Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوضح هذا البروتوكول تفاصيل خطوة بخطوة حول كيفية استخراج الضرس الأول للفك السفلي في الماوس. يوفر طريقة بديلة للباحثين الذين يركزون على شفاء عظم الفك وتجديده.

Abstract

تقدم هذه الدراسة تطوير نموذج استخراج المولي في الفك السفلي للفأر لتوفير نموذج عملي لدراسة تجديد العظام السنخية والتعظم داخل الغشاء. تم استخدام الفئران C57 / J6 لاستخراج الضرس الأول للفك السفلي لإنشاء هذا النموذج. تم القتل الرحيم ، وحصاد الفك السفلي الثنائي ، في 1 أسبوع و 4 أسابيع بعد الجراحة ، على التوالي. تم إجراء الحصاد المجسم التسلسلي اللاحق ، والتقييم النسيجي ، وتلطيخ التألق المناعي لإثبات نجاح الجراحة. مباشرة بعد الجراحة ، عرضت الصور المجسمة مقبس استخراج فارغ. أظهر الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E & E) في 1 أسبوع وتلطيخ ماسون في 4 أسابيع بعد الجراحة أن منطقة الجذر الأصلي كانت مملوءة جزئيا وكليا بالترابيق العظمي ، على التوالي. أظهر تلطيخ التألق المناعي أنه بالمقارنة مع جانب التوازن ، زاد تعبير Sp7 في 1 أسبوع بعد الجراحة ، مما يشير إلى تكوين عظمي قوي في الحفرة السنخية. أظهرت كل هذه النتائج نموذجا عمليا لشفاء مقبس قلع أسنان الفئران. يمكن للدراسات القادمة التي تكشف عن آليات التئام عيوب عظم الفك أو التئام التجويف أن تتبنى هذه الطريقة.

Introduction

يعد التئام التجويف بعد قلع الأسنان سيناريو سريريا شائعا ، والذي يمكن أن يؤدي إلى مضاعفات غير لائقة مثل نزيف التجويف أو السنخ الجاف أو حتى التهاب العظم والنقي في الفك تحت الشفاء غير المرغوب فيه1،2،3. قد تضعف هذه الأمراض المصاحبة نوعية حياة المرضى ، والأسوأ من ذلك ، أنها تتحدى بشكل حيوي إعادة التأهيل الاصطناعي بسبب فقدان العظام الهائل4. على الرغم من توضيح مراحل شفاء التجويف ، إلا أنها غير كافية لتوجيه الرعاية السريرية بعد جراحة قلع الأسنان عند مواجهة تحديات التشخيص المختلفة4.

تم إجراء دراسات متعددة تستند إلى نماذج حيوانية لاكتساب فهم أفضل للآليات الأساسية في عملية شفاء التجويف وتجنب المواقف المذكورة أعلاه. Sp7 هو منظم رئيسي في تمايز بانيات العظم ، ويلعب دورا حيويا في نمو الهيكل العظمي ، وإرقاء العظام ، وتجديد العظام 5,6. يمكن أن تعرض نماذج الشفاء العقلاني التجويف تكرار Sp7 بعد الصدمة في تجديد العظام. بالإضافة إلى ذلك ، بخلاف التئام كسور العظام الطويلة ، فإن عملية عظمية واحدة فقط ، التعظم داخل الغشاء ، تتضمن عملية الشفاء من مقبس الاستخراج7. هذا يجعل نموذج قلع الأسنان الحيوانية مثاليا لدراسة العلاجات القائمة على الزرع ، حيث أن الاندماج العظمي للزرع يطيع نفس القاعدةالعظمية 8.

لعقود من الزمان ، تم إجراء نموذج قلع الأسنان في الفئران والأرانب والكلاب ، لأن هذه الأنواع لها أسنان كبيرة ملائمة للعمل على9،10،11. ومع ذلك ، نظرا للمطالب المزدهرة للتعديل الوراثي وكخلفية وراثية أكثر تكيفا مع البشر ، يتم استخدام الفئران بشكل متزايد لإنشاء نموذج قلع الأسنان. من الآن فصاعدا ، يمكن للباحثين الكشف عن دور مجموعة خلايا معينة في عملية شفاء المقبس باستخدام الفئران المعدلة بالجينوم بدلا من مراقبة الأنماط الظاهرية12 فقط. من بين نماذج مقبس قلع أسنان الفئران ، أظهرت الدراسات السابقة عملية إنشاء وشفاء أسنان الفئران الفكية ومآخذ قلع القواطعالقاطعة 13،14،15،16. ومع ذلك ، قد يختلف نمط الشفاء من التشخيص ، والنقاط الزمنية المخبرية والملاحظة ، عبر البروتوكولات. هذا يناشد معيارا عالميا للعلماء لإنشاء نموذج شفاء تجويف الفئران.

تهدف هذه الدراسة إلى تشكيل نموذج عملي لشفاء تجويف الفئران للقضايا المذكورة أعلاه. تتميز أضراس الفك السفلي في الفئران بسمات مورفولوجية مميزة مقارنة بأضراس الفك العلوي والقواطع ، مما يجلب مزايا وعيوب فريدة. نظرا لأن النماذج التي تركز على الفك السفلي للفأر تعتمد حاليا على الفراغ ، فقد حاول هذا البروتوكول توفير طريقة بارعة لاستخراج الضرس الأول للفك السفلي في الفئران. نأمل أن ينير هذا البروتوكول الباحثين الأساسيين بأفكار جديدة للكشف عن الآليات الأساسية لشفاء المقبس والإشارة إلى الرعاية السريرية.

Protocol

تمت مراجعة جميع الإجراءات الحيوانية في هذه الدراسة والموافقة عليها من قبل اللجنة الأخلاقية لمدرسة غرب الصين لطب الأسنان ، جامعة سيتشوان (WCHSIRB-D-2017-041). تم استخدام الفئران البالغة C57BL / 6 ، التي تم الحصول عليها من مصدر تجاري (انظر جدول المواد) ، في هذه الدراسة.

1. التحضير قبل الجراحة

  1. إعداد الصك
    1. قم بإعداد إبر مختلفة من المحاقن التي تستخدم لمرة واحدة (26G ، 25G ، 23G ؛ انظر جدول المواد) لاستخدامها كمصاعد. قم بتحويل رأس الإبرة حوالي 20 درجة -40 درجة ، كما هو موضح في الشكل 1.
    2. تحضير ملاقط العيون المسننة كملقط. تأكد من أنه يناسب حجم أضراس الفئران ويمكنه الإمساك بالأضراس بإحكام. يظهر حجم الملقط المثالي في الشكل 1A ، B3.
    3. احصل على شريط مطاطي (يمكن تمزيقه من قفاز اللاتكس الطبي) لاستخدامه كفتاحة فم ، ولوح رغوة أو لوح فلين كمنصة جراحية ، ومصباح أمامي لإضاءة منطقة الجراحة ، ووسادة تدفئة لإحياء ما بعد الجراحة. قم بتمزيق كرة قطنية جافة إلى قطع صغيرة وضعها على موقع الجراحة في حالة حدوث نزيف أثناء العملية.
  2. إعداد التخدير
    1. يمكن تخدير الفأر بأي بروتوكول مخدر مناسب يحقق تخديرا عاما مؤكدا من خلال طريقة "قرصة إصبع القدم". بعد التخدير ، ضع مرهما بيطريا على عيون الماوس.
      ملاحظة: يمكن أن يكون بروتوكول التخدير العام المفضل هو: الحث والصيانة مع زيلازين (10 ملغم / كغم) والكيتامين (100 ملغم / كغم) داخل الصفاق (IP) ؛
      في هذه الدراسة ، تم استخدام إيزوفلوران و 1٪ بنتوباربيتال الصوديوم (50 مجم / كجم ، IP) لتحريض التخدير والصيانة بجرعات إضافية حسب الحاجة.
  3. إعداد التطهير والتعقيم
    1. قم بتطهير منصة التشغيل والنفقات العامة في الهواء الطلق باستخدام بخاخ إيثانول بنسبة 75٪. قبل كل إجراء للماوس ، يوصى باستخدام مجموعة جديدة من الإبر التي تستخدم لمرة واحدة.
      ملاحظة: الملقط المسنن قابل لإعادة الاستخدام ويمكن تعقيمه باستخدام أي طريقة مفضلة مثل التعقيم بالبخار.

2. العملية الجراحية

  1. تثبيت الفأر والفك السفلي
    1. اربط الماوس بمنصة جراحية في وضع ضعيف باستخدام شريط لاصق. قم بتثبيت إبرتين 26 G بما يتماشى مع مستوى الأذن المدارية وإبرتين أخريين 26 G بسهولة أسفل الفك السفلي.
    2. ضع الشريط المطاطي حول الإبر واعبر القواطع لإبقاء الفم مفتوحا. اسحب اللسان قليلا للخارج وقم بتثبيته تحت الشريط المطاطي المقابل للجانب الجراحي ، لمنعه من إعاقة مجال الرؤية (الشكل 1C).
  2. القضاء على المقاومة البعيدة
    1. امسك الضرس بملاقط متوسطة ، وادفع إبرة 23 جم في العظم السنخي الشدقي للجذر البعيد ، وقم بعمل فاصل زمني.
      ملاحظة: يجب اتخاذ هذه الخطوة بحذر شديد ، لأن الإبرة المضمنة بعمق كبير من المحتمل أن تقطع الجذر.
    2. بعد ذلك ، قم بالتغيير إلى إبرة 25 G لمواصلة توسيع الفاصل الزمني ، والتقدم بدقة نحو المنطقة المحيطة بالذروة مع تدوير الإبرة ببطء للأمام ولغويا (مع الوضع التشريحي للفأر) للضغط على الجذر خارج الحفرة السنخية.
  3. القضاء على المقاومة المتوسطة
    1. عندما يكون هناك مساحة كافية ، استخدم إبرة 23 G لإدخالها في شوكة الجذر ورفع الضرس بشكل إطباقي. بعد إمساك الضرس بإحكام ، خذ إبرة 23 G أخرى واجبرها على الدخول في الغشاء اللثوي المتوسط اللساني لإنشاء فاصل زمني.
    2. ثم استبدلها بإبرة 25 جم وقم بتدويرها ببطء للأمام والشدق. إذا كانت بعض العوائق الأساسية تعيق خلع الضرس ، فاستخدم إبرة 26 جم لاختراق قمة الجذر ، وكرر العمليات.
  4. الاستخراج النهائي
    1. قلع السن ، وأثناء الاستخراج ، تأكد من أن التاج يرتفع عاليا فوق المستوى الإطباقي وأنه يمكن رؤية جذرين سليمين بوضوح.
      ملاحظة: يعتبر خلع (خلع) السن أكثر اللحظات إيلاما وحزنا في العملية. قبل خلع السن ، يجب إعادة تقييم عمق التخدير باستخدام اختبار قرصة إصبع القدم ، وبالتالي ، يجب إعطاء جرعة معتدلة من عامل مخدر إذا لزم الأمر.
  5. رعاية ما بعد الجراحة
    1. بعد خلع السن ، ضع قطنا جافا لوقف النزيف ، وأعد وضع اللسان ، وتطبيق كاربروفين (5 مجم / كجم) تحت الجلد ، وضع الماوس على وسادة تسخين بدرجة حرارة ثابتة حتى الشفاء من التخدير.

3. تصوير الفك السفلي للفأر ومقبس الاستخراج

  1. تحضير العينات
    1. القتل الرحيم للفأر عن طريق خلع عنق الرحم. استخدم مقص العيون لقطع عضلات الهيكل العظمي المرتبطة بالفك السفلي والقوس الوجني. قطع من الحلق على طول الحافة السفلية للفك السفلي إلى الفرع الصاعد ثم إلى الجانب الخلفي من اللقمة ، ثم اسحب الفك السفلي لأسفل واقطع على طول خط الوسط السفلي القاطعة. بهذه الطريقة ، يتم حصاد الفك السفلي المنفصلين.
    2. قم بإجراء التثبيت وإزالة المعادن والجفاف باتباع الإجراء القياسي17. عند تضمين17، تأكد من أن مستوى الإطباق مواز لحافة الدرج (انظر جدول المواد). ثبت الفك السفلي في الجزء السفلي من الكاسيت ، مع تثبيت حافته السفلية (الشكل 2).
      ملاحظة: يقدم هذا البروتوكول المستوى السهمي لمنطقة الفك السفلي.
  2. تثبيت العينة على الميكروتوم
    1. قم بتنظيم مشبك العينة في الميكروتوم لإبراز اللقمة وجانب التاج 5 درجات -20 درجة أكثر ، للحصول على صورة متكاملة من لب التاج المصاحب مع لب الجذر (الشكل 2).
  3. إعداد الأقسام
    ملاحظة: اللقمة هي دائما أول بنية تشريحية يتم قطعها. عندما يتلاشى ، يمكن بعد ذلك تقطيع المنطقة المولية إلى عدة شرائح.
    1. قم بتحويل نطاق الميكروتوم إلى 5 ميكرومتر ، واجمع كل ثماني شرائح ، واستكشف العاج في الشريحة الأخيرة. إذا ظهر عاج التاج لأول مرة بدون أي عاج قمي جذري ، فاضبط مشبك العينة لجعل منطقة الجذر تبرز ، والعكس صحيح.
  4. جمع الأقسام
    ملاحظة: زاوية القطع مناسبة حتى يتم الوصول إلى العاج بالتساوي في كل من منطقة التاج والقمي.
    1. قطع على طول هذا الاتجاه ومشاهدة الشرائح تحت المجهر حتى يظهر لب الأسنان في كل من التاج والجذور. اجمع الأقسام عندما يظهر محيط غامض من الأضراس على سطح عينة البارافين17.

النتائج

لتوضيح الاستخدام العملي لهذه الطريقة ، تم استخراج الضرس الأول للفك السفلي الأيمن لاثنين من الفئران السليمة C57BL / 6 (3 أشهر من العمر ، كلاهما من الإناث) ومتابعته لمدة 1 أسبوع و 4 أسابيع ، على التوالي. تم استخدام الفك السفلي الأيسر غير التالف كضوابط صحية. يوضح الشكل 1 أ السمات الم?...

Discussion

يعد نموذج شفاء تجويف الفئران طريقة مهمة لكشف الآليات الأساسية في شفاء العظام وتجديدها ، مما يؤدي في النهاية إلى حل التحديات السريرية. أظهرت الدراسات الحالية إمكانية نموذج استخراج القواطع القاطعة ونموذج استخراج الضرس الفكي العلوي ، في حين لم تستخدم الدراسات نموذج الضرس الأول للفك السفلي<...

Disclosures

يتم تضمين جميع البيانات والصور الأصلية في هذه الورقة. يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

يتم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين 81825005 (L.Y.) ، 82201045 (F.Y.) ، و 82100982 (FL) ، وبرنامج العلوم والتكنولوجيا في مقاطعة سيتشوان 2021JDRC0144 (FL) ، 2022JDRC0130 (F.Y.).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
23/25/26 G needleChengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD.SB1-074(IV)
C57/B6J Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, ChinaC57/B6J
DAPI Staining Solution Beyotime Cat#C1005
Embedding CassettesCITOTEST Scientific80106-1100-16
Hematoxylin and Eosin Stain KitBiosharpBL700B
IsofluraneRWD Life Science Co.,LtdR510-22-10
Masson’s Trichrome Stain KitSolarbioG1340
Microtome LeicaRM2235
Pentobarbital SodiumHuaxia Chemical Reagent Co., Ltd2018042001
Rabbit polyclonal anti-Sp7 Abcam Cat# ab22552
TweezersChengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD.SB2-115

References

  1. Mamoun, J. Dry socket etiology, diagnosis, and clinical treatment techniques. Journal of the Korean Association of Oral and Maxillofacial Surgeons. 44 (2), 52-58 (2018).
  2. Laraki, M., Chbicheb, S., El Wady, W. Alveolitis: review of the literature. Odonto-Stomatologie Tropicale = Tropical Dental Journal. 35 (139), 19-25 (2012).
  3. Soundia, A., et al. Osteonecrosis of the jaws (ONJ) in mice after extraction of teeth with periradicular disease. Bone. 90, 133-141 (2016).
  4. Araújo, M. G., Silva, C. O., Misawa, M., Sukekava, F. Alveolar socket healing: what can we learn. Periodontology 2000. 68 (1), 122-134 (2015).
  5. Hojo, H., Ohba, S. Sp7 Action in the skeleton: its mode of action, functions, and relevance to skeletal diseases. International Journal of Molecular Sciences. 23 (10), 5647 (2022).
  6. Zhou, X., et al. Multiple functions of Osterix are required for bone growth and homeostasis in postnatal mice. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (29), 12919-12924 (2010).
  7. Ito, S., et al. Pathological differences in the bone healing processes between tooth extraction socket and femoral fracture. Bone Reports. 16, 101522 (2022).
  8. Vasak, C., et al. Early bone apposition to hydrophilic and hydrophobic titanium implant surfaces: a histologic and histomorphometric study in minipigs. Clinical Oral Implants Research. 25 (12), 1378-1385 (2014).
  9. Araújo, M. G., Lindhe, J. Dimensional ridge alterations following tooth extraction. An experimental study in the dog. Journal of Clinical Periodontology. 32 (2), 212-218 (2005).
  10. Kim, I. -. S., Ki, H. -. C., Lee, W., Kim, H., Park, J. -. B. The effect of systemically administered bisphosphonates on bony healing after tooth extraction and osseointegration of dental implants in the rabbit maxilla. The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 28 (5), 1194-1200 (2013).
  11. Kanyama, M., et al. Connective tissue growth factor expressed in rat alveolar bone regeneration sites after tooth extraction. Archives of Oral Biology. 48 (10), 723-730 (2003).
  12. Zhou, S., et al. The role of IFT140 in early bone healing of tooth extraction sockets. Oral Diseases. 28 (4), 1188-1197 (2022).
  13. Apaza Alccayhuaman, K. A., et al. FasL is required for osseous healing in extraction sockets in mice. Frontiers in Immunology. 12, 678873 (2021).
  14. Avivi-Arber, L., Avivi, D., Perez, M., Arber, N., Shapira, S. Impaired bone healing at tooth extraction sites in CD24-deficient mice: A pilot study. PLoS One. 13 (2), 0191665 (2018).
  15. Vieira, A. E., et al. Intramembranous bone healing process subsequent to tooth extraction in mice: micro-computed tomography, histomorphometric and molecular characterization. PLoS One. 10 (5), 0128021 (2015).
  16. Min, K. -. K., et al. Effects of resveratrol on bone-healing capacity in the mouse tooth extraction socket. Journal of Periodontal Research. 55 (2), 247-257 (2020).
  17. Yu, F., Li, F., Zheng, L., Ye, L. Epigenetic controls of Sonic hedgehog guarantee fidelity of epithelial adult stem cells trajectory in regeneration. Science Advances. 8 (29), (2022).
  18. Kuroshima, S., et al. Transplantation of noncultured stromal vascular fraction cells of adipose tissue ameliorates osteonecrosis of the jaw-like lesions in mice. Journal of bone and Mineral Research. 33 (1), 154-166 (2018).
  19. Ahel, V., et al. Forces that fracture teeth during extraction with mandibular premolar and maxillary incisor forceps. The British Journal of Oral & Maxillofacial Surgery. 53 (10), 982-987 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

191

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved