Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يؤدي غرس حمض الأوليك باستمرار في الشريان الرئوي لخنزير بالغ مخدر إلى فشل تنفسي حاد ، مما يتيح إجراء تجارب خاضعة للرقابة أثناء المعاوضة التنفسية الحادة.

Abstract

يحدد هذا البروتوكول نموذجا للضائقة التنفسية الحادة باستخدام ضخ حمض الأوليك الذي يتم تناوله مركزيا في خنازير يوركشاير. قبل التجريب ، خضع كل خنزير للتخدير العام ، والتنبيب الرغامي ، والتهوية الميكانيكية ، وتم تجهيزه بقسطرة وصول الأوعية الدموية المركزية الوريدية الوداجية الثنائية. تم إعطاء حمض الأوليك من خلال قسطرة شريان رئوي مخصصة بمعدل 0.2 مل / كجم / ساعة. استمر التسريب لمدة 60-120 دقيقة ، مما تسبب في ضيق التنفس. خلال التجربة ، تم رصد معلمات مختلفة بما في ذلك معدل ضربات القلب ومعدل التنفس وضغط الدم الشرياني والضغط الوريدي المركزي وضغط الشريان الرئوي وضغط إسفين الشعيرات الدموية الرئوية وثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزر وضغوط مجرى الهواء القصوى وضغوط الهضبة. حول علامة 60 دقيقة ، لوحظ انخفاض في ضغط الأكسجين الشرياني الجزئي (PaO2) وجزء من الهيموجلوبين المشبع بالأكسجين (SpO2). حدث عدم استقرار الدورة الدموية الدوري ، مصحوبا بزيادات حادة في ضغط الشريان الرئوي ، أثناء التسريب. بعد التسريب ، كشف التحليل النسيجي لحمة الرئة عن تغييرات تشير إلى تلف متني وعمليات المرض الحادة ، مما يؤكد فعالية النموذج في محاكاة المعاوضة التنفسية الحادة.

Introduction

يحمل استخدام نماذج الخنازير في الأبحاث الانتقالية أهمية كبيرة في تعزيز فهمنا للطب البشري1. توفر نماذج الخنازير ، بسبب أوجه التشابه الفسيولوجية والتشريحية مع البشر ، منصة قيمة لدراسة الأمراض المعقدة والتدخلات العلاجية1. في سياق الفشل التنفسي الحاد ، توفر نماذج الخنازير فرصة فريدة للتحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية ، وتقييم استراتيجيات العلاج ، وتقييم التدخلات المحتملة1،2،3. تسمح القدرة على تكرار الجوانب الرئيسية لفسيولوجيا الجهاز التنفسي البشري والاستجابات لمختلف المحفزات في نماذج الخنازير بإجراء تقييم شامل للطرائق العلاجية قبل التقدم إلى التجارب البشرية1،2،3. يمكن نموذج البحث هذا الباحثين من سد الفجوة بين التحقيقات قبل السريرية والتطبيق السريري ، مما يسهل تطوير علاجات جديدة وتحسين نتائج المرضى1. لذلك ، فإن إنشاء نموذج خنزير للفشل التنفسي الحاد كفء وفعال وقابل للتكرار بمثابة أداة حاسمة في تطوير المعرفة بأمراض الجهاز التنفسي وتوجيه تطوير التدخلات الفعالة في الطب البشري1.

شهدت الضائقة التنفسية ، وهي حالة طبية حرجة ، تقدما محدودا في تشخيصها وإدارتها على مدى العقود الثلاثة الماضية4. غالبا ما تظهر مقاييس التقييم والفرز المستخدمة حاليا ، والتي تشمل الأعراض الذاتية ، ونتائج الفحص البدني ، و SpO2 ، ومعدل التنفس ، قيودا في اكتشاف الحالات الرئوية الحادة في مرحلة مبكرة5،6،7. هذا القصور لا يعيق الفرز الفعال وتخصيص الموارد فحسب ، بل يفشل أيضا في توفير مراقبة كمية فعالة لتطور المرض والاستجابة للعلاج في المرضى الذين يعانون من أمراض رئوية مزمنة. يؤكد المشهد الناشئ لأمراض الجهاز التنفسي المزمنة ، مثل COVID الطويل ، إلى جانب عبء القصور التنفسي الحاد على موارد المستشفيات ، على الحاجة الملحة لتوسيع نطاق البحوث الانتقالية وتعزيز الابتكار في إدارة أمراض الجهاز التنفسي.

تم التعرف على التسريب المباشر لحمض الأوليك في مجرى دم الخنزير كطريقة قوية للحث على الضائقة التنفسية الحادة8. أظهر حمض الأوليك ، وهو حمض دهني أحادي غير مشبع ، القدرة على إحداث إصابة رئوية كبيرة وتعريض وظيفة الجهاز التنفسي للخطر عند إدخاله في الدورة الدموية الرئوية8. عند التسريب ، يثير حمض الأوليك تضيق الأوعية ، مما يؤدي إلى زيادة الضغط الشرياني الرئوي والمقاومة ، مما يؤدي إلى ضعف تبادل الغازات والأوكسجين9. علاوة على ذلك ، يعزز حمض الأوليك تنشيط المسارات الالتهابية ، بما في ذلك إطلاق الوسطاء المؤيدين للالتهابات وتجنيد الخلايا المناعية ، مما يساهم في تطور إصابة الرئة وضيق التنفس10. كل هذا يؤدي إلى نقص الأكسجة الشديد ، وزيادة في الضغط الشرياني الرئوي ، وتراكم مياه الرئة خارج الأوعيةالدموية 11. أظهر التقييم النسيجي لحمة الرئة إصابة لا يمكن تمييزها عن الضائقة التنفسية الحادة البشرية9.

توضح هذه المقالة بالتفصيل طريقة تنطوي على الإدارة المباشرة لحمض الأوليك في الشريان الرئوي للحث على الضائقة التنفسية الحادة ، وتجنب حل وسط الدورة الدموية الشديد غير القابل للعلاج. من المتوقع أن تكون الطريقة الموصوفة أداة قيمة للباحثين المستقبليين لاستكشاف الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة وراء الفشل التنفسي الحاد وتقييم التدخلات والابتكارات العلاجية المحتملة.

Protocol

حصل البروتوكول على موافقة من لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة فاندربيلت (البروتوكول M1800176-00) والتزم بصرامة بإرشادات المعهد الوطني للصحة لرعاية واستخدام المختبر. تم استخدام ذكور وإناث خنازير يوركشاير ، التي تزن حوالي 40-45 كجم ، في هذه التجربة. تم الحصول على من مصدر تجاري (انظر جدول المواد). لا تتضمن الممارسة الحالية فحص أي حالات طبية موجودة مسبقا في الخنازير المكتسبة. وفي حين أنه من المسلم به أن هذه الممارسة يمكن أن تتداخل مع النتائج المقصودة أو تخفيها، فإنها تعتبر غير مرجحة وفقا للبائع، وهذا القيد مقبول.

1. إعداد

  1. التخدير والتهوية
    1. تخدير الخنزير بالحقن العضلي للكيتامين (2.2 مجم / كجم) / زيلازين (2.2 مجم / كجم) / تيلازول (4.4 مجم / كجم) وضع في وضع الاستلقاء (الاستلقاء) على طاولة العمليات.
    2. الحفاظ على التخدير العام عن طريق الشروع في التخدير الاستنشاقي ، 1 ٪ إيزوفلوران.
    3. كشف الأحبال الصوتية عن طريق الفم باستخدام منظار الحنجرة والتنبيب12 باستخدام أنبوب القصبة الهوائية 6.5 مم (انظر جدول المواد). نفخ الكفة الأنبوبية ب 3-5 مل من الهواء باستخدام حقنة بدون إبرة متصلة.
      ملاحظة: قم على الفور بإجراء تصوير ثاني أكسيد الكربون (CO2) بعد قنية القصبة الهوائية لضمان وضع الأنبوب بشكل صحيح ، وقياس CO2 مع تهوية تشير إلى التهوية المناسبة.
    4. استخدم قسطرة وريدية (IV) من 18 جم إلى 24 جم موضوعة في وريد الأذن المركزي أو الهامشي على الجانب الخلفي من الأذن لإعطاء أدوية أثناء العملية (حسب الحاجة) والقتل الرحيم للخنزير.  قم بتأمين القسطرة الوريدية بشريط لاصق مقاس 1 بوصة.
    5. اضبط التهوية الميكانيكية على إعدادات التهوية التي يتم التحكم فيها بحجم المد والجزر 8 مل / كجم.
      ملاحظة: يتم إجراء مراقبة التخدير طوال التجربة. تتم مراقبة العلامات الحيوية ، والاستجابة للتحفيز ، ووجود / غياب الحركة ، وتراخي نغمة الفك ، والتغيرات في معدل ضربات القلب ، ونهاية المد والجزرCO 2 ، وتغير معدل التنفس من قبل فني مختبر مستقل. يتم إجراء تعديلات على جرعة التخدير المستنشق بناء على هذه التقييمات. يتم تنفيذ إدارة مسكن للبوبرينورفين عن طريق البلعة. اضبط معدل التنفس على جهاز التنفس الصناعي للحفاظ على ثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزرمن 35-40 مم زئبق طوال التجربة.
  2. القنية والمراقبة
    1. تطهير الرقبة الأمامية بأكملها بمحلول فرك الكلورهيكسيدين 2 ٪ ، تليها رذاذ من محلول بروفيدون اليود 5 ٪.
    2. كشف كل من الأوردة الوداجية الداخلية والخارجية اليمنى واليسرى (IJ و EJ) جراحيا والشرايين السباتية (CA) بشق عمودي ، حوالي 7-8 سم ، على الفور إلى القصبة الهوائية على كلا الجانبين باستخدام شفرة رقم 23 إلى القص13.
      ملاحظة: يتم اختيار نهج القطع الجراحي للوصول إلى الأوعية الدموية بسبب تحديات تقنية Seldinger الموجهة بالموجات فوق الصوتية عن طريق الجلد14 في الخنازير. الجلد القاسي وحجم الأوعية الدموية يجعلان نهج القطع أكثر جدوى. تفضل الأوعية العنقية لقسطرة الشريان الرئوي الثنائية (PAC) ، على الرغم من أن الوصول إلى الفخذ هو خيار. اختيار أي الوريد الوداجي (IJ أو EJ) هو وفقا لتقدير قائمة الإجراءات. أيهما له قطر أكبر يمكن أن يكون قنيا ويستخدم لقسطرة القلب.
    3. قم بتشريح عضلات الحزام والمسالك حسب الحاجة باستخدام مقص الأنسجة Kelly ومبعدات Lahey13 (انظر جدول المواد).
    4. بعد التعرض ، ضع قنيتين 8.5 Fr واثنين من PACs باستخدام تقنية Seldinger14.
      ملاحظة: تم تخصيص قسطرة الوريد الوداجي الأيمن و PAC لإدارة الحجم ومراقبة الدورة الدموية. تستخدم قسطرة الوريد الوداجي الأيسر و PAC المقابل لإدارة حمض الأوليك. يتم تأكيد وضع PAC المزدوج باستخدام التنظير الفلوري.
    5. باستخدام تقنية Seldinger ، ضع خطا شريانيا في CA الأيمن لمراقبة ضغط الدم الغازي طوال التجربة.
    6. إرفاق جميع معدات المراقبة المطلوبة. راقب معدل نبضات القلب (HR) باستخدام خيوط القياس عن بعد. راقب ضغط الدم الانقباضي (SBP) وضغط الدم الانبساطي (DBP) ومتوسط الضغط الشرياني (MAP) عن طريق توصيل محول ضغط بقسطرة CA. راقب متوسط ضغط الشريان الرئوي (MPAP) والضغط الوريدي المركزي (CVP) باستخدام إعداد نظام محول / مكبر صوت ضغط مستقل.
      ملاحظة: احسب ضغط النبض كفرق بين SBP و DBP ، وتقلب ضغط النبض (PPV) عن طريق حساب الفرق بين ضغط النبض الذروة عند الإلهام وانتهاء الصلاحية أثناء الدورة التنفسية. قم بإجراء الإخراج القلبي للتخفيف الحراري (CO) باستخدام معايرة درجة حرارة / حجم الحجم الخاصة بالجهاز. للحصول على ضغط إسفين شعري رئوي (PCWP) ، قم بنفخ بالون PAC ب 1.5 مل من الهواء ، وقم بدفع القسطرة حتى تصور كل من الموجات "v" و "a" ، والتي تمثل تدفق الدم المقيد من اليمين إلى اليسار ، وسجل PCWP كقيمة ضغط للموجة "a" عند انتهاء الصلاحية16.
    7. لمراقبة إخراج البول ، ضع قسطرة فولي (انظر جدول المواد) في مجرى البول للخنزير. بالنسبة للخنازير الذكور ، يلزم إجراء قسطرة جراحية فوق العانة17.
    8. تطبيق البلورات (PlasmaLyte، انظر جدول المواد) بمعدل 100 مل خلال 10 دقائق لتحقيق PCWP من 8-12 مم زئبق (يوفوليميا) قبل بدء حمض الأوليك. تحقق من PCWP كل 100 مل حتى يتم تحقيق 10 مم زئبق.

2. ضخ حمض الأوليك

  1. إعداد حمض الأوليك
    1. تحضير محلول حمض الأوليك (16 ٪) عن طريق الجمع بين 16 مل من حمض الأوليك مع 84 مل من المياه المالحة العادية.
      ملاحظة: تعامل مع حمض الأوليك بعناية ، مع التأكد من ارتداء الأفراد للقفازات الواقية ونظارات السلامة والأقنعة لمنع ملامسة الجلد المباشرة أو استنشاقه أو التعرض للعين. التحريض المتكرر ضروري لمنع الانفصال ، ويمكن إضافة ثنائي ميثيل سلفوكسيد في حالة حدوث الانفصال.
    2. قم بتجهيز محلول حمض الأوليك في خط سائل وريدي وقم بتوصيله بالمنفذ البعيد لقسطرة الشريان الرئوي الوداجي الأيسر (انظر جدول المواد).
  2. بدء حمض الأوليك
    1. ابدأ ضخ حمض الأوليك بمعدل 0.2 مل / كجم / ساعة ، مما يمثل وقت البدء الرسمي18،19،20 (الشكل 1).
      ملاحظة: تأكد من مراقبة الدورة الدموية ووضع القسطرة قبل بدء ضخ حمض الأوليك. يمكن أن تضمن تقنيات مثل التنظير الفلوري أو تخطيط صدى القلب عبر الصدر الموضع المناسب21،22.
    2. مباشرة بعد بدء تشغيل حمض الأوليك ، اضبط إعدادات جهاز التنفس الصناعي لتقليد ظروف هواء الغرفة (FiO2 = 21٪ ، PEEP = 0 سم H2O).
  3. مراقبة الدورة الدموية والجهاز التنفسي أثناء ضخ حمض الأوليك
    1. راقب باستمرار معدل ضربات القلب (HR) ، وجزء من الهيموجلوبين المشبع بالأكسجين (SpO2) ، ومعدل التنفس (RR) ، وثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزر (ETCO2) ، والضغط الوريدي المركزي (CVP) ، وضغط الدم الانقباضي (SBP) ، وضغط الدم الانبساطي (DBP) ، ومتوسط الضغط الشرياني (MAP) ، وتقلب ضغط النبض (PPV) ، ومتوسط ضغط الشريان الرئوي (MPAP).
      1. قم بقياس ضغط الأكسجين الشرياني الجزئي (PaO2) ، ودرجة الحموضة ، واللاكتات ، وفائض القاعدة ، والنتاج القلبي (CO) ، وضغط إسفين الشعيرات الدموية الرئوية (PCWP) كل 30 دقيقة خلال أول 60-90 دقيقة ثم كل 15 دقيقة بعد ذلك حتى التضحية (الشكل 1). سجل ذروة ضغط مجرى الهواء وضغط الهضبة في نفس الوقت يتم قياس PaO2 .
        ملاحظة: قيم البدء النموذجية للمتغيرات التي تتم مراقبتها باستمرار هي 95٪ -100٪ ، 15-20 نفسا في الدقيقة ، 25-35 مم زئبق ، 70-80 مم زئبق ، 40-50 مم زئبق ، 55-65 مم زئبق ، 1٪ -4٪ ، و 10-20 مم زئبق ، على التوالي. قيم البدء للمتغيرات المتقطعة هي 10 مم زئبق ، 7.4 ، 0-2 مجم / ديسيلتر ، -2 +2 ملي مكافئ / لتر ، >5 لتر / دقيقة ، و 8-10 مم زئبق ، على التوالي.
    2. ضع في اعتبارك أن التجربة قد اكتملت بمجرد أن يكون PaO2 / جزءمن O 2 المستوحى (P / F) أقل من <10023.
      ملاحظة: في هذه المرحلة ، يمكن القتل الرحيم للحيوان (انظر أدناه) ، ويمكن الحصول على عينات من أمراض الرئة ، إذا لزم الأمر (الشكل 2).

3. تحليل الموجي الوريدي وإجراءات إدارة جهاز التنفس الصناعي

  1. تحليل شكل الموجة الوريدية غير الغازية التنفسية
    - مؤشر الجهاز التنفسي (RIVA-RI)
    ملاحظة: يستخدم فريق البحث لدينا هذا النموذج للتحقيق في التغيرات في أشكال الموجات الوريدية أثناء الضائقة التنفسية. يتم التقاط الأشكال الموجية الوريدية المحيطية بشكل غير جراحي في الجزء العلوي من ذراع الخنزير باستخدام مستشعر كهرضغطية (انظر جدول المواد). معالجة الإشارات وتضخيمها مطلوبة لتحليل هذه الأشكال الموجية منخفضة السعة. ثم يتم تطبيق تحويل فورييه لتقديم البيانات في مجال التردد ، والكشف عن شكل موجي منخفض السعة عند حوالي 0.2 هرتز (يسمى "fR0") يتوافق مع التنفس. تشير هذه الفرضية إلى أن هذه الموجة ناتجة عن الانتشار الرجعي للضغط السلبي داخل الصدر أثناء الإلهام من الأذين الأيمن / الوريد الأجوف في جميع أنحاء الجهاز الوريدي. يمكن تطبيع المساهمات المرجحة لسعة الإشارة التنفسية (fR0) نسبيا لمقارنة البيانات على مقياس مشترك وتحسين الأداء ، وسعة تردد معدل النبض (f0) لإنتاج RIVA-RI7.
    1. ضع القطب الانضغاطي على الضفيرة الوريدية للطرف العلوي الأمامي بالقرب من الكوع مباشرة.
      ملاحظة: تأكد من قدرات التسجيل والتحميل باستخدام جهاز القطب الانضغاطي. يمكن العثور على أمثلة لنماذج التسجيل السابقة في الأدبيات المرجعية7،24،25،26،27.
    2. ابدأ في تسجيل الأشكال الموجية الوريدية باستخدام برنامج LabChart (انظر جدول المواد) كلما كانت الأشكال الموجية الوريدية مطلوبة أثناء التجربة.
  2. القتل الرحيم
    1. تأكيد الحفاظ على الأيزوفلوران بنسبة 1 ٪.
    2. يجب إحداث سكتة قلبية عن طريق الحقن الوريدي لبنتوباربيتال الصوديوم (125 ملغ/كغ) (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
    3. تأكد من نقص العناصر الحيوية بعد الحقن للتحقق من الوفاة.

النتائج

تظهر البيانات التجريبية المبكرة للخنزير الواحد زيادة في RIVA-RI قبل التغييرات في تدابير مراقبة الجهاز التنفسي الأخرى (RR و SpO2) ، بما يتماشى مع التغييرات في PaO2 (الشكل 3). الانخفاض في PaO2 هو النتيجة "الإيجابية" التي يعتزم هذا النموذج تحقيقها. تظه?...

Discussion

العنصر الرئيسي في هذا البروتوكول هو مراقبة حالة الدورة الدموية للخنزير عن كثب أثناء إعطاء حمض الأوليك للحث على الضائقة التنفسية15. من الأهمية بمكان أن يأخذ الباحثون الوقت اللازم لوضع أجهزة مراقبة الدورة الدموية بشكل مناسب. عيب واحد محدد لهذا النموذج هو عدم ?...

Disclosures

تم تقديم براءة اختراع مؤقتة للملكية الفكرية المرتبطة بتحليل الموجي الوريدي التنفسي غير الغازي من قبل المؤلفين (BA و CB و KH).

Acknowledgements

يود المؤلفون أن يشكروا الدكتور خوسيه أ. دياز وجيمي أدكوك وماري سوزان فولتز ومختبر SR Light في المركز الطبي بجامعة فاندربيلت على مساعدتهم ودعمهم. تم دعم هذا العمل بمنحة من المعهد الوطني للقلب والرئة والدم التابع للمعاهد الوطنية للصحة (BA; R01HL148244). المحتوى هو مسؤولية المؤلفين وحدهم ولا يمثل بالضرورة الآراء الرسمية للمعاهد الوطنية للصحة.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1% IsofluranePrimal, Boston, MA, USA26675-46-7https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl
cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3T
GIpTLPf52351vrhgp44foEcRozPqt
YaAtvfEALw_wcB
Arterial CatheterMerit Medical, South Jordan, UT, USAMAK401MAK Mini Access Kit 4F
Blood Pressure AmpAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAFE117https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous CatheterArrow International, Cleveland, OH, USAAK-098008.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Disposable Pressure TransducersAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAMLT0670https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Edwards Lifesciences Triple Stage Venous CannulasEdwards Life Sciences, Irvine, CATF293702https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&gad=1&
gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD3ARIsAIe
-buNdmkzavUBaIx-1be7boWn2kW
hbUR6QCjaobB08uuK9qJW66JvY
TM4aAufGEALw_wcB
Kelly ScissorsMPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728104-5516https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
Kendall 930 FoamElectrodesCovidien, Mansfield, MA, USA22935https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
Ketamine Hydrochloride 100 mg/mL, Injectable Solution, 10 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-8462https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078948462?omni=ketamine
LabChart 8 softwareAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAN/Ahttps://www.adinstruments.com/products/labchart
Lahey RetractorBOSS Instruments LTD, Gordonsville, VA 2294218-1210https://bossinstruments.com/product/7-3-4-lahey-thyroid-retractor-6mmx28mm/
Oleic AcidSigma-Aldrich, Merck, Darmstadt, GermanyO1008https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sial/o1008?gclid=CjwKCAjwzJmlBhBBEiwAEJy
Lu2047wRpXqF_Z2BegUyhgZJ
_WygsWfErhgrGCIyMp8PxwNH
sTZ8qARoCl1QQAvD_BwE&gcl
src=aw.ds
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 G 1.16 inchMcKesson, Irving, TX, USA329830https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PiezoelectrodeMuRata Manuractoring Co, Ltd., Nagaokakyo, Kyoto, Japan7BB-12-9https://www.murata.com/en-us/products/productdetail?partno=7BB-12-9
PlasmaLyteBaxter International, Deerfield, IL, USA2B2544Xhttps://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
Pulmonary Artery CatheterEdwards Life Sciences, Irvine, CA131F7Swan Ganz 7F x 110cm 
Standard Endotracheal TubesTeleflex, Morrisville, NC 275605-10313https://www.teleflex.com/usa/en/product-areas/anesthesia/airway-management/endotracheal-tubes/standard-tubes/index.html
SurgiVet Clearview Foley Catheter, 8 Fr, 55 cm SiliconePenn Veterinary Supply, Inc, West Rendering, PN 13971SVCFC1030https://www.pennvet.com/customer/portal/catalog/home?urile=wcm:path%3APennVet+Catalog/Super+Sku+Catalog/SS0672/Surgivet+Clearview+Silicone+Foley+Catheters
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-801-4969https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Welch Allyn E-MacIntosh Standard Laryngoscope BladeMFIMedical, San Diego, CA 92131WLA-69242https://mfimedical.com/products/welch-allyn-e-macintosh-standard-laryngoscope-blade?variant=12965771870285&currency
=USD&utm_medium=product_sync
&utm_source=google&utm_content
=sag_organic&utm_campaign=sag
_organic&gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD
3ARIsAIe-buMhpgM96qRXkCUKA
6Mhmdat0p93JbecCGTaLStexhV
pkUVa9VkWUzgaAr-iEALw_wcB
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-5244https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire PigsOak Hill Genetics, Ewing, IL, USA138274Female/Male Swine- Yorkshire/Landrace 81-100lbs

References

  1. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. Am J Respir Cell Mol Biol. 51 (3), 334-343 (2014).
  2. Anna Bassols, C. P., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin. Appl. 8, 715-731 (2014).
  3. Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 1689-1701 (2003).
  4. Tobin, M. J. Respiratory monitoring. JAMA. 264 (2), 244-251 (1990).
  5. Magnusdottir, S. O., et al. Hyperoxia affects the lung tissue: A porcine histopathological and metabolite study using five hours of apneic oxygenation. Metabol Open. 4, 100018 (2019).
  6. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).
  7. Alvis, B., et al. Respiratory non-invasive venous waveform analysis for assessment of respiratory distress in coronavirus disease 2019 patients: an observational study. Crit Care Explor. 3 (10), 0539 (2021).
  8. Hultkvist-Bengtsson, U., Martensson, L. Oleic acid-induced injuries in the guinea-pig. Effects of allopurinol on cell dynamics, erythrocyte-catalase and uric acid plasma levels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 18 (3), 127-130 (1991).
  9. Jacobs, B. R., Brilli, R. J., Ballard, E. T., Passerini, D. J., Smith, D. J. Aerosolized soluble nitric oxide donor improves oxygenation and pulmonary hypertension in acute lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 158 (5 Pt 1), 1536-1542 (1998).
  10. Lee, S. M., et al. microRNAs mediate oleic acid-induced acute lung injury in rats using an alternative injury mechanism. Mol Med Rep. 10 (1), 292-300 (2014).
  11. Rissel, R., et al. Bronchoalveolar lavage and oleic acid-injection in pigs as a double-hit model for acute respiratory distress syndrome (ARDS). J Vis Exp. 159, 61358 (2020).
  12. Helen Chum, C. P. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41, 309 (2012).
  13. Alessa, M. A., et al. Porcine as a training module for head and neck microvascular reconstruction. J Vis Exp. 139, 58104 (2018).
  14. Higgs, Z. C., Macafee, D. A., Braithwaite, B. D., Maxwell-Armstrong, C. A. The Seldinger technique: 50 years on. Lancet. 366 (9494), 1407-1409 (2005).
  15. Wise, E. S., et al. Hemodynamic parameters in the assessment of fluid status in a porcine hemorrhage and resuscitation model. Anesthesiology. 134 (4), 607-616 (2021).
  16. Riedinger, M. S., Shellock, F. G., Swan, H. J. Reading pulmonary artery and pulmonary capillary wedge pressure waveforms with respiratory variations. Heart Lung. 10 (4), 675-678 (1981).
  17. Holliman, C. J., Kenfield, K., Nutter, E., Saffle, J. R., Warden, G. D. Technique for acute suprapubic catheterization of urinary bladder in the pig. Am J Vet Res. 43 (6), 1056-1057 (1982).
  18. Borges, A. M., et al. Challenges and perspectives in porcine model of acute lung injury using oleic acid. Pulm Pharmacol Ther. 59, 101837 (2019).
  19. Mutch, W. A., et al. Biologically variable ventilation increases arterial oxygenation over that seen with positive end-expiratory pressure alone in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Crit Care Med. 28 (7), 2457-2464 (2000).
  20. Boker, A., et al. Improved arterial oxygenation with biologically variable or fractal ventilation using low tidal volumes in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 165 (4), 456-462 (2002).
  21. Josan, E., Pastis, N., Shaman, Z. Ultrasound guided pulmonary artery catheter insertion: An alternative to fluoroscopic guidance. Respir Med Case Rep. 38, 101678 (2022).
  22. Weinberg, L., et al. Video fluoroscopy for positioning of pulmonary artery catheters in patients undergoing cardiac surgery. J Cardiothorac Vasc Anesth. 29 (6), 1511-1516 (2015).
  23. NHLBI N. . Clinical network mechanical ventilation protocol summary. , (2023).
  24. Alvis, B., et al. Noninvasive Venous waveform analysis correlates with pulmonary capillary wedge pressure and predicts 30-day admission in patients with heart failure undergoing right heart catheterization. J Card Fail. 28 (12), 1692-1702 (2022).
  25. Alvis, B. D., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for monitoring blood loss in human blood donors and validation in a porcine hemorrhage model. J Clin Anesth. 61, 109664 (2020).
  26. Hocking, K. M., et al. Evaluation of common clinical and hemodynamic parameters to pulmonary capillary wedge pressures in patients undergoing right heart catheterization. Medical Research Archives: European Society of Medicine. 10, (2022).
  27. Sobey, J. H., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for volume assessment during complex cranial vault reconstruction: A proof-of-concept study in children. PLOS One. 15 (7), 0235933 (2020).
  28. Carreau, A., El Hafny-Rahbi, B., Matejuk, A., Grillon, C., Kieda, C. Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia. J Cell Mol Med. 15 (6), 1239-1253 (2011).
  29. Rogers, K. M., McCutcheon, K. Four steps to interpreting arterial blood gases. J Perioper Pract. 25 (3), 46-52 (2015).
  30. Brown, S. M., et al. Nonlinear Imputation of PaO2/FiO2 from SpO2/FiO2 among patients with acute respiratory distress syndrome. Chest. 150 (2), 307-313 (2016).
  31. Sileshi, B., et al. Peripheral venous waveform analysis for detecting early hemorrhage: a pilot study. Intensive Care Med. 41 (6), 1147-1148 (2015).
  32. Eecen, C. M. W., Kooter, A. J. J. Pulse oximetry: principles, limitations and practical applications. Ned Tijdschr Geneeskd. 165, 5891 (2021).
  33. Sinex, J. E. Pulse oximetry: principles and limitations. Am J Emerg Med. 17 (1), 59-67 (1999).
  34. Chan, E. D., Chan, M. M., Chan, M. M. Pulse oximetry: understanding its basic principles facilitates appreciation of its limitations. Respir Med. 107 (6), 789-799 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved