JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف العزلة والثقافة والحث الشحمي للخلايا preadipocytes preadipocytes المشتقة من جزء الأوعية الدموية اللحمية من الأنسجة الدهنية حول الأبهر الفأر ، مما يسمح بدراسة وظيفة الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية وعلاقتها بالخلايا الوعائية.

Abstract

الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية (PVAT) هي مستودع للأنسجة الدهنية يحيط بالأوعية الدموية ويعرض الأنماط الظاهرية للخلايا الشحمية البيضاء والبيج والبني. ألقت الاكتشافات الحديثة الضوء على الدور المركزي ل PVAT في تنظيم التوازن الوعائي والمشاركة في التسبب في أمراض القلب والأوعية الدموية. إن الفهم الشامل لخصائص PVAT وتنظيمها له أهمية كبيرة لتطوير العلاجات المستقبلية. تعتبر الثقافات الأولية للخلايا الشحمية المحيطة بالأبهر ذات قيمة لدراسة وظيفة PVAT والحديث المتبادل بين الخلايا الشحمية المحيطة بالأبهر والخلايا الوعائية. تقدم هذه الورقة بروتوكولا اقتصاديا ومجديا للعزل والثقافة والحث الشحمي للخلايا preadipocytes المشتقة من جزء الأوعية الدموية اللحمية من الأنسجة الدهنية حول الأبهر للفأر ، والتي يمكن أن تكون مفيدة لنمذجة تكوين الدهون أو تكوين الدهون في المختبر. يحدد البروتوكول معالجة الأنسجة وتمايز الخلايا لزراعة الخلايا الشحمية حول الأبهر من الفئران الصغيرة. سيوفر هذا البروتوكول حجر الزاوية التكنولوجي في جانب مقاعد البدلاء للتحقيق في وظيفة PVAT.

Introduction

يعتقد أن الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية (PVAT) ، وهي بنية حول الأوعية تتكون من خليط من الخلايا الشحمية الناضجة وجزء الأوعية الدموية اللحمية (SVF) ، تتفاعل مع جدار الوعاء المجاور عبر إفرازهابشكل شبه مكراني 1. كمنظم حاسم للتوازن الوعائي ، فإن خلل PVAT متورط في التسبب في أمراض القلب والأوعية الدموية2،3،4. يتكون SVF لأنسجة الخلايا الشحمية من العديد من مجموعات الخلايا المتوقعة ، بما في ذلك الخلايا البطانية والخلايا المناعية وخلايا الظهارة المتوسطة والخلايا العصبية والخلايا الجذعية الدهنية والخلايا السلفية (ASPCs)5,6. من المعروف أن ASPCs المقيمة في SVF للأنسجة الدهنية يمكن أن تؤدي إلى خلايا دهنية ناضجة5. يستدل على SVF ليكون مصدرا مهما للخلايا الشحمية الناضجة في PVAT. أظهرت العديد من الدراسات أن PVAT-SVF يمكن أن يتمايز إلى خلايا دهنية ناضجة في ظل ظروف تحريض محددة6،7،8.

يوجد حاليا نظامان للعزل لعزل SVF عن الأنسجة الدهنية ، أحدهما هو الهضم الأنزيمي والآخر غير الأنزيمي9. تؤدي الطرق الأنزيمية عادة إلى إنتاجية أعلى من الخلايا السلفية النواة10. حتى الآن ، تم إثبات فوائد SVF في تعزيز تجديد الأوعية الدموية والأوعية الدموية الجديدة في التئام الجروح وأمراض الجهاز البولي التناسلي والقلب والأوعية الدموية على نطاق واسع11 ، خاصة في الأمراض الجلدية والجراحة التجميلية12,13. ومع ذلك ، لم يتم استكشاف آفاق التطبيق السريري ل SVF المشتق من PVAT بشكل جيد ، والذي قد يعزى إلى عدم وجود طريقة موحدة لعزل SVF من PVAT. الهدف من هذا البروتوكول هو إنشاء نهج موحد للعزل والثقافة والحث الشحمي للخلايا preadipocytes المشتقة من SVF من PVAT الفأر المحيط بالشريان الأورطي الصدري ، مما يتيح مزيدا من التحقيق في وظيفة PVAT. يعمل هذا البروتوكول على تحسين معالجة الأنسجة وتقنيات تمايز الخلايا لزراعة الخلايا الشحمية حول الأبهر التي تم الحصول عليها من الفئران الصغيرة.

Protocol

تمت الموافقة على بروتوكولات الحيوانات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان في مستشفى شنغهاي للصدر التابع لكلية الطب بجامعة شنغهاي جياو تونغ (رقم الموافقة: KS23010) وكانت متوافقة مع اللوائح الأخلاقية ذات الصلة. يفضل ذكور وإناث الفئران C57BL / 6 الذين تتراوح أعمارهم بين 4-8 أسابيع لهذه التجربة.

1. إعداد الأدوات الجراحية ، والمخازن المؤقتة ، ووسائط الثقافة

  1. أدوات الأوتوكلاف الجراحية (مثل المقص الجراحي والملقط القياسي) عند 121 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. تطهير الأدوات المجهرية مع الكحول 75 ٪.
  2. تحضير محلول ملحي معقم مخزن بالفوسفات (PBS) مكمل ب 1٪ v / v بنسلين-ستربتومايسين و 10 مل أخرى من PBS مكملة ب 10٪ v / v بنسلين-ستربتومايسين.
    ملاحظة: في الأقسام التالية ، إذا لم يتم ذكرها على وجه التحديد ، يشير برنامج تلفزيوني إلى برنامج تلفزيوني معقم منتظم.
  3. تحضير كريبس رينجر HEPES BSA العازلة: 1٪ ألبومين مصل بقري (BSA) ، 20 مللي متر HEPES مذاب في محلول كريبس رينجر.
  4. تحضير محلول هضم طازج: كولاجيناز من النوع 1 (1 مجم / مل) وديباز II (4 مجم / مل) مذاب في محلول كريبس رينجر HEPES BSA. تعقيم الحل باستخدام مرشح 0.2 ميكرومتر.
  5. قم بإعداد صفيحة 12 بئر مغلفة بالكولاجين.
    1. خفف محلول الكولاجين (1 مجم / مل) بالماء منزوع الأيونات المعقم إلى تركيز 40 ميكروغرام / مل. أضف 1 مل من محلول الكولاجين المخفف على سطح كل بئر لتحقيق تركيز 6-10 ميكروغرام / سم2. احتضان الطلاء لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة.
    2. قم بإزالة المحلول المتبقي وشطف كل بئر 2x مع 1 مل من PBS. استخدم اللوحة على الفور ، أو جفف اللوحة بالهواء في غطاء التدفق الصفحي من الفئة الثانية وقم بتخزين اللوحة المطلية عند 2-8 درجة مئوية. عند التخزين ، أغلق الألواح المطلية بالأغشية.
  6. تحضير وسط الثقافة: متوسط النسور المعدلة من Dulbecco عالي الجلوكوز (DMEM) ، مصل بقري جنيني 10٪ (FBS) ، 1٪ v / v البنسلين - الستربتومايسين. يحفظ عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 2 أسابيع.
  7. تحضير وسط الحث الشحمي: DMEM عالي الجلوكوز ، 10٪ FBS ، 1٪ v / v البنسلين - الستربتومايسين ، 1 نانومتر ثلاثي يودوثيرونين ، 1 ميكرومتر روزيجليتازون ، 1 ميكرومتر أنسولين ، 0.5 مللي مول 3-إيزوبوتيل -1-ميثيل زانثين (IBMX) ، و 1 ميكرومتر ديكساميثازون. يحفظ عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 2 أسابيع.
  8. تحضير وسط الصيانة: DMEM عالي الجلوكوز ، 10٪ FBS ، 1٪ v / v البنسلين - الستربتومايسين ، 1 نانومتر ثلاثي يودوثيرونين ، 1 ميكرومتر روزيجليتازون ، و 1 ميكرومتر أنسولين. يحفظ عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 2 أسابيع.

2. تشريح وعزل الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية (PVAT)

  1. القتل الرحيم للفأر عن طريق خلع عنق الرحم تحت 2 ٪ من التخدير isoflurane أو مع جرعة زائدة من ثاني أكسيد الكربون. رش مع الكحول 75 ٪ لتطهير الجلد.
  2. ضع الماوس في وضع ضعيف (متجها لأعلى).
  3. ارفع الجلد ، وقم بعمل شق صغير ، وافصل بصراحة بين الجلد وعضلات البطن باستخدام مقص جراحي على طول خط الوسط البطني من الحوض إلى الرقبة. كشف القلب والرئتين عن طريق قطع الحجاب الحاجز والأضلاع على طول جانبي خط الوسط.
  4. قم بإزالة الكبد والطحال والأمعاء والكلى بعناية. تجنب قطع جدار الأمعاء.
  5. إزالة الرئتين والمريء.
  6. ارفع القلب برفق بالملقط في يد وافصل الشريان الأورطي عن العمود الفقري بمقص جراحي في اليد الأخرى. ثم ضع القلب والشريان الأورطي في طبق بتري 60 مم مع برنامج تلفزيوني يحتوي على 1٪ v / v البنسلين والستربتومايسين.
  7. قم بإزالة ملقط الجراحة المجهرية والمقص المجهري من الكحول واشطفه في 25 مل من برنامج تلفزيوني لإزالة الكحول الزائد. تحت المجهر المجسم ، قم بإزالة الغدة الصعترية والأنسجة الأخرى من القلب والشريان الأورطي ، ثم قم بإزالة القلب ، وترك الشريان الأورطي مع PVATs.
  8. نقل الشريان الأورطي مع PVATs إلى طبق بتري 60 مم نظيفة مع PBS تحتوي على 1٪ v / v البنسلين الستربتومايسين.
  9. استخدم ملقط الجراحة المجهرية لتجريد PVATs ، مع زوج واحد من الملقط يثبت الشريان الأورطي والآخر يسحب الأنسجة الدهنية. قم بإزالة الأنسجة الوعائية قدر الإمكان مع تقليل الضرر الذي يلحق بالأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية.
  10. اجمع PVAT المحيط بالشريان الأورطي الصدري في أنبوب طرد مركزي صغير سعة 2 مل يحتوي على DMEM عالي الجلوكوز مكمل ب 1٪ v / v البنسلين والستربتومايسين الموضوعة على الجليد.

3. عزل الكسر الوعائي اللحمي (SVF)

  1. شطف الأنسجة التي تم جمعها بالتتابع مع برنامج تلفزيوني يحتوي على 10٪ v / v البنسلين الستربتومايسين و PBS التي تحتوي على 1٪ v / v البنسلين الستربتومايسين.
    ملاحظة: من هذه الخطوة فصاعدا ، يجب إجراء جميع التجارب في ظل ظروف معقمة في غطاء التدفق الصفحي من الفئة الثانية.
  2. نقل الأنسجة إلى طبق بتري معقم 60 مم ، إضافة 200 ميكرولتر من محلول الهضم ، وفرمها إلى 1 مم3 قطع باستخدام مقص معقم.
  3. انقل المزيج إلى أنبوب طرد مركزي سعة 15 مل باستخدام طرف ماصة بلاستيكي ، وتم توسيع النهاية بقطع مقص معقم ، وأضف 6 مل من محلول الهضم لبدء تفاعل الهضم.
    ملاحظة: تفاعل هضم واحد (3 مل من محلول الهضم) يكفي لمستودعات PVAT من ستة فئران.
  4. احتضان الأنسجة عند 37 درجة مئوية في حاضنة مع شاكر مداري (تردد 150 دورة في الدقيقة للخلط الفعال) لمدة 30-45 دقيقة. اربط الأنابيب بشكل مسطح على رف لجعل الأنابيب تهتز أفقيا. رج اللوح لأعلى ولأسفل بقوة باليد لمدة 10 ثوان كل 5-10 دقائق.
    ملاحظة: يمكن إيقاف الهضم عند رؤية سائل هضمي متجانس مصفر مع عدم ترك شظايا الأنسجة.
  5. قم بتصفية الأنسجة المهضومة من خلال مصفاة خلية 70 ميكرومتر في أنبوب طرد مركزي سعة 50 مل. شطف مصفاة الخلية مع حجم متساو من وسط الثقافة لزيادة إنتاج الخلايا ووقف عملية الهضم.
  6. انقل المرشح إلى أنبوب طرد مركزي جديد سعة 15 مل وجهاز طرد مركزي عند 1800 × جم لمدة 10 دقائق. اقلب الأنبوب للتخلص من المادة الطافية وأعد تعليق الكريات في 5 مل من برنامج تلفزيوني. جهاز طرد مركزي عند 1800 × جم لمدة 5 دقائق.
  7. تخلص من المادة الطافية عن طريق قلب الأنبوب وإعادة تعليق الكريات في حجم مناسب من وسط الاستزراع.
    ملاحظة: يتم إعادة تعليق كريات الخلايا التي تم جمعها من كل ستة فئران في 1 مل من وسط الاستزراع وزرعها في بئر واحدة من صفيحة 12 بئرا.
  8. بذر الخلايا في صفيحة 12 بئرا مغلفة بالكولاجين واحتضانها عند 37 درجة مئوية في جو رطب مع 5٪ CO2 طوال الليل.
  9. في اليوم التالي ، قم بشفط وسط الاستزراع ، واغسل الخلايا باستخدام برنامج تلفزيوني مسخن مسبقا (37 درجة مئوية) يحتوي على 1٪ v / v البنسلين - الستربتومايسين لإزالة بقايا الخلايا وخلايا الدم الحمراء ، وأضف مرة أخرى 1 مل من وسط الاستزراع الطازج لكل بئر.

4. الحث الأديبوجيني للخلايا preadipocytes المشتقة من SVF من الأنسجة الدهنية حول الأبهر

  1. قم بتغيير وسط الثقافة كل يوم حتى تصل الخلايا إلى التقاء ~ 60-70٪.
    ملاحظة: عادة ما يستغرق 3-4 أيام حتى تصل الخلايا إلى التقاء 60-70٪.
  2. عندما تصل الخلايا إلى التقاء 60-70٪ ، قم باستنشاق وسط الثقافة واستبدله بوسط تحريض دهني بني. النظر في يوم تحريض التمايز adipogenic كما اليوم 0 من التمايز.
  3. بعد 72 ساعة (اليوم 3 من التمايز) ، قم بتحديث الوسيط بوسيط صيانة. تغيير وسيط الصيانة كل 2 أيام حتى يتم استخدام الخلايا للتجارب.
  4. تحليل الخلايا الدهنية بطريقة مناسبة ، مثل تلطيخ الزيت الأحمرO 14 والنشاف الغربي15.

النتائج

باستخدام هذا البروتوكول الموصوف أعلاه ، قمنا بعزل PVATs بعناية حول الأبهر الصدري للفأر (الشكل 1A-D). بعد غسل وفرم PVATs إلى قطع صغيرة باستخدام مقص معقم (الشكل 1E ، F) ، تم هضم شظايا الأنسجة في محلول هضم يحتوي على كولاجيناز من النوع الأول (1 مجم / مل) و dispase II (4 ...

Discussion

نقترح نهجا عمليا وممكنا للعزل والحث الشحمي للخلايا preadipocytes المشتقة من SVF من الأنسجة الدهنية حول الأبهر الفأر. مزايا هذا البروتوكول هي أنه بسيط واقتصادي. تعد الأعداد الكافية من الفئران ضرورية للعزل الناجح ، حيث يمكن أن تؤدي الأنسجة غير الكافية إلى انخفاض كثافة SVF وضعف حالة النمو ، مما يؤثر ف...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح ، مالية أو غير ذلك ، للإعلان عنها.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82130012 و 81830010) ومشاريع التنشئة للبحوث الأساسية لمستشفى شنغهاي للصدر (رقم المنحة: 2022YNJCQ03).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.2 μm syringe filtersPALL4612
12-well plate Labselect11210
15 mL centrifuge tubeLabserv310109003
3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3)Sigma-AldrichT-28771 nM
50 mL centrifuge tubeLabselectCT-002-50A
anti-adiponectinAbcamab225541:1,000 working concentration
anti-COX IVCST48501:1,000 working concentration
anti-FABP4CST21201:1,000 working concentration
anti-PGC1αAbcamab1918381:1,000 working concentration
anti-PPARγInvitrogenMA5-148891:1,000 working concentration
anti-UCP1Abcamab109831:1,000 working concentration
anti-α-ActininCST64871:1,000 working concentration
BSABeyotimeST023-200g1%
C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexesShanghai Model Organisms Center, Inc.
Cell Strainer 70 µm, nylonFalcon352350
Collagen from calf skinSigma-AldrichC8919
Collagenase, Type 1WorthingtonLS0041961 mg/mL
DexamethasoneSigma-AldrichD17561 μM
Dispase IISigma-AldrichD4693-1G4 mg/mL
Fetal bovine serum Gibco16000-04410%
HEPESSigma-AldrichH4034-25G20 mM
High glucose DMEMHycloneSH30022.01
IBMX Sigma-AldrichI70180.5 mM
Incubator with orbital shakerShanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd.LYZ-103B
Insulin (cattle) Sigma-Aldrich11070-73-81 μM
IsofluraneRWDR510-22-10
Krebs-Ringer's SolutionPricella PB180347protect from light 
Microsurgical forcepsBeyotimeFS233
Microsurgical scissorBeyotimeFS217
Oil Red O Sangon Biotech (Shanghai) Co., LtdA600395-0050
PBS (Phosphate-buffered saline)Sangon Biotech (Shanghai) Co., LtdB548117-0500
Penicillin-StreptomycinGibco15140122
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch 115-035-1461:5,000 working concentration
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch 111-035-1441:5,000 working concentration
RosiglitazoneSigma-AldrichR24081 μM
Standard forcepsBeyotimeFS225
Surgical scissorBeyotimeFS001

References

  1. Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
  2. Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
  3. Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
  4. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
  5. Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
  6. Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
  7. Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
  8. Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
  9. Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
  10. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
  11. Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
  12. Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
  13. Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
  14. Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
  15. Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
  16. Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
  17. Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
  18. Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
  19. Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
  20. Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
  21. Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
  22. Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
  23. Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
  24. Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
  25. Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
  26. Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
  27. Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
  28. Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
  29. Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
  30. Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

preadipocytes PVAT PVAT PVAT

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved