JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوضح البروتوكول منهجيتين متميزتين لإزالة الخلايا يتم تطبيقهما على الأنسجة الرئوية البقرية الأصلية ، مما يوفر سردا شاملا لخصائص كل منهما.

Abstract

أصبح استخدام الهلاميات المائية المشتقة من المصفوفة خارج الخلية (ECM) في هندسة الأنسجة شائعا بشكل متزايد ، حيث يمكنها محاكاة البيئة الطبيعية للخلايا في المختبر. ومع ذلك ، فإن الحفاظ على المحتوى الكيميائي الحيوي الأصلي ل ECM ، وتحقيق الاستقرار الميكانيكي ، وفهم تأثير عملية إزالة الخلايا على الخواص الميكانيكية للهلاميات المائية ECM يمثل تحديا. هنا ، تم وصف خط أنابيب لإزالة الخلايا من أنسجة الرئة البقرية باستخدام بروتوكولين مختلفين ، والتوصيف النهائي لفعالية إزالة الخلايا ، وتصنيع الهلاميات المائية ECM الرئوية المعاد تشكيلها وتقييم خصائصها الميكانيكية والتوافق الخلوي. تمت متابعة إزالة الخلايا من الرئة البقرية باستخدام طريقة فيزيائية (دورات تجميد وذوبان) أو طريقة كيميائية (قائمة على المنظفات). تم إجراء تلطيخ الهيماتوكسيلين والإيوسين للتحقق من صحة إزالة الخلايا والاحتفاظ بمكونات ECM الرئيسية. لتقييم محتوى الكولاجين المتبقي والجليكوزامينوجليكان الكبريتي (sGAG) داخل العينات منزوعة الخلايا ، تم استخدام تقنيات تلطيخ سيريوس الأحمر والأزرق الألسياني ، على التوالي. تميزت الخواص الميكانيكية للهلاميات المائية ECM الرئوية منزوعة الخلايا بالريولوجيا التذبذبية. تشير النتائج إلى أن الهلاميات المائية للرئة البقرية منزوعة الخلايا يمكن أن توفر بديلا عضويا موثوقا به لمنتجات ECM التجارية من خلال الاحتفاظ بمعظم مكونات ECM الأصلية. علاوة على ذلك ، تكشف هذه النتائج أن طريقة إزالة الخلايا المفضلة تؤثر بشكل كبير على حركية الهلام وكذلك الصلابة والخصائص اللزجة المرنة للهلاميات المائية الناتجة.

Introduction

لا تقدم ظروف الاستزراع أحادية الطبقة التقليدية تمثيلا مخلصا للبيئات الدقيقة للأنسجة الأصلية وتفتقر إلى القدرة على توفير سقالة ثلاثية الأبعاد (3D) مع روابط إرشادية تمكن من تفاعلات مصفوفة الخلية والخلية1. تكوين المصفوفة خارج الخلية (ECM) والخصائص الميكانيكية محددة للغاية للأنسجة ، وتعتمد على الوقت ، وتخضع لتغيرات في الحالات المرضية. لذلك ، هناك حاجة لنماذج الأنسجة 3D المحاكاة الحيوية التي تسمح بضبط هذه الخصائص ، وتعديل السلوك الخلوي ، وتحقيق وظائف الأنسجة المطلوبة. تجذب المواد الحيوية الأصلية المشتقة من ECM الكثير من الاهتمام في هندسة الأنسجة مع القدرة على الاستخدام المباشر ل ECM1،2،3،4،5 الخاصة بالأنسجة. تم استخدام الناقلات القائمة على ECM في العديد من التطبيقات التي تمتد من تجديد الأنسجة إلى تطوير نموذج المرض. يتم استخدامها كسقالات للمواد الحيوية القابلة للحقن أو الزرع 4,5 ، في تطبيقات فحص الأدوية 6,7 ، في تطوير المواد التي تحفز نمو الخلايا 8,9,10 ، كأحبار حيوية 11,12,13 ، في علم الموائع الدقيقة14 ، وفي نماذج الأنسجة السرطانية 15,16,17، 18,19.

يعد إزالة الخلايا من الأنسجة والأعضاء طريقة شائعة لتوليد سقالات تحاكي ECM الخاصة بالأنسجة. إعادة تكوين الأنسجة والأعضاء decellularized في الهلاميات المائية يسمح دمج الخلايا في نماذج الأنسجة 3D المحاكاة الحيوية20. تركز تقنيات إزالة الخلايا بشكل أساسي على التخلص من المكونات الخلوية مع الاحتفاظ بتكوين ECM. عادة ما يتم تطبيق الطرق الفيزيائية مثل دورات التجميد والذوبان أو العمليات الكيميائية مثل علاج Triton-X-100 لإزالة الخلايا. علاوة على ذلك ، يفضل علاج DNase لإزالة الحمض النووي المتبقي لتقليل الاستجابات المناعية عند تضمين الخلايا. من الأهمية بمكان تحقيق أقصى قدر من إزالة الخلايا والحد الأدنى من ضعف ECM لتحسين إجراءات إزالة الخلايا21. إلى جانب هذه الجوانب ، يعد توصيف الخصائص البيوكيميائية والميكانيكية للسقالات المعاد تشكيلها ، بما في ذلك مرونة اللزوجة والصلابة ، أمرا بالغ الأهمية لتحسين نماذج الأنسجة ثلاثية الأبعاد المهندسة المشتقة من المصفوفات الأصلية20.

يسمح ECM الخاص بالأعضاء في هندسة أنسجة الرئة بمحاكاة البيئة المكروية الرئوية لنمذجة العمليات التنموية أو المتجانسة أو المرضية في المختبر واختبار العلاجات في بيئة محاكاة فيزيائية20،22،23. أظهرت الدراسات السابقة إزالة الخلايا من أنسجة الرئة من عدة أنواع ، مثل الفئران والخنازير والبشر ، ولكن هذه الطرق لم تتكيف بعد مع الأنواع الأقل استخداما مثل الأبقار. إن الفهم الأفضل لمعلمات عملية إزالة الخلايا وكيفية تأثيرها على سقالات ECM المعاد تشكيلها الناتجة فيما يتعلق بالتركيب الكيميائي الحيوي والخواص الميكانيكية سيسمح بضبط أفضل لهذه الجوانب ويمهد الطريق لنماذج أنسجة أكثر موثوقية في الصحة والمرض. في هذه الدراسة ، تم وصف إزالة الخلايا من الرئة البقرية بطريقتين متميزتين ، دورات التجميد والذوبان وعلاج Triton-X-100 ، بشكل صريح ومتبوعا بتحليلات كيميائية حيوية وميكانيكية للهلاميات المائية ECM الرئوية (dECM). تكشف النتائج أن كلتا الطريقتين تسفر عن إزالة الخلايا الفعالة والاحتفاظ بروابط ECM. والجدير بالذكر أن اختيار الطريقة يغير بشكل كبير الصلابة الناتجة ومرونة اللزوجة للهلاميات المائية المعاد تشكيلها. تظهر الهلاميات المائية المشتقة من dECM البقري أوجه تشابه كيميائية حيوية ملحوظة مع المصفوفة خارج الخلية للرئة البشرية ، وتظهر خصائص هلام حراري موثوقة20. كما هو موضح سابقا ، كلتا الطريقتين مناسبتان لثقافة 3D لخلايا سرطان الرئة ، والخلايا الظهارية القصبية السليمة ، وعضويات الرئة المشتقة من المريض20.

Protocol

تم الحصول على رئتين أصليتين طازجتين من متبرعين بقري صغار (1-2 سنة) من مسلخ محلي ونقلهما في حاوية بلاستيكية محكمة الغلق على الجليد إلى المختبر. يتم تقديم التضحية بالحيوانات للاستهلاك العام للحوم (يتم التخلص من الرئتين كنفايات) ولا يرتبط بالدراسة أو بسببها. نؤكد أن المسلخ يتوافق مع القوانين واللوائح الوطنية للتضحية بالحيوانات. علاوة على ذلك ، نؤكد أننا استخدمنا النفايات فقط ولم يكن للمشروع البحثي تأثير على عدد التي تم التضحية بها.

1. حصاد الأعضاء وإعداد الأنسجة

  1. قم بتخزين أنسجة الرئة البقري التي تم الحصول عليها حديثا في -80 درجة مئوية حتى التجربة.
  2. في يوم التجربة ، انتظر حتى تذوب أنسجة الرئة المجمدة في درجة حرارة الغرفة.
  3. تشريح الأنسجة بمشارط ومقص معقمة لإزالة القصبة الهوائية والممرات الهوائية الغضروفية ، وفرمها إلى قطع صغيرة (5 مم3).
  4. يغسل جيدا بماء عالي النقاء يحتوي على 2٪ بنسلين / ستربتومايسين (P / S) على الأقل 3x.

2. إزالة الخلايا من الأنسجة

ملاحظة: تم إزالة الخلايا من أنسجة الرئة البقرية الأصلية باستخدام بروتوكولين متميزين.

  1. طريقة تجميد الذوبان
    1. تحضير عينات الأنسجة وفقا للخطوة 1. اغمر الأنسجة المفرومة في محلول اليود 2٪ في ماء مقطر معقم (dH2O) لمدة 1 دقيقة. قم بإجراء غسلتين متتاليتين في dH2O.
    2. انقل قطع الأنسجة المفرومة إلى أنبوب سعة 50 مل حتى مستوى 15 مل وقم بتنفيذ خمس دورات يدوية للتجميد والذوبان باستخدام حاوية نيتروجين سائل محمولة. املأ الأنابيب إلى الأعلى ب dH2O المعقمة وأنابيب التجميد لمدة دقيقتين في النيتروجين السائل. بعد 2 دقيقة ، انقلها على الفور إلى حمام مائي 37 درجة مئوية لمدة 10 دقائق. هذا يشكل 1 دورة من تجميد ذوبان الجليد.
    3. احتضان العينات ب 30 مل من محلول DNase (10 وحدة / مل) في محلول 10 mM MgCl2 (درجة الحموضة 7.5) لمدة 1 ساعة عند 37 درجة مئوية تحت اهتزاز مستمر عند 100 دورة في الدقيقة.
    4. استمر في الغسيل الشامل باستخدام dH2O المعقم لمدة 3 أيام تحت الاهتزاز المستمر عند 100 دورة في الدقيقة ، مع تجديد المحلول كل 24 ساعة.
    5. قم بإجراء التجفيد والتبريد على النحو التالي20: قم بتجميد عينات dECM الرطبة عند -80 درجة مئوية لمدة 24 ساعة. انقل العينات المجمدة إلى مجفف بالتجميد واعمل في وضع التجفيف تحت الفراغ لمدة 3 إلى 4 أيام حتى تجف تماما. عند الانتهاء من التجفيف بالتجميد ، قم بإجراء طحن العينات في شكل مسحوق ناعم باستخدام جهاز طحن وثلج جاف.
      ملاحظة: تعتبر حالة المسحوق الناعم هذه ضرورية بسبب خصائص الذوبان المحسنة خلال المراحل اللاحقة من عملية الهضم.
  2. طريقة تريتون-X-100
    1. تحضير عينات الأنسجة وفقا للخطوة 1. عالج أنسجة الرئة ب 1٪ Triton-X-100 لمدة 3 أيام تحت دوران لطيف عند 4 درجات مئوية. حل التبادل كل 24 ساعة.
    2. احتضان العينات بمحلول DNase (10U / mL) في مخزن مؤقت 10 mM MgCl2 (درجة الحموضة 7.5) لمدة 1 ساعة عند 37 درجة مئوية تحت اهتزاز مستمر.
    3. استمر في غسل شامل مع dH2O المعقم لمدة 3 أيام تحت دوران لطيف ، مع تجديد المحلول كل 24 ساعة.
    4. قم بإجراء التجفيد متبوعا بالطحن بالتبريد كما هو موضح في الخطوة 2.1.

3. هضم البيبسين

  1. هضم عينات مسحوق dECM بتركيز 15 ملغم / مل (وزن / حجم) في محلول البيبسين (1 ملغ / مل من البيبسين في 0.01 M HCl ، الرقم الهيدروجيني 2). نفذ عملية هضم العينة في درجة حرارة الغرفة تحت التحريك المستمر لمدة 48 ساعة وحافظ على درجة حموضة المحلول بشكل متكرر من أجل الهضم الفعال.
  2. نقل الهضم إلى أنبوب وأجهزة الطرد المركزي في 5000 × غرام لمدة 10 دقائق.
  3. جمع المواد الطافية وتحييدها وتخزينها في الظروف الفسيولوجية (درجة الحموضة 7 ، 1x محلول ملحي عازل للفوسفات (PBS)) من خلال إضافة 5M NaOH و 10x PBS.
    ملاحظة: يقترح استخدام المحاليل القلوية المركزة لتعديل درجة الحموضة في الهضم الحمضي ، لأن هذا النهج يتجنب التوسع غير المرغوب فيه في الحجم والذي يمكن أن يؤثر بشكل ضار على الهلام في الخطوات اللاحقة.
  4. قم بتخزين هضمات ما قبل الجل في درجة حرارة -20 درجة مئوية لمزيد من الدراسات.

4. تلطيخ الأنسجة

  1. ثبت جزءا صغيرا (5 مم3) من عينة الأنسجة منزوعة الخلايا في 1 مل من محلول الفورمالديهايد 3.7٪ عند 4 درجات مئوية طوال الليل.
  2. احتضان الأنسجة في أنابيب تحتوي على 1 مل من محلول السكروز 30٪ في برنامج تلفزيوني لمدة 12 ساعة عند 4 درجات مئوية على صخرة ثابتة.
  3. لتضمين الأنسجة في مركب درجة حرارة القطع الأمثل (OCT) ، صب 1 مل من OCT في قالب تبريد ، ضع الأنسجة في منتصف القالب بالتبريد ، ثم صب 2 مل من OCT فوق المنديل.
  4. ضع قوالب التبريد التي تحتوي على مناديل على الثلج الجاف وقم بتجميدها باستخدام النيتروجين السائل. تكون العينات جاهزة عندما يتحول OCT إلى اللون الأبيض بالكامل ، والذي يستغرق عادة 3 دقائق. قم بتخزين المناديل الورقية المضمنة في OCT في -20 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  5. احصل على أقسام 10 ميكرومتر في cryostat عند -25 درجة مئوية على شريحة زجاجية مطلية بالبولي L-lysine وانقل الشريحة إلى درجة حرارة الغرفة للسماح لقسم الأنسجة بالذوبان على الشريحة. قم بتخزين الشرائح في -20 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  6. من أجل تأكيد عدم وجود نوى بعد إزالة الخلايا ، قم بإجراء تلطيخ الهيماتوكسيلين والإيوسين (H&E) كما هو موضح أدناه.
    1. احتضان الشرائح في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقائق. اغمر الشرائح في برنامج تلفزيوني وصمة عار عليها مع 50 مل جاهزة للاستخدام من محلول الهيماتوكسيلين في جرة تلطيخ لمدة 3 دقائق ، تليها 3 دقائق غسل بماء الصنبور.
    2. اغمر الشرائح في 95٪ إيثانول وصمة عار مع 50 مل من محلول Eosin الكحولي 0.5٪ في وعاء تلطيخ لمدة 45 ثانية.
  7. أداء تلطيخ أحمر سيريوس لإظهار الاحتفاظ بمحتوى الكولاجين بعد إزالة الخلايا.
    1. رطب الشرائح باستخدام برنامج تلفزيوني واغمرها في 50 مل من 0.1٪ سيريوس الأحمر في محلول مائي مشبع من حمض البكريك في جرة تلطيخ لمدة 1 ساعة.
    2. شطف الشرائح في محلول حمض الخليك 0.5 ٪ لمدة 5 ثوان وتجفيف جميع الشرائح عن طريق نقعها في 70 ٪ ، 95 ٪ ، و 100 ٪ الإيثانول بالتتابع لمدة 1 دقيقة لكل منهما.
  8. لتحليل محتوى sGAG في عينات الأنسجة، قم بإجراء تلطيخ ألسيان الأزرق كما هو موضح أدناه.
    1. اغمر الشرائح في 50 مل من 1٪ Alcian blue في محلول حمض الأسيتيك 3٪ (درجة الحموضة 2.5) في وعاء تلطيخ لمدة 30 دقيقة. اغسل الشرائح بماء الصنبور الجاري لمدة 2 دقيقة.
    2. قم بتجفيف جميع الشرائح عن طريق نقعها في 70٪ و 95٪ و 100٪ إيثانول بالتتابع لمدة 1 دقيقة لكل منها.
  9. أضف 0.1 مل من وسط التركيب فوق العينات ، وتصور باستخدام المجهر الضوئي باستخدام تكبير 10x.

5. التوصيف الميكانيكي

  1. تنفيذ قياسات الريولوجيا التذبذبية باستخدام مقياس ريومتر مع هندسة لوحة متوازية.
  2. صب 250 ميكرولتر من محلول ما قبل الجل المحفوظ على الثلج على صفيحة سفلية مبردة مسبقا (4 درجات مئوية) لتجنب الهلام السريع.
  3. اخفض اللوحة المتوازية مقاس 20 مم حتى يشكل محلول ما قبل الهلام قرصا بعرض فجوة 1 مم بين اللوحين.
  4. ابدأ القياس على الفور. قم بقياس وحدات التخزين والفقد بمرور الوقت بتردد ثابت وإجهاد أثناء تسخين اللوحة السفلية إلى 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة لمراقبة حركية الهلام. استخدم ترددا ثابتا يبلغ 0.5 هرتز و 0.1٪ إجهاد.
  5. قم بإجراء اختبار استعادة الزحف بعد توقف قيمة معامل التخزين عن الزيادة والوصول إلى هضبة.
  6. ضع إجهاد قص 1 باسكال على الهيدروجيل لمدة 15 دقيقة ، وقم بقياس السلالة ، وتفريغ العينة من الإجهاد ، وسجل التغير في قيمة الإجهاد لمدة 15 دقيقة.
  7. ارسم رسما بيانيا للإجهاد مقابل الوقت لإظهار سلوك تخفيف التوتر. كرر القياسات لثلاثة ملخصات مختلفة ل dECM كمكررات.

النتائج

إزالة الخلوية
تم تحقيق إزالة الخلايا من أنسجة الرئة البقرية لإنتاج الهلاميات المائية dECM التي من شأنها تلخيص البيئة المكروية الأصلية للرئة من خلال كل من الطرق الفيزيائية (تجميد الذوبان) والكيميائية (Triton-X-100). بعد التشريح ، تم غسل قطع الأنسجة في المضادات الحيوية المحتوية على dH2<...

Discussion

أصبحت الهلاميات المائية المشتقة من الأعضاء نماذج واعدة تلخص الأنسجة الأصلية ECM وتحاكي الوظيفة الخلوية العضوية. على الرغم من أن ECM الرئوي منزوع الخلايا غالبا ما يستخدم في هندسة الأنسجة ، فإن التوصيف الشامل لتكوين المواد الحيوية والخصائص الميكانيكية سيفيد فهما أفضل لكيفية تعديل تفاعلات ال...

Disclosures

يعلن جميع المؤلفين عدم وجود مصالح مالية متنافسة.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل من قبل مجلس البحث العلمي والتكنولوجي في تركيا (TÜBİTAK) (المنحة رقم 118C238). تقع المسؤولية الكاملة للمنشور / الورقة على عاتق مالك المنشور. لا يعني الدعم المالي الذي تم تلقيه من TÜBİTAK أن محتوى المنشور معتمد بالمعنى العلمي من قبل TÜBİTAK. يقر المؤلفون بامتنان باستخدام خدمات ومرافق مركز أبحاث جامعة كوتش للطب الانتقالي (KUTTAM). تم إنشاء الشكل 1 والشكل 2 أ باستخدام Biorender.com.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Absolute ethanolISOLAB64-17-5
Acetic acidISOLAB64-19-7
Alcian blue solutionSigma-AldrichB8438
Deoxyribonuclease I from bovine pancreasSigma-AldrichDN25
Discovery HR-2 rheometerTA Instruments
Entellan mounting mediumMerck107960
Eosin solutionBright-slide2.BS01-105-1000
FormaldehydeElectron Microscopy Sciences50-980-485
Hydrochloric acidMerck100317
IodineSigma-Aldrich3002
Magnesium chlorideSigma-Aldrich7786-30-3
Mayer's haematoxylin staining solutionMerck2.BS01-103-1000
O.C.T compoundTissue-Tek4583
Penicillin/StreptomycinBiowestL0018-100
Pepsin from porcine gastric mucosaSigma-AldrichP6887
Picric acidPolysciences88-89-1
Sirius RedPolysciences09400-25
Sodium hydroxideSigma-AldrichS5881
Sucrose Sigma-AldrichS0389
Triton-X-100Merck112298

References

  1. Zhu, X., et al. Ordered micropattern arrays fabricated by lung-derived dECM hydrogels for chemotherapeutic drug screening. Mater Today Bio. 15, 100274 (2022).
  2. Ulldemolins, A., et al. Lung extracellular matrix hydrogels-derived vesicles contribute to epithelial lung repair. Polymers. 14 (22), 4907 (2022).
  3. Biehl, A., et al. Towards a standardized multi-tissue decellularization protocol for the derivation of extracellular matrix materials. Biomater Sci. 11 (2), 641-654 (2023).
  4. Pak, J., Lee, J. H., Park, K. S., Jeong, B. C., Lee, S. H. Regeneration of cartilage in human knee osteoarthritis with autologous adipose tissue-derived stem cells and autologous extracellular matrix. Biores Open Access. 5 (1), 192-200 (2016).
  5. Spang, M. T., Christman, K. L. Extracellular matrix hydrogel therapies. In vivo applications and development.Acta Biomater. 68, 1-14 (2018).
  6. Schwartz, A. D., et al. A biomaterial screening approach reveals microenvironmental mechanisms of drug resistance. Integr Biol. 9 (12), 912-924 (2017).
  7. Monteiro, M. V., Gaspar, V. M., Ferreira, L. P., Mano, J. F. Hydrogel 3D in vitro tumor models for screening cell aggregation mediated drug response. Biomater Sci. 8 (7), 1855-1864 (2020).
  8. Nakamura, R., Nakamura, F., Fukunaga, S. Changes in the composition of the extracellular matrix accumulated by mesenchymal stem cells during in vitro expansion. Anim Sci J. 85 (6), 706-713 (2014).
  9. Bual, R. P., Ijima, H. Intact extracellular matrix component promotes maintenance of liver-specific functions and larger aggregates formation of primary rat hepatocytes. Regen Ther. 11, 258-268 (2019).
  10. Jhala, D., Vasita, R. A review on extracellular matrix mimicking strategies for an artificial stem cell niche. Poly Rev. 55 (4), 561-595 (2015).
  11. Jeong, W., Kim, M. K., Kang, H. W. Effect of detergent type on the performance of liver decellularized extracellular matrix-based bio-inks. J Tissue Eng. 12, 2041731421997091 (2021).
  12. Lee, S. J., Lee, J. H., Park, J., Kim, W. D., Park, S. A. Fabrication of 3D printing scaffold with porcine skin decellularized bio-ink for soft tissue engineering. Materials. 13 (16), 3522 (2020).
  13. Won, J. Y., et al. A potential dermal substitute using decellularized dermis extracellular matrix derived bio-ink. Artif Cells Nanomed Biotechnol. 47 (1), 644-649 (2019).
  14. Lin, Z., et al. Bioactive decellularized extracellular matrix hydrogel microspheres fabricated using a temperature-controlling microfluidic system. ACS Biomater Sci Eng. 8 (4), 1644-1655 (2022).
  15. Kaushik, N., Kim, S., Suh, Y., Lee, S. J. Proinvasive extracellular matrix remodeling for tumor progression. Arch Pharm Res. 42 (1), 40-47 (2019).
  16. Lu, P., Weaver, V. M., Werb, Z. The extracellular matrix: a dynamic niche in cancer progression. J Cell Biol. 196 (4), 395-406 (2012).
  17. Poltavets, V., Kochetkova, M., Pitson, S. M., Samuel, M. S. The role of the extracellular matrix and its molecular and cellular regulators in cancer cell plasticity. Front Oncol. 8, 431 (2018).
  18. Takeda, M., et al. Development of a drug screening system using three-dimensional cardiac tissues containing multiple cell types. Sci Rep. 11 (1), 5654 (2021).
  19. Jensen, A. R. D., et al. Organ-specific, fibroblast-derived matrix as a tool for studying breast cancer metastasis. Cancers (Basel). 13 (13), 3331 (2021).
  20. Kuşoğlu, A., et al. Different decellularization methods in bovine lung tissue reveals distinct biochemical composition, stiffness, and viscoelasticity in reconstituted hydrogels. ACS Appl Bio Mater. 6 (2), 793-805 (2023).
  21. Fernández-Pérez, J., Ahearne, M. The impact of decellularization methods on extracellular matrix derived hydrogels. Sci Rep. 9 (1), 14933 (2019).
  22. Park, S., Kim, T. H., Kim, S. H., You, S., Jung, Y. Three-dimensional vascularized lung cancer-on-a-chip with lung extracellular matrix hydrogels for in vitro screening. Cancers (Basel). 13 (16), 3930 (2021).
  23. Uriarte, J. J., Uhl, F. E., Rolandsson Enes, S. E., Pouliot, R. A., Weiss, D. J. Lung bioengineering: advances and challenges in lung decellularization and recellularization. Curr Opin Organ Transplant. 23 (6), 673-678 (2018).
  24. Roth, S. P., et al. Automated freeze-thaw cycles for decellularization of tendon tissue - a pilot study. BMC Biotechnol. 17 (1), 13 (2017).
  25. Gilbert, T. W., Freund, J. M., Badylak, S. F. Quantification of DNA in biologic scaffold materials. J Surg Res. 152 (1), 135-139 (2009).
  26. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  27. Cox, T. R. The matrix in cancer. Nat Rev Cancer. 21 (4), 217-238 (2021).
  28. Vining, K. H., Mooney, D. J. Mechanical forces direct stem cell behaviour in development and regeneration. Nat Rev Mol Cell Biol. 18 (12), 728-742 (2017).
  29. Chaudhuri, O., Cooper-White, J., Janmey, P. A., Mooney, D. J. Effects of extracellular matrix viscoelasticity on cellular behaviour. Nature. 584 (7822), 535-546 (2020).
  30. Chaudhuri, O., et al. Hydrogels with tunable stress relaxation regulate stem cell fate and activity. Nat Mater. 15 (3), 326-334 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

202

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved