من محلول المرق (4 مجم / مل) إلى 100 مل من مياه منشأة الأسماك في طبق تبلور.
  2. قم بتخدير سمك الزرد بشكل نهائي في محلول التريكيين حتى تتوقف حركة الخياشيم ولا تستجيب.
  3. انقل سمك الزرد إلى إسفنجة مخززة مبللة تحت المجهر التشريح الموضوع الجانب البطني المواجه للعدسة الشيئية.
  4. افتح الجدار البطني للصدر بمقص قزحية العين على مستوى الزعانف الصدرية.
  5. افتح كيس التامور وحدد مسار تدفق القلب. استخدم الملقط لإمساك الشريان الأورطي الأمامي للشرياني المنتفخ (BA) واسحبه بعناية مع قاعدة البطين.
  6. مع رفع القطب الأمامي للقلب ، قم بقطع الشريان الأورطي البطني / الجيوب الأنفية الوريدية لتحرير القلب ووضعه في طبق بتري مقاس 35 مم يحتوي على PBS.
  7. باستخدام الملقط ، قم بإزالة أي جلطات دموية وإصلاح القلب في 4٪ PFA (بالوزن / الحجم) لمدة 15 دقيقة.
  8. قم بتصوير القلوب باستخدام مجهر قادر على الحصول على الأطوال الموجية الفلورية المستخدمة.
    ملاحظة: في تاريخ المثال ، تم استخدام مجهر متحد البؤر مع خطوط ليزر 405 و 488 و 567 و 647.
  9. استخدم برنامج ImageJ / Fiji (انظر جدول المواد) لتحليل الصور.
    ملاحظة: تم إجراء حساب تخصيب QD أو MS باستخدام العتبة العالية أو المنخفضة وإنشاء وظائف الاختيار مع قناة الأوعية اللمفاوية لتحديد المناطق الأولى من الأوعية اللمفاوية وتلك التي تفتقر إلى إشارة الأوعية الدموية. بعد ذلك ، تم استخدام وظيفة القياس لقياس شدة البكسل لقناة QD أو MS التي تم من خلالها حساب نسبة التحديدين.

النتائج

مباشرة بعد الحقن ، يجب أن تكون منطقة بيضاء صغيرة من جدار عضلة القلب مرئية (الشكل 3F). ستظهر هذه المنطقة ملصقات فلورية ساطعة ل MS و QD المحقون (الشكل 4B ، E). بالإضافة إلى ذلك ، قد يكون هناك نقطة مضان ضعيفة ومتقطعة على السطح الخارجي للقلب ?...

Discussion

وصفت هذه المقالة طريقة لإدخال مواد خارجية في عضلة القلب لأسماك الزرد. تم تطوير هذه التقنية لإدخال QD و MS في عضلة القلب لدراسة الوظيفة اللمفاوية في التوازن والتجديد2،18. كما تم استخدام نهج مماثل لإدخال QD في عضلة القلب للفئران للتحقيق في وجود ?...

Disclosures

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر Adedeji Afolalu و Chaim Shapiro و Soji Hosten و Chelsea Quaies على العناية بالأسماك (Weill Cornell Medicine) ، وكارولين بيرسون (طب وايل كورنيل) على القراءة النقدية للمخطوطة. Jingli Cao (طب وايل كورنيل) لاستخدام نطاق التشريح والكاميرا لتسجيل الإجراء بالإضافة إلى القراءة النقدية للمخطوطة. ناثان لوسون (كلية الطب بجامعة ماساتشوستس) ، برانت وينشتاين (NICHD) ، إلك أوبر (جامعة كوبنهاغن) ، وستيفان شولت ميركر (WWU Münster) لخطوط أسماك الزرد المعدلة وراثيا. دانيال كاسترانوفا (NICHD) للحصول على المشورة بشأن QD والتصوير ويو شيا (طب وايل كورنيل) للحصول على إرشادات حول تشريح التقاط الفيديو في النطاق. تم دعم هذا العمل من خلال زمالة NYSTEM إلى NM ، وجائزة التطوير الوظيفي لجمعية القلب الأمريكية (AHA941434) ، ومنحة المعاهد الوطنية للصحة (NIH) (R01NS126209) ، وصندوق Weill Cornell Medicine Startup Fund إلى MH.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Crystallization dishVWR89000-288
Dissection ScopeZeiss495010-0007-000
Fish facility waterN/AN/ARO water with sea salt and sodium bicarbonate added to a conductivity of 226uS and pH of 7.35
ForcepsDumont11252-20
Glass Capillaries WPI1B120-3no filament
ImageJhttps://imagej.nih.gov/ij/download.html
Iridectomy scissorsFine Scientific Tools15000-00
MicroinjectorWarner Instruments64-1735
Microloader femtotipsEppendorf5242 956.003
Micropipette puller Sutter InstrumentP-97Gated pedal input
MicrospheresThermo Fisher ScientificB200Blue
PBSCorning46-013-CM
Quantum dots (QD)Thermo Fisher ScientificQ21061MPQtracker705 vascular label
Sponge anyany(1.5 × 5 × 3 cm) with groove (0.5 × 2.5 cm)
Syringe filterCorning431220
TricaineSigma-AldrichA5040concentration: 4 mg/mL

References

  1. Munn, L. L., Padera, T. P. Imaging the lymphatic system. Microvascular Research. , 55 (2014).
  2. Harrison, M. R., et al. Late developing cardiac lymphatic vasculature supports adult zebrafish heart function and regeneration. eLife. 8, 42762 (2019).
  3. Gancz, D., et al. Distinct origins and molecular mechanisms contribute to lymphatic formation during cardiac growth and regeneration. eLife. 8, 44153 (2019).
  4. Vivien, C. J., et al. Vegfc/d-dependent regulation of the lymphatic vasculature during cardiac regeneration is influenced by injury context. NPJ Regenerative Medicine. 4, 18 (2019).
  5. Cueni, L. N., Detmar, M. The lymphatic system in health and disease. Lymphatic Research and Biology. 6 (3-4), 109 (2008).
  6. Schwartz, N., et al. Lymphatic function in autoimmune diseases. Frontiers in Immunology. 10, 519 (2019).
  7. Feng, X., Travisano, S., Pearson, C. A., Lien, C. L., Harrison, M. R. M. The lymphatic system in zebrafish heart development, regeneration and disease modeling. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 8 (2), 1-14 (2021).
  8. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7 (8), 1479 (2012).
  9. Williams, A. R., et al. Intramyocardial stem cell injection in patients with ischemic cardiomyopathy: Functional recovery and reverse remodeling. Circulation Research. 108 (7), 792-796 (2011).
  10. Rodell, C. B., et al. Injectable shear-thinning hydrogels for minimally invasive delivery to infarcted myocardium to limit left ventricular remodeling. Circulation: Cardiovascular Interventions. 9 (10), 004058 (2016).
  11. Bise, T., Jaźwińska, A. Intrathoracic injection for the study of adult zebrafish heart. Journal of Visualized Experiments. (147), e59724 (2019).
  12. Konantz, J., Antos, C. L. Reverse genetic morpholino approach using cardiac ventricular injection to transfect multiple difficult-to-target tissues in the zebrafish larva. Journal of Visualized Experiments. (88), e51595 (2014).
  13. Wagner, A. M., Knipe, J. M., Orive, G., Peppas, N. A. Quantum dots in biomedical applications. Acta Biomaterialia. 94, 44 (2019).
  14. Rizvi, S. B., Ghaderi, S., Keshtgar, M., Seifalian, A. M. Semiconductor quantum dots as fluorescent probes for in vitro and in vivo bio-molecular and cellular imaging. Nano Reviews. 1 (1), 5161 (2010).
  15. Van Nguyen, T., et al. Size determination of polystyrene sub-microspheres using transmission spectroscopy. Applied Sciences. 10 (15), 5232 (2020).
  16. Harrison, M. R. M., et al. Chemokine-guided angiogenesis directs coronary vasculature formation in zebrafish. Developmental Cell. 33 (4), 442-454 (2015).
  17. Gupta, V., et al. An injury-responsive gata4 program shapes the zebrafish cardiac ventricle. Current Biology. 23 (13), 1221-1227 (2013).
  18. El-Sammak, H., et al. A Vegfc-Emilin2a-Cxcl8a signaling axis required for zebrafish cardiac regeneration. Circulation Research. 130 (7), 1014-1029 (2022).
  19. Harris, N. R., et al. VE-Cadherin is required for cardiac lymphatic maintenance and signaling. Circulation Research. 130 (1), 5-23 (2022).
  20. Henri, O., et al. Selective stimulation of cardiac lymphangiogenesis reduces myocardial edema and fibrosis leading to improved cardiac function following myocardial infarction. Circulation. 133 (15), 1484-1497 (2016).
  21. Rao, D. A., Forrest, M. L., Alani, A. W. G., Kwon, G. S., Robinson, J. R. Biodegradable PLGA based nanoparticles for sustained regional lymphatic drug delivery. Journal of Pharmaceutical Sciences. 99 (4), 2018-2031 (2010).
  22. Casley-Smith, J. R. The fine structure and functioning of tissue channels and lymphatics. Lymphology. 13 (4), (1980).
  23. Liu, Y., et al. Experimental vaccine induces Th1-driven immune responses and resistance to Neisseria gonorrhoeae infection in a murine model. Mucosal Immunology. 10, 1594-1608 (2017).
  24. Wang, D., et al. Poly(D,L-Lactic-co-Glycolic Acid) microsphere delivery of adenovirus for vaccination. Journal of Pharmaceutical Sciences. 10 (2), 217-230 (2007).
  25. Li, Q., Chang, B., Dong, H., Liu, X. Functional microspheres for tissue regeneration. Bioactive Materials. , (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved