Ein Schweinemodell für akutes Atemversagen mit einer kontinuierlichen Infusion von Ölsäure

Zusammenfassung

Die kontinuierliche Infusion von Ölsäure in die Lungenarterie eines anästhesierten erwachsenen Schweins führt zu akutem Atemversagen und ermöglicht ein kontrolliertes Experimentieren während der akuten respiratorischen Dekompensation.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Modell für akute Atemnot, bei dem eine zentral verabreichte Ölsäureinfusion bei Yorkshire-Schweinen verwendet wird. Vor den Versuchen wurde jedes Schwein einer Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation und einer mechanischen Beatmung unterzogen und mit beidseitigen Kathetern für den zentralen Gefäßzugang der Jugularvene ausgestattet. Ölsäure wurde über einen speziellen Lungenarterienkatheter mit einer Rate von 0,2 ml/kg/h verabreicht. Die Infusion dauerte 60-120 Minuten und führte zu Atemnot. Während des gesamten Experiments wurden verschiedene Parameter wie Herzfrequenz, Atemfrequenz, arterieller Blutdruck, zentralvenöser Druck, pulmonaler Arteriendruck, pulmonaler Kapillarkeildruck, endtidales Kohlendioxid, maximaler Atemwegsdruck und Plateaudruck überwacht. Um die 60-Minuten-Marke herum wurde eine Abnahme des partiellen arteriellen Sauerstoffdrucks (PaO₂) und des Anteils des sauerstoffgesättigten Hämoglobins (SpO₂) beobachtet. Während der Infusion kam es zu einer periodischen hämodynamischen Instabilität, begleitet von einem akuten Anstieg des Lungenarteriendrucks. Die histologische Analyse des Lungenparenchyms nach der Infusion ergab Veränderungen, die auf eine Parenchymschädigung und akute Krankheitsprozesse hindeuten, was die Wirksamkeit des Modells bei der Simulation einer akuten respiratorischen Dekompensation bestätigt.

Einleitung

Die Nutzung von Schweinemodellen in der translationalen Forschung ist von großer Bedeutung für das Verständnis der Humanmedizin¹. Schweinemodelle bieten aufgrund ihrer physiologischen und anatomischen Ähnlichkeiten mit dem Menschen eine wertvolle Plattform für die Untersuchung komplexer Krankheiten und therapeutischer Eingriffe¹. Im Zusammenhang mit akutem Atemversagen bieten Schweinemodelle eine einzigartige Möglichkeit, die pathophysiologischen Mechanismen zu untersuchen, Behandlungsstrategien zu evaluieren und mögliche Interventionen zu beurteilen ^1,2,3. Die Fähigkeit, Schlüsselaspekte der menschlichen Atemphysiologie und der Reaktionen auf verschiedene Stimuli in Schweinemodellen zu replizieren, ermöglicht eine umfassende Bewertung der therapeutischen Modalitäten, bevor zu Versuchen am Menschen übergegangen wird ^1,2,3. Dieses Forschungsparadigma ermöglicht es Forschern, die Lücke zwischen präklinischen Untersuchungen und klinischer Anwendung zu schließen, die Entwicklung neuartiger Therapien zu erleichtern und die Patientenergebnisse zu verbessern¹. Daher ist die Etablierung eines effizienten, effektiven und reproduzierbaren Modells für akute Ateminsuffizienz bei Schweinen ein entscheidendes Instrument, um das Wissen über Atemwegserkrankungen zu erweitern und die Entwicklung wirksamer Interventionen in der Humanmedizin^{zu leiten 1}.

Atemnot, eine kritische Erkrankung, hat in den letzten drei Jahrzehnten begrenzte Fortschritte bei der Diagnose und Behandlung erfahren⁴. Die derzeit verwendeten Bewertungs- und Triage-Metriken, die subjektive Symptome, Befunde der körperlichen Untersuchung, SpO₂ und Atemfrequenz umfassen, weisen häufig Einschränkungen bei der Erkennung akuter Lungenerkrankungen in einem frühen Stadium auf ^5,6,7. Diese Unzulänglichkeit behindert nicht nur eine effiziente Triage und Ressourcenallokation, sondern ermöglicht auch keine effektive, quantitative Überwachung des Krankheitsverlaufs und des Ansprechens auf die Behandlung bei Patienten mit chronischen Lungenerkrankungen. Die sich abzeichnende Landschaft chronischer Atemwegserkrankungen wie Long COVID und die Belastung der Krankenhausressourcen durch akute Atemwegsinsuffizienz unterstreichen die dringende Notwendigkeit, die translationale Forschung auszubauen und Innovationen im Bereich der Behandlung von Atemwegserkrankungen zu fördern.

Die direkte Infusion von Ölsäure in den Blutkreislauf eines Schweins hat sich als robuste Methode zur Induktion von akuter Atemnot erwiesen⁸. Ölsäure, eine einfach ungesättigte Fettsäure, hat gezeigt, dass sie bei der Einführung in den Lungenkreislauf erhebliche Lungenschäden auslösen und die Atemfunktion beeinträchtigen kann⁸. Bei der Infusion provoziert Ölsäure eine Vasokonstriktion, was zu einem erhöhten Druck und Widerstand der Lungenarterien führt, was zu einer Beeinträchtigung des Gasaustauschs und der Sauerstoffversorgung führt⁹. Darüber hinaus fördert Ölsäure die Aktivierung von Entzündungswegen, einschließlich der Freisetzung entzündungsfördernder Mediatoren und der Rekrutierung von Immunzellen, die zur Entwicklung von Lungenschäden und Atemnot beitragen¹⁰. All dies führt zu einer schweren Hypoxämie, einem Anstieg des pulmonalarteriellen Drucks und der Ansammlung von extravaskulärem Lungenwasser¹¹. Die histologische Untersuchung des Lungenparenchyms hat eine Schädigung gezeigt, die von der akuten Atemnot beim Menschen nicht zu unterscheiden^{ist 9}.

In diesem Artikel wird ein Verfahren beschrieben, bei dem Ölsäure direkt in die Lungenarterie verabreicht wird, um akute Atemnot auszulösen und so unbehandelbare, schwere hämodynamische Beeinträchtigungen zu vermeiden. Es wird erwartet, dass die beschriebene Methode ein wertvolles Werkzeug für zukünftige Forscher sein wird, die die zugrundeliegenden pathophysiologischen Mechanismen des akuten Atemversagens erforschen und potenzielle therapeutische Interventionen und Innovationen bewerten.

Protokoll

Das Protokoll wurde vom Vanderbilt University Institutional Animal Care and Use Committee (Protokoll M1800176-00) genehmigt und hielt sich strikt an die Richtlinien des National Institute of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren. In diesem Versuch wurden männliche und weibliche Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht von etwa 40-45 kg verwendet. Die Tiere wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen (siehe Materialtabelle). Die derzeitige Praxis beinhaltet kein Screening auf Vorerkrankungen bei den erworbenen Schweinen. Es wird zwar anerkannt, dass diese Praxis die beabsichtigten Ergebnisse beeinträchtigen oder verschleiern könnte, aber sie wird nach Angaben des Anbieters als unwahrscheinlich angesehen, und diese Einschränkung wird akzeptiert.

1. Vorbereitung der Tiere

1. Anästhesie und Beatmung
   1. Betäuben Sie das Schwein mit einer intramuskulären Injektion von Ketamin (2,2 mg/kg) / Xylazin (2,2 mg/kg) / Telazol (4,4 mg/kg) und positionieren Sie das Tier in Rückenlage (liegend) auf dem Operationstisch.
   2. Halten Sie die Vollnarkose aufrecht, indem Sie eine Inhalationsanästhesie, 1% Isofluran, einleiten.
   3. Legen Sie die Stimmbänder mit einem Laryngoskop durch den Mund frei und intubieren^{Sie 12} mit einem 6,5 mm Endotrachealtubus (siehe Materialtabelle). Blasen Sie die Schlauchmanschette mit 3-5 ml Luft mit einer Spritze auf, an der keine Nadel befestigt ist.
      HINWEIS: Führen Sie sofort eine Kohlendioxid (_{CO 2})-Kapnographie nach der Trachealkanülierung durch, um die korrekte Platzierung des Schlauchs sicherzustellen, und messen Sie CO₂ mit Beatmung, die auf eine angemessene Belüftung hinweist.
   4. Verwenden Sie einen intravenösen (IV) Katheter von 18 G bis 24 G, der in die zentrale oder marginale Ohrvene auf der hinteren Seite der Ohrmuschel eingeführt wird, um dem Schwein intraoperative (je nach Bedarf) und Euthanasiemedikamente zu verabreichen.  Befestigen Sie den Infusionskatheter mit einem 1-Zoll-Klebeband.
   5. Stellen Sie die mechanische Beatmung auf volumengesteuerte Beatmungseinstellungen mit einem Atemzugvolumen von 8 ml/kg ein.
      HINWEIS: Die Anästhesieüberwachung wird während des gesamten Experiments durchgeführt. Die Vitalfunktionen, die Reaktion auf Reize, das Vorhandensein/Fehlen von Bewegungen, die Laxheit des Kiefertonus, Veränderungen der Herzfrequenz, des endtidalen CO₂ und der Variation der Atemfrequenz werden von einem unabhängigen Tierlabortechniker überwacht. Auf der Grundlage dieser Bewertungen werden Anpassungen der Dosis des inhalativen Anästhetikums vorgenommen. Die analgetische Verabreichung von Buprenorphin über einen Bolus wird durchgeführt. Passen Sie die Atemfrequenz am Beatmungsgerät an, um während des gesamten Experiments einen endtidalen CO₂ -Wert von 35-40 mmHg aufrechtzuerhalten.
2. Kanülierung und Überwachung
   1. Desinfizieren Sie den gesamten vorderen Hals mit einer 2%igen Chlorhexidin-Peelinglösung, gefolgt von einem Sprühstoß mit 5% Providon-Jod-Lösung.
   2. Sowohl die rechte als auch die linke Vena jugularis interna und externa (IJ und EJ) sowie die Halsschlagadern (CA) werden mit einem vertikalen Schnitt, ca. 7-8 cm, unmittelbar lateral der Luftröhre auf beiden Seiten mit einer Klinge Nr. 23 bis zum Brustbein¹³ chirurgisch freigelegt.
      HINWEIS: Für den Gefäßzugang wird aufgrund der Herausforderungen einer perkutanen, ultraschallgesteuerten Seldinger-Technik¹⁴ bei Schweinen ein chirurgischer Cut-Down-Ansatz gewählt. Die harte Haut und die Gefäßgröße machen einen Cut-Down-Ansatz praktikabler. Zervikale Gefäße werden für bilaterale Pulmonalarterienkatheter (PAC) bevorzugt, obwohl ein femoraler Zugang eine Option ist. Die Wahl, welche Vena jugularis (IJ oder EJ) ist, liegt im Ermessen der Verfahrensliste. Derjenige, der den größeren Durchmesser hat, kann kanüliert und für die Herzkatheteruntersuchung verwendet werden.
   3. Die Gurtmuskulatur und der Gurt werden nach Bedarf mit einer Kelly-Gewebeschere und einem Lahey-Retraktor¹³ präpariert (siehe Materialtabelle).
   4. Nach der Exposition werden zwei 8,5 Fr-Kanülen und zwei PACs mit der Seldinger-Technik¹⁴ platziert.
      HINWEIS: Der Katheter und der PAC der rechten Jugularvene sind für die Volumenverabreichung und die hämodynamische Überwachung bestimmt. Für die Verabreichung von Ölsäure werden ein Katheter der linken Jugularvene und ein entsprechender PAC verwendet. Die Dual-PAC-Platzierung wird durch Fluoroskopie bestätigt.
   5. Platzieren Sie mit der Seldinger-Technik einen arteriellen Zugang in der richtigen CA für die invasive Blutdrucküberwachung während des gesamten Experiments.
   6. Bringen Sie alle gewünschten Überwachungsgeräte an. Überwachen Sie die Herzfrequenz (HF) mit Telemetrieleitungen. Überwachen Sie den systolischen Blutdruck (SBP), den diastolischen Blutdruck (DBP) und den mittleren arteriellen Druck (MAP), indem Sie einen Druckwandler an den CA-Katheter anschließen. Überwachen Sie den mittleren Lungenarteriendruck (MPAP) und den zentralvenösen Druck (CVP) mit einem unabhängigen Druckwandler/Verstärker-System.
      HINWEIS: Berechnen Sie den Impulsdruck als Differenz zwischen SBP und DBP und die Impulsdruckvariabilität (PPV), indem Sie die Differenz zwischen dem Spitzenimpulsdruck bei der Einatmung und der Exspiration während des Atemzyklus berechnen. Führen Sie das Thermodilutions-Herzzeitvolumen (CO) mit der gerätespezifischen Volumentemperatur-/Volumenkalibrierung durch. Um einen pulmonalen Kapillarkeildruck (PCWP) zu erhalten, blasen Sie den PAC-Ballon mit 1,5 ml Luft auf, schieben Sie den Katheter vor, bis sowohl "v"- als auch "a"-Wellen sichtbar werden, die einen eingeschränkten Blutfluss von rechts nach links darstellen, und zeichnen Sie den PCWP als den Druckwert der "a"-Welle am Ende der Exspiration^{auf 16}.
   7. Um die Urinausscheidung zu überwachen, legen Sie einen Foley-Katheter (siehe Materialtabelle) in die Harnröhre des Schweins. Bei männlichen Schweinen ist eine chirurgische suprapubische Katheterisierung erforderlich¹⁷.
   8. Verabreichen Sie Kristalloide (PlasmaLyte, siehe Materialtabelle) mit einer Geschwindigkeit von 100 mL über 10 Minuten, um ein PCWP von 8-12 mmHg (Euvolämie) zu erreichen, bevor Sie mit Ölsäure beginnen. Überprüfen Sie PCWP alle 100 ml, bis 10 mmHg erreicht sind.

2. Ölsäure-Infusion

1. Zubereitung von Ölsäure
   1. Bereiten Sie die Ölsäurelösung (16%) vor, indem Sie 16 ml Ölsäure mit 84 ml normaler Kochsalzlösung kombinieren.
      HINWEIS: Gehen Sie vorsichtig mit Ölsäure um und stellen Sie sicher, dass das Personal Schutzhandschuhe, Schutzbrillen und Masken trägt, um direkten Hautkontakt, Einatmen oder Augenkontakt zu vermeiden. Häufiges Rühren ist notwendig, um eine Trennung zu verhindern, und Dimethylsulfoxid kann hinzugefügt werden, wenn eine Trennung erfolgt.
   2. Entlüften Sie die Ölsäurelösung in einer intravenösen Flüssigkeitsleitung und verbinden Sie sie mit dem distalen Port des Katheters der linken Pulmonulararterie (siehe Materialtabelle).
2. Einleitung der Ölsäure
   1. Beginnen Sie die Ölsäureinfusion mit einer Geschwindigkeit von 0,2 ml/kg/h, wobei die offizielle Startzeit 18,19,20 markiert ist (Abbildung 1).
      HINWEIS: Bestätigen Sie die hämodynamische Überwachung und die Katheterplatzierung, bevor Sie mit der Ölsäureinfusion beginnen. Techniken wie Fluoroskopie oder transthorakale Echokardiographie können eine korrekte Platzierung gewährleisten^21,22.
   2. Stellen Sie unmittelbar nach dem Starten der Ölsäure die Einstellungen des Beatmungsgeräts so ein, dass sie die Raumluftbedingungen nachahmen (FiO₂ = 21 %, PEEP = 0 cm H₂O).
3. Hämodynamische und respiratorische Überwachung während der Ölsäureinfusion
   1. Kontinuierliche Überwachung der Herzfrequenz (HF), des Anteils des sauerstoffgesättigten Hämoglobins (SpO₂), der Atemfrequenz (RR), des endtidalen Kohlendioxids (ETCO₂), des zentralvenösen Drucks (CVP), des systolischen Blutdrucks (SBP), des diastolischen Blutdrucks (DBP), des mittleren arteriellen Drucks (MAP), der Pulsdruckvariabilität (PPV) und des mittleren Lungenarteriendrucks (MPAP).
      1. Messen Sie den partiellen arteriellen Sauerstoffdruck (PaO₂), den pH-Wert, den Laktat-Überschuss, den Basenüberschuss, das Herzzeitvolumen (CO) und den Lungenkapillarkeildruck (PCWP) alle 30 Minuten in den ersten 60-90 Minuten und danach alle 15 Minuten bis zur Tötung (Abbildung 1). Rekord des Spitzendrucks der Atemwege und des Plateaudrucks bei gleichzeitiger Messung von PaO₂ .
         HINWEIS: Typische Startwerte für kontinuierlich überwachte Variablen sind 95 %-100 %, 15-20 Atemzüge pro Minute, 25-35 mmHg, 70-80 mmHg, 40-50 mmHg, 55-65 mmHg, 1 %-4 % bzw. 10-20 mmHg. Die Ausgangswerte für intermittierende Variablen betragen 10 mmHg, 7,4, 0-2 mg/dl, -2 +2 mEq/l, >5 l/min bzw. 8-10 mmHg.
   2. Betrachten Sie das Experiment als abgeschlossen, sobald das arterielle PaO₂/Fraktion des eingeatmeten O₂ (P/F) weniger als <100²³ beträgt.
      HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt kann das Tier eingeschläfert werden (siehe unten), und bei Bedarf können lungenpathologische Proben entnommen werden (Abbildung 2).

3. Venöse Wellenformanalyse und Verfahren zur Behandlung des Beatmungsgeräts

1. Respiratorische nicht-invasive Analyse venöser Wellenformen
   - Respiratorischer Index (RIVA-RI)
   HINWEIS: Unser Forschungsteam verwendet dieses Modell, um Veränderungen der venösen Wellenformen während Atemnot zu untersuchen. Periphere venöse Wellenformen werden nichtinvasiv am Oberarm eines Schweins mit einem piezoelektrischen Sensor erfasst (siehe Materialtabelle). Für die Analyse dieser Wellenformen mit niedriger Amplitude sind Signalverarbeitung und -verstärkung erforderlich. Die Fourier-Transformation wird dann angewendet, um die Daten im Frequenzbereich darzustellen, wobei eine Wellenform mit niedriger Amplitude bei etwa 0,2 Hz (als "_{f R0}" bezeichnet) angezeigt wird, die der Atmung entspricht. Diese Hypothese deutet darauf hin, dass diese Welle aus der retrograden Ausbreitung des negativen intrathorakalen Drucks während der Inspiration aus dem rechten Vorhof/der Hohlvene durch das venöse System resultiert. Die gewichteten Beiträge der Amplituden des Atemsignals (f_R0) können ratiometrisch normiert werden, um Daten auf einer gemeinsamen Skala zu vergleichen und die Leistung zu verbessern, und die Amplitude der Frequenz der Pulsfrequenz (f₀), um einen RIVA-RI⁷ zu erzeugen.
   1. Platzieren Sie die Piezoelektrode auf dem Venenplexus der vorderen oberen Extremität unmittelbar proximal des Ellenbogens.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie mit dem Piezoelektrodengerät aufnehmen und hochladen können. Beispiele für frühere Aufnahmeprototypen finden sich in der Literatur 7,24,25,26,27.
   2. Beginnen Sie mit der Aufzeichnung venöser Wellenformen mit der LabChart-Software (siehe Materialtabelle), wann immer venöse Wellenformen während des Experiments gewünscht werden.
2. Euthanasie
   1. Bestätigen Sie die Beibehaltung von Isofluran bei 1%.
   2. Herbeiführung eines Herzstillstands durch intravenöse Injektion von Natrium-Pentobarbital (125 mg/kg) (gemäß institutionell anerkannten Protokollen).
   3. Bestätigen Sie den Mangel an Vitalwerten nach der Injektion, um den Tod zu bestätigen.

Ergebnisse

Frühe Pilotdaten bei Einzelschweinen zeigen einen Anstieg der RIVA-RI vor Änderungen anderer Atemwegsüberwachungsmaßnahmen (RR und SpO₂), die mit den Veränderungen der PaO₂ übereinstimmen (Abbildung 3). Der Rückgang von PaO₂ ist das "positive" Ergebnis, das dieses Modell erreichen will. Vorläufige Daten zeigen auch, dass RIVA-RI mit fortschreitender Erkrankung ab der 30-Minuten-Marke zunimmt und der PaO₂ ab...

Diskussion

Das Schlüsselelement dieses Protokolls besteht darin, den hämodynamischen Zustand des Schweins während der Verabreichung von Ölsäure zur Induktion von Atemnot¹⁵ genau zu überwachen. Für Forscher ist es von größter Bedeutung, sich die notwendige Zeit zu nehmen, um die hämodynamischen Überwachungsgeräte angemessen zu positionieren. Ein spezifischer Nachteil dieses Modells ist die potentielle hämodynamische Instabilität, die als Folge einer Entzündung ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
1% Isoflurane	Primal, Boston, MA, USA	26675-46-7	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3T GIpTLPf52351vrhgp44foEcRozPqt YaAtvfEALw_wcB
Arterial Catheter	Merit Medical, South Jordan, UT, USA	MAK401	MAK Mini Access Kit 4F
Blood Pressure Amp	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	FE117	https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous Catheter	Arrow International, Cleveland, OH, USA	AK-09800	8.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Disposable Pressure Transducers	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	MLT0670	https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Edwards Lifesciences Triple Stage Venous Cannulas	Edwards Life Sciences, Irvine, CA	TF293702	https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&gad=1& gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD3ARIsAIe -buNdmkzavUBaIx-1be7boWn2kW hbUR6QCjaobB08uuK9qJW66JvY TM4aAufGEALw_wcB
Kelly Scissors	MPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728	104-5516	https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
Kendall 930 FoamElectrodes	Covidien, Mansfield, MA, USA	22935	https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
Ketamine Hydrochloride 100 mg/mL, Injectable Solution, 10 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-894-8462	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078948462?omni=ketamine
LabChart 8 software	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/labchart
Lahey Retractor	BOSS Instruments LTD, Gordonsville, VA 22942	18-1210	https://bossinstruments.com/product/7-3-4-lahey-thyroid-retractor-6mmx28mm/
Oleic Acid	Sigma-Aldrich, Merck, Darmstadt, Germany	O1008	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sial/o1008?gclid=CjwKCAjwzJmlBhBBEiwAEJy Lu2047wRpXqF_Z2BegUyhgZJ _WygsWfErhgrGCIyMp8PxwNH sTZ8qARoCl1QQAvD_BwE&gcl src=aw.ds
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 G 1.16 inch	McKesson, Irving, TX, USA	329830	https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
Piezoelectrode	MuRata Manuractoring Co, Ltd., Nagaokakyo, Kyoto, Japan	7BB-12-9	https://www.murata.com/en-us/products/productdetail?partno=7BB-12-9
PlasmaLyte	Baxter International, Deerfield, IL, USA	2B2544X	https://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
Pulmonary Artery Catheter	Edwards Life Sciences, Irvine, CA	131F7	Swan Ganz 7F x 110cm
Standard Endotracheal Tubes	Teleflex, Morrisville, NC 27560	5-10313	https://www.teleflex.com/usa/en/product-areas/anesthesia/airway-management/endotracheal-tubes/standard-tubes/index.html
SurgiVet Clearview Foley Catheter, 8 Fr, 55 cm Silicone	Penn Veterinary Supply, Inc, West Rendering, PN 13971	SVCFC1030	https://www.pennvet.com/customer/portal/catalog/home?urile=wcm:path%3APennVet+Catalog/Super+Sku+Catalog/SS0672/Surgivet+Clearview+Silicone+Foley+Catheters
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-801-4969	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Welch Allyn E-MacIntosh Standard Laryngoscope Blade	MFIMedical, San Diego, CA 92131	WLA-69242	https://mfimedical.com/products/welch-allyn-e-macintosh-standard-laryngoscope-blade?variant=12965771870285&currency =USD&utm_medium=product_sync &utm_source=google&utm_content =sag_organic&utm_campaign=sag _organic&gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD 3ARIsAIe-buMhpgM96qRXkCUKA 6Mhmdat0p93JbecCGTaLStexhV pkUVa9VkWUzgaAr-iEALw_wcB
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-894-5244	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire Pigs	Oak Hill Genetics, Ewing, IL, USA	138274	Female/Male Swine- Yorkshire/Landrace 81-100lbs