Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يهدف هذا البروتوكول إلى وصف إرشادات مفصلة حول تحضير أقسام عينات البذور الصلبة ذات المحتوى المائي المنخفض لتحليل نظام الرصد الدولي MALDI-IMS ، والحفاظ على التوزيع الأصلي للتحليلات ووفرتها وتوفير إشارة عالية الجودة ودقة مكانية.

Abstract

يتم تطبيق قياس الطيف الكتلي للامتزاز بالليزر / تصوير التأين بمساعدة المصفوفة (MALDI-IMS) لتحديد المركبات في بيئاتها الأصلية. وكثيرا ما يستخدم نظام الرصد الدولي حاليا في التحليل السريري. ومع ذلك ، يوجد منظور ممتاز لتطبيق هذه التقنية بشكل أفضل لفهم المعلومات الفسيولوجية للمركبات الكيميائية في الأنسجة النباتية. ومع ذلك، قد يكون التحضير صعبا بالنسبة لعينات محددة من المواد النباتية، حيث يتطلب نظام الرصد الدولي التابع ل MALDI شرائح رقيقة (12-20 ميكرومتر) للحصول على البيانات المناسبة والتحليل الناجح. وبهذا المعنى، قمنا سابقا بتطوير بروتوكول تحضير العينات للحصول على مقاطع رقيقة من البذور الصلبة Euterpe oleracea (نخيل الأساي)، مما يتيح رسم الخرائط الجزيئية بواسطة MALDI-IMS.

هنا ، نظهر أن البروتوكول المطور مناسب لإعداد بذور أخرى من نفس الجنس. باختصار ، استند البروتوكول إلى غمر البذور في ماء منزوع الأيونات لمدة 24 ساعة ، وتضمين عينات بالجيلاتين ، وتقسيمها في جهاز تبريد متأقلم. بعد ذلك ، لترسب المصفوفة ، تم إقران منصة حركة xy برذاذ إبرة التأين بالرش الكهربائي (ESI) باستخدام حمض 1: 1 (v / v) 2،5-dihydroxybenzoic (DHB) ومحلول ميثانول مع 0.1٪ حمض ثلاثي فلورو أسيتيك عند 30 مجم / مل. تمت معالجة بيانات بذور E. precatoria و E. edulis باستخدام برنامج لرسم خريطة لأنماط الأيض الخاصة بهم.

تم تعيين الأوليغومرات السداسية داخل شرائح العينة لإثبات كفاية البروتوكول لتلك العينات ، حيث من المعروف أن تلك البذور تحتوي على كميات كبيرة من المنان ، وهو بوليمر من المانوز السداسي. نتيجة لذلك ، تم تحديد قمم oligomers hex ، ممثلة ب [M + K] + adducts من (Δ = 162 Da). وهكذا، فإن بروتوكول تحضير العينات، الذي سبق تطويره خصيصا لبذور E. oleracea ، مكن أيضا من تحليل MALDI-IMS لبذرتين أخريين من بذور النخيل الصلب. باختصار ، يمكن أن تشكل الطريقة أداة قيمة للبحث في علم التشريح المورفولوجي وعلم وظائف الأعضاء للمواد النباتية ، خاصة من العينات المقاومة للقطع.

Introduction

يعد قياس الطيف الكتلي للتصوير بالليزر بمساعدة المصفوفة (MALDI-IMS) طريقة قوية تسمح بتعيين جزيء حيوي ثنائي الأبعاد ، وتوفر فحصا غير مستهدف للمركبات المؤينة ، وتحدد توزيعها المكاني ، خاصة في العينات البيولوجية 1,2. على مدى عقدين من الزمن ، مكنت هذه التقنية من الكشف والتعرف في وقت واحد على الدهون والببتيدات والكربوهيدرات والبروتينات والمستقلبات الأخرى والجزيئات الاصطناعية مثل الأدوية العلاجية 3,4. يسهل MALDI-IMS التحليل الكيميائي في سطح عينة الأنسجة دون عوامل استخراج أو تنقية أو فصل أو وضع العلامات أو تلطيخ العينات البيولوجية. ومع ذلك ، من أجل التحليل الناجح ، فإن الخطوة المحورية في هذه التقنية هي تحضير العينة ، خاصة في الأنسجة النباتية ، المتخصصة والمعدلة إلى أعضاء معقدة واسعة الانتشار بسبب التأقلم البيئي5.

بسبب الخصائص الفيزيائية والكيميائية المتأصلة في الأنسجة النباتية ، هناك حاجة إلى بروتوكول مكيف ليناسب متطلبات تحليل MALDI-IMS والحفاظ على الشكل الأصلي للأنسجة أثناء تحضير التقسيم6،7. في حالة العينات غير التقليدية ، مثل البذور ، لا تنطبق البروتوكولات8 المعمول بها لأن هذه الأنسجة لها جدران خلوية صلبة ومحتوى مائي منخفض ، مما قد يتسبب بسهولة في تجزئة القسم ويؤدي إلى عدم تمركز المركب9.

نشرت مجموعتنا البحثية بيانات تجريبية حول رسم الخرائط الجزيئية وبروتوكولا معدلا لتحليل MALDI-IMS لبذور الأساي (Euterpe oleracea Mart.)10،11،12 ، وهو منتج ثانوي تم إنشاؤه بكميات كبيرة أثناء إنتاج لب الأساي القابل للتأجير13. كانت الفكرة هي تطوير بروتوكول لرسم الخرائط في الموقع لمختلف المستقلبات في بذور الأساي ، مما يساعد على اقتراح الاستخدامات الممكنة لهذه النفايات الزراعية التي لا يتم استكشافها تجاريا حاليا. ومع ذلك، ونظرا لمقاومة بذور الأساي، كان من الضروري وضع بروتوكول للحصول على تقسيم مناسب للعينات من تحليل نظام الرصد الدولي التابع لوزارة التنمية المحلية.

في هذا السياق ، حفز لب الأساي المهم اقتصاديا على زيادة تسويق الفواكه الأخرى من أشجار النخيل من جنس Euterpe ذات الخصائص الحسية المماثلة. ثمار شجرتي النخيل الناشئتين اللتين تم إنتاجهما على نطاق صناعي كبديل ل açaí14,15 هما E. precatoria (المعروفة باسم açaí-do-amazonas) ، التي تنمو في الأراضي الجافة في الأمازون ، و E. edulis (المعروفة باسم juçara) ، وهي نموذجية من غابة المحيط الأطلسي. ومع ذلك ، فإن استهلاك açaí-do-amazonas و juçara يؤدي إلى نفس التراكم للبذور المقاومة وغير الصالحة للأكل التي لم يتم الاستفادة منها ولم تتم دراستها حتى الآن فيما يتعلق بتركيبها الكيميائي المفصل.

وهكذا، فإننا نوضح هنا أن البروتوكول الذي سبق وضعه يمكن استخدامه، مع القليل من التعديلات، لتحليل بذور E. precatoria و E. edulis لرسم الخرائط الجزيئية بواسطة MALDI-IMS، مما يثبت أنه أداة قوية يمكن استخدامها لتحليل تكوين هذه الموارد ويمكن أن تساعد في تحديد استخداماتها المحتملة في مجال التكنولوجيا الحيوية. وعلاوة على ذلك، فإن الوصف التفصيلي المقدم هنا يمكن أن يساعد الآخرين الذين يواجهون صعوبات مماثلة في إعداد مواد مقاومة لتحليل نظام الرصد الدولي التابع لوزارة التنمية في المالديف.

Protocol

تم التبرع ببذور Euterpe precatoria من قبل المعهد الوطني ل Pesquisas da Amazônia (ماناوس ، البرازيل) ، وتم التبرع ببذور Euterpe edulis من قبل Silo - Arte e Latitude Rural (Resende ، البرازيل) بعد عملية إزالة اللب الصناعي. تم حفظ البذور في صناديق بلاستيكية محكمة الغلق في درجة حرارة الغرفة.

1. التحليل الطيفي الكتلي للتصوير بالليزر بمساعدة المصفوفة (MALDI-IMS)

  1. بروتوكول تقسيم البذور
    1. اترك ثلاث بذور من كل نوع تجلس في ماء منزوع الأيونات لمدة 24 ساعة.
    2. في اليوم التالي ، قم بتشغيل cryostat (انظر جدول المواد) واتركه يصل إلى -20 درجة مئوية.
    3. أخرج البذور الرطبة من الماء. قطع البذور إلى نصفين باستخدام شفرة ميكروتوم (انظر جدول المواد).
    4. تحضير محلول جيلاتين طازج ودافئ (10٪) (انظر جدول المواد).
    5. ضع نصف البذرة على قالب واملأها بالجيلاتين الطازج. تجمد عند -80 درجة مئوية لمدة 2 ساعة قبل تناوله إلى جهاز التبريد.
    6. قم بتوصيل البذور المضمنة بدعامة cryostat باستخدام مركب درجة حرارة القطع الأمثل (OCT ، انظر جدول المواد) واتركها لمدة 10 دقائق داخل cryostat لتصلب OCT.
    7. أضف شريطا لاصقا نحاسيا مزدوج الوجه (انظر جدول المواد) إلى شريحة زجاجية مطلية بأكسيد القصدير الإنديوم (شريحة ITO ؛ انظر جدول المواد).
    8. أنتج مقاطع بسمك 20 ميكرومتر من كل نوع وضعها على شريط لاصق نحاسي مزدوج الوجه ملتصق بشريحة زجاج ITO.
      ملاحظة: في هذه المرحلة ، يمكن تخزين الشرائح التي تم جمعها على الشرائح في فريزر -80 درجة مئوية ؛ بدلا من ذلك ، انتقل إلى ترسب المصفوفة. يجب وضع الشرائح في صندوق شرائح حامل ، وغسلها بالغازيةN 2 ، وإغلاقها بغشاء لمنع أكسدة العينة (انظر جدول المواد).
  2. ترسب المصفوفة
    1. ضع الشريحة التي تحتوي على شرائح في مجفف مفرغ من الهواء حتى تصل إلى درجة حرارة الغرفة.
    2. قم بعمل علامات تدريس باستخدام قلم تصحيح في كل زاوية شريحة. امسح الشريحة ضوئيا باستخدام ماسح ضوئي للطاولة. اضبط على دقة 4800 نقطة في البوصة.
    3. استخدم ميزان تحليلي لوزن 30 مجم من حمض 2،5-ثنائي هيدروكسي بنزويك (DHB ؛ انظر جدول المواد) وتحضير 1 مل من 1: 1 ميثانول: 0.1٪ حمض ثلاثي فلورو أسيتيك (TFA ؛ جدول المواد) حل لحل DHB.
    4. املأ حقنة زجاجية سعة 1 مل (انظر جدول المواد) بمحلول DHB وضعها في مضخة حقنة (انظر جدول المواد) مضبوطة على معدل تدفق 0.8 مل / ساعة.
    5. باستخدام أنبوب PEEK ، قم بتوصيل المحقنة بإبرة التأين الكيميائي للضغط الجوي (APCI) (انظر جدول المواد).
    6. قم بتوصيل N2 بإبرة APCI واضبطها على معدل تدفق 12.5 رطل لكل بوصة مربعة .
    7. قم بتوصيل إبرة APCI بمنصة الحركة xy (انظر جدول المواد). تأكد من أن طرف إبرة APCI أعلى من الشريحة بمقدار 4 سم .
    8. باستخدام برنامج الرسم (انظر جدول المواد والشكل التكميلي 1) ، اضبط منصة الحركة xy لتتبع القالب. يتكون القالب من خطوط متوازية أفقية متباعدة بمقدار 1 مم.
    9. لتحقيق ترسيب المصفوفة ، انتظر حتى تكرر منصة الحركة xy القالب 20 مرة.
      تنبيه: يجب أن يتم ترسيب المصفوفة في غطاء دخان كيميائي.
  3. اقتناء التصوير
    1. ضع الشريحة في مطياف الكتلة (انظر جدول المواد).
    2. استخدم علامات قلم التصحيح لتعيين نقاط التدريس على البرنامج المشار إليه (انظر جدول المواد).
    3. اضبط طاقة الليزر (60٪) وتركيز الليزر (متوسط) وعدد اللقطات (100) والقطبية في البرنامج (انظر جدول المواد). قم بتعيين عامل تقليل البيانات بنسبة 99٪ واحفظ ملف FID لمعايرة البيانات الخلفية. احفظ الطريقة.
    4. حدد المنطقة المراد تحليلها باستخدام أداة إضافة منطقة قياس المضلع من برنامج مطياف الكتلة. قم بتحرير معلمات منطقة القياس التي تشير إلى الطريقة المحفوظة في الخطوة السابقة وعرض البيانات النقطية إلى 100 ميكرومتر (الشكل التكميلي S4A).
    5. ابدأ في الحصول على التصوير.
  4. تحليل البيانات
    1. استخدم مجموعة المصفوفة والملوثات المعروفة لإنشاء قائمة كتلة في البرنامج المشار إليه (انظر جدول المواد) في علامة تبويب المعايرة (الشكل التكميلي S4B).
      1. افتح البيانات المراد معايرتها في البرنامج المشار إليه (انظر جدول المواد). في علامة تبويب المعايرة ، افتح قائمة الكتلة التي تم إنشاؤها وافتح مربع حوار بالنقر بزر الماوس الأيمن واختر خيار تعيين كتل القفل (الشكل التكميلي S4C).
      2. حدد وضع النافذة الغاوسية مع توسيع 0.5 غاوسي وتوسيع 3.5 خط. اترك المعايرة عبر الإنترنت بدون تحديد. حدد الوضع (فردي) والعتبة (1000) والتفاوت الكتلي (5 جزء في المليون). معايرة البيانات مع العملية وحفظ أداة البيانات ثنائية الأبعاد (الشكل التكميلي S4C).
    2. بعد المعايرة، قم بتصدير البيانات إلى مختبر SCiLS أو أي برنامج متوافق آخر وقم بتعيين عتبة قيمة m/z المطلوبة (النطاق المختار: 150 إلى 2500).
      ملاحظة: بناء على حجم الملف أو خصائص الكمبيوتر، قد يستغرق ذلك بعض الوقت.
    3. اختر طريقة تسوية بين إجمالي عدد الأيونات (TIC) أو جذر متوسط التربيعي (RMS).
      ملاحظة: لهذا التحليل ، تم اختيار TIC.
    4. إذا كانت التحليلات المراد تعيينها معروفة ، فقم برسم كل قيمة m / z لكل مادة محولة واحفظ الصور التي تم إنشاؤها ومخطط المتوسط الطيفي.
      ملاحظة: في هذا العمل ، تم اختيار قيم m / z من oligomers hexose من خلال النظر في مقرب البوتاسيوم.

2. التحليل الطيفي المشتت للطاقة (EDS)

  1. بروتوكول تقسيم البذور
    1. احصل على شريحة بذور رقيقة في آلة منشار التقسيم (انظر جدول المواد).
    2. قطع البذور بالمعلمات التالية: سرعة قطع 500 دورة في الدقيقة ، وشحنة تحميل 100 نيوتن ، وشفرة رقاقة ماسية 15 HC (انظر جدول المواد).
      ملاحظة: تعامل مع الإزالة اليدوية للألياف من البذور بسبب الالتصاق اللازم بالتثبيت في الأقنعة الدقيقة المرفقة بمقياس اللجنون. نظف الشفرة قبل الاستخدام ، وقطع جزء من البذور لمنع إضافة المعادن غير المرغوب فيها أثناء التحليل.
    3. امسح العينات بالهواء المضغوط لإزالة جميع بقايا الجسيمات من القطع (انظر جدول المواد).
    4. ثبت قسم البذور في شريط موصل للكربون على الوجهين (انظر جدول المواد) في الدعم.
  2. شروط التحليل
    1. قم بتوصيل الدعم بقسم البذور داخل غرفة التفريغ في المجهر الإلكتروني الماسح (SEM) إلى جانب EDS (انظر جدول المواد).
    2. الحصول على صور مجهرية إلكترونية على مجهر نموذجي بتسارع 20 كيلو فولت وحجم بقعة 4.0 ، باستخدام إشارات الإلكترون الثانوية (انظر جدول المواد) ، والإلكترونات المرتدة (كاشف الحالة الصلبة المثبت على القطعة القطبية) ، ومخاليط من هذين النوعين من الإشارات (MIX) ، وبناء صور ملونة بشكل مصطنع.
    3. للحصول على أطياف EDS ، استخدم مطياف (انظر جدول المواد) إلى جانب SEM المذكور أعلاه. تكوين الشرط للحصول على الصورة من EDS هو نفس SEM.
    4. اضبط درجات الإمالة والارتفاع والسمت على 0.0 و 35.0 و 0.0 على التوالي.
  3. الحصول على البيانات
    1. قم بتعيين ثلاث مناطق مختلفة مع تكبير 91x لقسم البذور للحصول على البيانات.
    2. تحديد القمم في الطيف عند إنهاء الاستحواذ أو أثناء الاستحواذ. استخدم زر خطوة تأكيد العناصر لتعريف القمم يدويا.
    3. اضبط وقت الاستحواذ على 60 ثانية لكل منطقة محددة. اضبط وقت العملية على خمسة ؛ المعلمات متاحة لوقت عملية من واحد إلى ستة.
      ملاحظة: علامات العناصر ثابتة وتتراكم ، في حين أن الضوضاء عشوائية وضارة. كلما زاد وقت المعالجة ، انخفضت الضوضاء.
    4. الإعدادات الافتراضية لعرض نتائج كمية مهمة أعلى من سيجما (الانحراف المعياري). اضبط سيجما على الصفر لتقليل النتائج غير المرغوب فيها.
    5. تطبيع كل شدة العناصر ؛ هذه معلمة موحدة في البرنامج (انظر جدول المواد).
    6. لتحليل البيانات ، قم بتصديرها في ملف DOC.
  4. تحليل البيانات
    1. ضمان القياس الدقيق لشدة الذروة للتحليل الكمي للعناصر.
    2. تتطلب القمم المتداخلة فك الالتفاف من أجل فصل أفضل للذروة ؛ اطرح خلفية صاخبة عند الحاجة.
    3. عندما لا يكون هناك تداخل ، قم بزيادة الكسب لتضخيم الإشارات وتحسين جودة الطيف.

النتائج

وقد مكن البروتوكول المبتكر نظام الرصد الدولي من تحليل نظام الرصد الدولي التابع ل MALDI-IMS لبذور E. precatoria و E. edulis. نتيجة لذلك ، يمكننا تأكيد الوزن الجزيئي للكربوهيدرات ودرجة البلمرة (DP) كتوضيح هيكلي جزئي. أظهرت المعلومات الجزيئية المقدمة من تحليل MALDI-IMS (الشكل 1

Discussion

تتكون النباتات من أنسجة متخصصة لوظائف كيميائية حيوية محددة. ولذلك، يجب تصميم بروتوكول تحضير العينات لنظام الرصد الدولي التابع ل MALDI-IMS وفقا لمختلف الأنسجة النباتية ذات الخواص الفيزيائية والكيميائية المحددة، حيث يجب أن تحافظ العينات على توزيعها الأصلي للتحليل ووفرتها للحصول على إشارة عا?...

Disclosures

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل من قبل معهد Serrapilheira (Serra-1708-15009) ، ومؤسسة Carlos Chagas Filho لدعم البحوث في ولاية ريو دي جانيرو (FAPERJ-JCNE-SEI-260003 / 004754 / 2021). قدم معهد Serrapilheira والمجلس الوطني للتنمية العلمية والتكنولوجية (CNPq) منحا دراسية للدكتور فيليبي لوبيز بروم والدكتور غابرييل ر. مارتينز (برنامج بناء القدرات المؤسسية / INT / MCTI). تم الاعتراف بالتنسيق من أجل تحسين موظفي التعليم العالي (CAPES) لمنح منحة ماجستير للسيد دافي إم إم سي دا سيلفا. تم الاعتراف بمركز الطيف في ماساس دي بيولوجيكولاس (CEMBIO-UFRJ) للخدمات المقدمة مع تحليلات MALDI-IMS ، والسيد آلان مينيزيس دو ناسيمنتو ومركز Caracterização em Nanotecnologia para Materiais e Catálise (CENANO-INT) ، بتمويل من MCTI / SISNANO / INT-CENANO-CNPQ منحة Nº 442604/2019 ، نشكرهم على تحليل التكوين الأولي.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL Gastight Syringe Model 1001 TLL, PTFE Luer LockHamilton Company81320
2,5-Dihydroxybenzoic acidSigma Aldrich Co, MO, USA149357
APCI needleBruker Daltonik, Bremen, Germany602193
AxiDraw V3 xy motion platformEvil Mad Scientist, CA, USA2510
Carbon double-sided conductive tape
Compass Data Analysis software creation of mass list
Compressed air
copper double-faced adhesive tape3M, USA1182-3/4"X18YD
Cryostat CM 1860 UVLeica  Biosystems, Nussloch, Germany
Diamond Wafering Blade 15 HC
Everhart-Thornley detector
FlexImagingBruker Daltonik, Bremen, Germanyimage acquisition
FTMS ProcessingBruker Daltonik, Bremen, Germanydata calibration
Gelatin from bovine skinSigma Aldrich Co, MO, USAG9391
High Profile Microtome Blades Leica 818Leica  Biosystems, Nussloch, Germany0358 38926
indium tin oxide coated glass slideBruker Daltonik, Bremen, Germany8237001
InkscapeInkscape Project c/o Software Freedom Conservancy, NY, USA
IsoMet 1000 precision cutterBuehler, Illinois, USA
MethanolJ.T.Baker9093-03
Mili-Q water18.2 MΩ.cm
Oil vacuum pump
Optimal Cutting Temperature CompoundFisher HealthCare, Texas, USA4585
Parafilm "M" Sealing FilmAmcorHS234526B
Quanta 450 FEGFEI Co, Hillsboro, OR, USA
SCiLS Lab (Multi-vendor support) MS Software Bruker Daltonik, Bremen, Germany
Software INCA Suite 4.14 VOxford Instruments, Ableton, UK
Solarix 7TBruker Daltonik, Bremen, Germany
Syringe pumpkdScientific, MA, USA78-9100K
Trifluoroacetic acidSigma Aldrich Co, MO, USA302031
X-Max spectrometerOxford Instruments, Ableton, UK

References

  1. Buchberger, A. R., DeLaney, K., Johnson, J., Li, L. Mass spectrometry imaging: a review of emerging advancements and future insights. Analytical Chemistry. 90 (1), 240-265 (2018).
  2. Heeren, R. M. A. MALDITechniques in Mass Spectrometry Imaging. Encyclopedia of Spectroscopy and Spectrometry. , (2017).
  3. Shariatgorji, M., Svenningsson, P., Andrén, P. E. Mass spectrometry imaging, an emerging technology in neuropsychopharmacology. Neuropsychopharmacology. 39 (1), 34-49 (2014).
  4. Zaima, N., Hayasaka, T., Goto-Inoue, N., Setou, M. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry. International Journal of Molecular Sciences. 11 (12), 5040-5055 (2010).
  5. Qin, L., et al. Recent advances in matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry imaging (MALDI-MSI) for in Situ analysis of endogenous molecules in plants. Phytochemical Analysis. 29 (4), 351-364 (2018).
  6. Bhandari, D. R., et al. High resolution mass spectrometry imaging of plant tissues: Towards a plant metabolite atlas. Analyst. 140 (22), 7696-7709 (2015).
  7. Boughton, B. A., Thinagaran, D., Sarabia, D., Bacic, A., Roessner, U. Mass spectrometry imaging for plant biology: a review. Phytochemistry Reviews. 15 (3), 445-488 (2016).
  8. Dong, Y., et al. Sample preparation for mass spectrometry imaging of plant tissues: a review. Frontiers in Plant Science. 7, 60 (2016).
  9. Zhang, Y. X., Zhang, Y., Shi, Y. P. A reliable and effective sample preparation protocol of MALDI-TOF-MSI for lipids imaging analysis in hard and dry cereals. Food Chemistry. 398, 133911 (2023).
  10. Brum, F. L., Martins, G. R., Mohana-Borges, R., da Silva, A. S. The acquisition of thin sections of açaí (Euterpe oleracea Mart.) seed with elevated potassium content for molecular mapping by mass spectrometry imaging. Rapid Communications in Mass Spectrometry. , e9474 (2023).
  11. Martins, G. R., et al. Chemical characterization, antioxidant and antimicrobial activities of açaí seed (Euterpe oleracea Mart.) extracts containing A- and B-type procyanidins. LWT. 132, 109830 (2020).
  12. Martins, G. R., et al. Phenolic profile and antioxidant properties in extracts of developing açaí (Euterpe oleracea Mart.) seeds. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 70 (51), 16218-16228 (2022).
  13. Jorge, F. T. A., Silva, A. S. A., Brigagão, G. V. Açaí waste valorization via mannose and polyphenols production: techno-economic and environmental assessment. Biomass Conversion and Biorefinery. , (2022).
  14. Carvalho, L. M. J., Esmerino, A. A., Carvalho, J. L. V. Jussaí (Euterpe edulis): a review. Food Science and Technology. 42, (2022).
  15. Yamaguchi, K. K. d. L., Pereira, L. F. R., Lamarão, C. V., Lima, E. S., Veiga-Junior, V. F. d. Amazon acai: chemistry and biological activities: A Review. Food Chemistry. 179, 137-151 (2015).
  16. Wu, R., et al. Copper adhesive tape attached to the reverse side of a non-conductive glass slide to achieve protein MALDI-imaging in FFPE-tissue sections. Chemical Communications. 57 (82), 10707-10710 (2021).
  17. Dufresne, M., Patterson, N. H., Norris, J. L., Caprioli, R. M. Combining salt doping and matrix sublimation for high spatial resolution MALDI imaging mass spectrometry of neutral lipids. Analytical Chemistry. 91 (20), 12928-12934 (2019).
  18. Aguiar, M. O., de Mendonça, M. S. Morfo-anatomia da semente de Euterpe precatoria Mart (Palmae). Revista Brasileira de Sementes. 25, 37-42 (2003).
  19. Panza, V., Láinez, V., Maldonado, S. Seed structure and histochemistry in the palm Euterpe edulis. Botanical Journal of the Linnean Society. 145 (4), 445-453 (2004).
  20. Alves, V. M., et al. Provenient residues from industrial processing of açaí berries (Euterpe precatoria Mart): nutritional and antinutritional contents, phenolic profile, and pigments. Food Science and Technology. 42, (2022).
  21. Inada, K. O. P., et al. Screening of the chemical composition and occurring antioxidants in jabuticaba (Myrciaria jaboticaba) and jussara (Euterpe edulis) fruits and their fractions. Journal of FunctionalFoods. 17, 422-433 (2015).
  22. Monteiro, A. F., Miguez, I. S., Silva, J. P. R. B., Silva, A. S. High concentration and yield production of mannose from açaí (Euterpe oleracea Mart.) seeds via mannanase-catalyzed hydrolysis. Scientific Reports. 9 (1), 10939 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

196 Euterpe oleracea Cryostat 2 5 E precatoria E edulis oligomers

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved