АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Непрерывное вливание олеиновой кислоты в легочную артерию взрослой свиньи, находящейся под наркозом, вызывает острую дыхательную недостаточность, что позволяет проводить контролируемые эксперименты во время острой дыхательной декомпенсации.

Аннотация

В этом протоколе описана модель острого респираторного дистресса с использованием централизованно вводимой инфузии олеиновой кислоты у йоркширских свиней. Перед экспериментом каждой свинье проводили общую анестезию, эндотрахеальную интубацию и искусственную вентиляцию легких, а также устанавливали катетеры для двустороннего доступа к центральным сосудам яремной вены. Олеиновую кислоту вводили через специальный катетер легочной артерии со скоростью 0,2 мл/кг/ч. Инфузия длилась 60-120 минут, вызывая дыхательный дистресс. На протяжении всего эксперимента контролировались различные параметры, включая частоту сердечных сокращений, частоту дыхания, артериальное давление, центральное венозное давление, давление в легочной артерии, давление в легочных капиллярах, углекислый газ в конце выдоха, пиковое давление в дыхательных путях и давление плато. Примерно через 60 минут наблюдалось снижение частичного артериального давления кислорода (PaO2) и фракции насыщенного кислородом гемоглобина (SpO2). Периодическая гемодинамическая нестабильность, сопровождающаяся резким повышением давления в легочной артерии, возникала во время инфузии. Постинфузионный анализ паренхимы легкого выявил изменения, свидетельствующие о поражении паренхимы и острых патологических процессах, подтвердив эффективность модели в моделировании острой респираторной декомпенсации.

Введение

Использование моделей свиней в трансляционных исследованиях имеет большое значение для углубления нашегопонимания медицины человека. Модели свиней, благодаря их физиологическому и анатомическому сходству с людьми, представляют собой ценную платформу для изучения сложных заболеваний итерапевтических вмешательств. В контексте острой дыхательной недостаточности модели свиней предоставляют уникальную возможность исследовать патофизиологические механизмы, оценить стратегии лечения и оценить потенциальные вмешательства 1,2,3. Способность воспроизводить ключевые аспекты физиологии дыхания человека и реакции на различные стимулы на моделях свиней позволяет всесторонне оценить терапевтические модальности, прежде чем переходить к испытаниям на людях 1,2,3. Эта исследовательская парадигма позволяет исследователям преодолеть разрыв между доклиническими исследованиями и клиническим применением, способствуя разработке новых методов лечения и улучшению результатов лечения пациентов1. Таким образом, создание эффективной, действенной и воспроизводимой модели острой дыхательной недостаточности у свиней служит важнейшим инструментом в углублении знаний о респираторных заболеваниях и руководстве разработкой эффективных вмешательств в медицине человека.

За последние три десятилетия респираторный дистресс, являющийся критическим заболеванием, претерпел ограниченные успехи в диагностике и лечении респираторного дистресса4. Используемые в настоящее время метрики оценки и сортировки, которые включают субъективные симптомы, результаты физикального осмотра,SpO2 и частоту дыхания, часто демонстрируют ограничения в выявлении острых легочных состояний на ранней стадии 5,6,7. Эта недостаточность не только препятствует эффективной сортировке и распределению ресурсов, но и не обеспечивает эффективный количественный мониторинг прогрессирования заболевания и ответа на лечение у пациентов с хроническими легочными заболеваниями. Складывающаяся ситуация с хроническими респираторными заболеваниями, такими как постковидный синдром, наряду с бременем острой респираторной недостаточности для больничных ресурсов, подчеркивает настоятельную необходимость расширения трансляционных исследований и содействия инновациям в области лечения респираторных заболеваний.

Прямое вливание олеиновой кислоты в кровоток свиньи было признано надежным методом индуцирования острого респираторного дистресса8. Олеиновая кислота, мононенасыщенная жирная кислота, продемонстрировала способность вызывать значительное повреждение легких и нарушать дыхательную функцию при введении в легочный круг кровообращения8. При инфузии олеиновая кислота провоцирует сужение сосудов, что приводит к повышению давления и сопротивления легочной артерии, что приводит к нарушению газообмена и оксигенации9. Кроме того, олеиновая кислота способствует активации воспалительных путей, включая высвобождение провоспалительных медиаторов и рекрутирование иммунных клеток, которые способствуют развитию повреждения легких и респираторного дистресса10. Все это приводит к выраженной гипоксемии, повышению давления в легочных артериях и накоплению внесосудистой воды в легких11. Гистологическая оценка паренхимы легких показала повреждение, неотличимое от острого респираторного дистресса человека9.

В этой статье подробно описан метод, включающий прямое введение олеиновой кислоты в легочную артерию для индуцирования острого респираторного дистресса, избегая неизлечимого, тяжелого нарушения гемодинамики. Ожидается, что описанный метод станет ценным инструментом для будущих исследователей, изучающих основные патофизиологические механизмы острой дыхательной недостаточности и оценивающих потенциальные терапевтические вмешательства и инновации.

протокол

Протокол получил одобрение Институционального комитета по уходу за животными и их использованию Университета Вандербильта (протокол M1800176-00) и строго соответствовал рекомендациям Национального института здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных. В эксперименте использовались самцы и самки йоркширских свиней весом около 40-45 кг. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов). В настоящее время практика не включает в себя скрининг на наличие каких-либо ранее существовавших заболеваний у приобретенных свиней. Несмотря на то, что признается, что такая практика потенциально может помешать достижению желаемых результатов или замаскировать их, поставщик считает это маловероятным, и это ограничение принимается.

1. Подготовка животных

  1. Анестезия и вентиляция легких
    1. Обезболить свинью внутримышечным введением кетамина (2,2 мг/кг) / ксилазина (2,2 мг/кг) / телазола (4,4 мг/кг) и расположить животное в лежачей (лежачей) позе на операционном столе.
    2. Поддерживайте общую анестезию, начав ингаляционный анестетик, 1% изофлуран.
    3. Обнажите голосовые связки через рот с помощью ларингоскопа и интубируйте12 с помощью эндотрахеальной трубки диаметром 6,5 мм (см. Таблицу материалов). Надуйте манжету трубки 3-5 мл воздуха с помощью шприца без прилагаемой иглы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Немедленно проведите капнографию углекислого газа (CO2) после канюляции трахеи, чтобы обеспечить правильное размещение трубки, и измерьте CO2 с помощью вентиляции, указывающей на соответствующую вентиляцию.
    4. Используйте внутривенный катетер от 18 G до 24 G, установленный в центральную или краевую ушную вену на задней стороне ушной раковины, для введения интраоперационных (по мере необходимости) и эвтаназии свиньи.  Закрепите внутривенный катетер 1-дюймовой клейкой лентой.
    5. Установите механическую вентиляцию на регулируемые по объему параметры вентиляции с приливным объемом 8 мл/кг.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мониторинг анестезии проводится на протяжении всего эксперимента. Жизненно важные показатели, реакция на раздражители, наличие/отсутствие движения, дряблость тона челюсти, изменения частоты сердечных сокращений, концентрацияCO2 в конце выдоха и изменение частоты дыхания контролируются независимым лаборантом на животных. На основании этих оценок вносятся коррективы в дозу ингаляционного анестетика. Проводится обезболивающее введение бупренорфина болюсным путем . Отрегулируйте частоту дыхания на аппарате искусственной вентиляции легких, чтобы поддерживать уровеньCO2 в конце прилива на уровне 35-40 мм рт.ст. на протяжении всего эксперимента.
  2. Канюляция и мониторинг
    1. Продезинфицируйте всю переднюю часть шеи 2% раствором скраба хлоргексидина с последующим распылением 5% раствора провидон-йода.
    2. Хирургическим путем обнажают правую и левую внутреннюю и наружную яремные вены (IJ и EJ) и сонные артерии (СА) с вертикальным разрезом, примерно на 7-8 см, непосредственно латерально к трахее с обеих сторон с помощью лезвия No 23 к грудине13.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургический подход к разрезу выбирается для сосудистого доступа из-за сложностей чрескожного метода Сельдингера14 под контролем ультразвука у свиней. Жесткая кожа и размер сосудов делают более целесообразным подход к сокращению. Шейные сосуды предпочтительны для двусторонних катетеров легочной артерии (PAC), хотя бедренный доступ является вариантом. Выбор яремной вены (IJ или EJ) остается на усмотрение специалиста по проведению процедуры. Тот, который имеет больший диаметр, может быть канюлирован и использован для катетеризации сердца.
    3. При необходимости рассеките мышцы ремня и тракт с помощью тканевых ножниц Келли и ретракторов Лахи13 (см. Таблицу материалов).
    4. После воздействия поместите две канюли 8,5 Fr и две PAC по методике Сельдингера14.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Катетер правой яремной вены и PAC предназначены для объемного введения и мониторинга гемодинамики. Для введения олеиновой кислоты используется катетер левой яремной вены и соответствующий ПАЦ. Установка dual-PAC подтверждается с помощью рентгеноскопии.
    5. Используя технику Сельдингера, поместите артериальную линию в правый КА для инвазивного мониторинга артериального давления на протяжении всего эксперимента.
    6. Прикрепите все необходимое оборудование для мониторинга. Контролируйте частоту сердечных сокращений (ЧСС) с помощью проводов телеметрии. Контролируйте систолическое артериальное давление (САД), диастолическое артериальное давление (ДАД) и среднее артериальное давление (МГС), подключив датчик давления к катетеру КА. Контролируйте среднее давление в легочной артерии (MPAP) и центральное венозное давление (CVP) с помощью независимой системы датчиков/усилителей давления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рассчитайте пульсовое давление как разницу между САД и ДАД, а также вариабельность пульсового давления (PPV), рассчитав разницу между пиковым пульсовым давлением на вдохе и выдохом во время дыхательного цикла. Выполнение термодилюции сердечного выброса (CO) с помощью калибровки объемной температуры/объема для конкретного устройства. Чтобы получить давление в легочный капиллярный клин (PCWP), надуйте баллон PAC 1,5 мл воздуха, продвигайте катетер до визуализации волн «v» и «a», представляющих ограниченный кровоток справа налево, и запишите PCWP как значение давления волны «a» в концесрока 16.
    7. Чтобы контролировать диурез, поместите катетер Фолея (см. Таблицу материалов) в мочеиспускательный канал свиньи. Для самцов свиней требуется хирургическая надлобковая катетеризация17.
    8. Вводите кристаллоиды (PlasmaLyte, см. Таблицу материалов) со скоростью 100 мл в течение 10 мин для достижения PCWP 8-12 мм рт.ст. (эуволемия) перед началом введения олеиновой кислоты. Проверяйте PCWP каждые 100 мл до тех пор, пока не будет достигнуто 10 мм рт.ст.

2. Настой олеиновой кислоты

  1. Препарат олеиновой кислоты
    1. Приготовьте раствор олеиновой кислоты (16%), соединив 16 мл олеиновой кислоты с 84 мл нормального физиологического раствора.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обращайтесь с олеиновой кислотой осторожно, следя за тем, чтобы персонал носил защитные перчатки, защитные очки и маски для предотвращения прямого контакта с кожей, вдыхания или воздействия на глаза. Частое перемешивание необходимо для предотвращения разделения, а в случае разделения можно добавить диметилсульфоксид.
    2. Поместите раствор олеиновой кислоты в капельницу для внутривенного введения жидкости и подсоедините его к дистальному порту катетера левой яремной легочной артерии (см. Таблицу материалов).
  2. Начало приема олеиновой кислоты
    1. Начните инфузию олеиновой кислоты со скоростью 0,2 мл/кг/ч, обозначив официальное время начала 18,19,20 (Рисунок 1).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Подтвердите мониторинг гемодинамики и установку катетера перед началом инфузии олеиновой кислоты. Такие методы, как рентгеноскопия или трансторакальная эхокардиография, могут обеспечить правильное размещение21,22.
    2. Сразу после запуска олеиновой кислоты установите настройки вентилятора так, чтобы они имитировали условия воздуха в помещении (FiO2 = 21%, PEEP = 0 см H2O).
  3. Мониторинг гемодинамики и дыхания во время инфузии олеиновой кислоты
    1. Непрерывно контролируйте частоту сердечных сокращений (ЧСС), фракцию насыщенного кислородом гемоглобина (SpO2), частоту дыхания (RR), углекислый газ в конце выдоха (ETCO2), центральное венозное давление (CVP), систолическое артериальное давление (SBP), диастолическое артериальное давление (DBP), среднее артериальное давление (MAP), вариабельность пульсового давления (PPV) и среднее давление в легочной артерии (MPAP).
      1. Измеряйте частичное артериальное давление кислорода (PaO2), pH, лактат, избыток оснований, сердечный выброс (CO) и давление в легочном капиллярном клине (PCWP) каждые 30 минут в течение первых 60–90 минут, а затем каждые 15 минут до жертвоприношения (Рисунок 1). Рекордное пиковое давление в дыхательных путях и давление плато одновременно измеряется PaO2 .
        ПРИМЕЧАНИЕ: Типичные начальные значения для непрерывно контролируемых переменных составляют 95%-100%, 15-20 вдохов в минуту, 25-35 мм рт.ст., 70-80 мм рт.ст., 40-50 мм рт.ст., 55-65 мм рт.ст., 1%-4% и 10-20 мм рт.ст. соответственно. Исходные значения для прерывистых переменных составляют 10 мм рт.ст., 7,4, 0-2 мг/дл, -2 +2 мг-экв/л, >5 л/мин и 8-10 мм рт.ст. соответственно.
    2. Считайте, что эксперимент завершен, как только артериальныйPaO2/фракция вдыхаемого O2 (P/F) станет меньше <10023.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе животное может быть усыплено (см. ниже) и, при необходимости, могут быть получены образцы легочной патологии (Рисунок 2).

3. Анализ формы венозного сигнала и процедура управления аппаратом ИВЛ

  1. Респираторный неинвазивный анализ венозных волн
    - Респираторный индекс (RIVA-RI)
    ПРИМЕЧАНИЕ: Наша исследовательская группа использует эту модель для изучения изменений венозных волн во время респираторного дистресса. Периферические венозные волны неинвазивно захватываются на плече свиньи с помощью пьезоэлектрического датчика (см. Таблицу материалов). Для анализа этих низкоамплитудных сигналов требуется обработка и усиление сигнала. Затем применяется преобразование Фурье для представления данных в частотной области, выявляющее низкоамплитудную форму волны на частоте около 0,2 Гц (обозначенную как "fR0"), соответствующую вдоху. Эта гипотеза предполагает, что эта волна возникает в результате ретроградного распространения отрицательного внутригрудного давления во время вдоха из правого предсердия/полой вены по всей венозной системе. Взвешенные вклады амплитуд дыхательного сигнала (fR0) могут быть нормализованы пропорционально для сравнения данных в общем масштабе и улучшения характеристик, а также к амплитуде частоты пульса (f0) для получения RIVA-RI7.
    1. Поместите пьезоэлектрод на переднее венозное сплетение верхней конечности непосредственно проксимальнее локтя.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обеспечьте возможность записи и загрузки с помощью пьезоэлектродного устройства. Примеры предыдущих прототипов записи можно найти в справочной литературе 7,24,25,26,27.
    2. Начинайте записывать венозные волны с помощью программного обеспечения LabChart (см. Таблицу материалов) всякий раз, когда во время экспериментов требуются венозные волны.
  2. Эвтаназия
    1. Подтвердите поддержание изофлурана на уровне 1%.
    2. Вызвать остановку сердца путем внутривенного введения пентобарбитала натрия (125 мг/кг) (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами).
    3. Подтвердите отсутствие жизненно важных показателей после инъекции, чтобы подтвердить смерть.

Результаты

Пилотные данные для одной свиньи показывают увеличение RIVA-RI до изменения других мер респираторного мониторинга (RR и SpO2), в соответствии с изменениями PaO2 (Рисунок 3). Падение PaO2 является «положительным» результатом, которого намерена д?...

Обсуждение

Ключевым элементом этого протокола является тщательный контроль гемодинамического состояния свиньи во время введения олеиновой кислоты для индуцирования респираторногодистресса15. Для исследователей крайне важно уделить необходимое время для правил?...

Раскрытие информации

Авторами (BA, CB и KH) подан предварительный патент на интеллектуальную собственность, связанную с анализом респираторных неинвазивных венозных волн.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить доктора Хосе А. Диаса, Джейми Эдкока, Мэри Сьюзан Фульц и лабораторию S.R. Light в Медицинском центре Университета Вандербильта за их помощь и поддержку. Эта работа была поддержана грантом Национального института сердца, легких и крови Национальных институтов здравоохранения (BA; R01HL148244). Содержание является исключительной ответственностью авторов и не обязательно отражает официальную точку зрения Национальных институтов здравоохранения.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1% IsofluranePrimal, Boston, MA, USA26675-46-7https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl
cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3T
GIpTLPf52351vrhgp44foEcRozPqt
YaAtvfEALw_wcB
Arterial CatheterMerit Medical, South Jordan, UT, USAMAK401MAK Mini Access Kit 4F
Blood Pressure AmpAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAFE117https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous CatheterArrow International, Cleveland, OH, USAAK-098008.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Disposable Pressure TransducersAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAMLT0670https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Edwards Lifesciences Triple Stage Venous CannulasEdwards Life Sciences, Irvine, CATF293702https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&gad=1&
gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD3ARIsAIe
-buNdmkzavUBaIx-1be7boWn2kW
hbUR6QCjaobB08uuK9qJW66JvY
TM4aAufGEALw_wcB
Kelly ScissorsMPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728104-5516https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
Kendall 930 FoamElectrodesCovidien, Mansfield, MA, USA22935https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
Ketamine Hydrochloride 100 mg/mL, Injectable Solution, 10 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-8462https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078948462?omni=ketamine
LabChart 8 softwareAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAN/Ahttps://www.adinstruments.com/products/labchart
Lahey RetractorBOSS Instruments LTD, Gordonsville, VA 2294218-1210https://bossinstruments.com/product/7-3-4-lahey-thyroid-retractor-6mmx28mm/
Oleic AcidSigma-Aldrich, Merck, Darmstadt, GermanyO1008https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sial/o1008?gclid=CjwKCAjwzJmlBhBBEiwAEJy
Lu2047wRpXqF_Z2BegUyhgZJ
_WygsWfErhgrGCIyMp8PxwNH
sTZ8qARoCl1QQAvD_BwE&gcl
src=aw.ds
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 G 1.16 inchMcKesson, Irving, TX, USA329830https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PiezoelectrodeMuRata Manuractoring Co, Ltd., Nagaokakyo, Kyoto, Japan7BB-12-9https://www.murata.com/en-us/products/productdetail?partno=7BB-12-9
PlasmaLyteBaxter International, Deerfield, IL, USA2B2544Xhttps://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
Pulmonary Artery CatheterEdwards Life Sciences, Irvine, CA131F7Swan Ganz 7F x 110cm 
Standard Endotracheal TubesTeleflex, Morrisville, NC 275605-10313https://www.teleflex.com/usa/en/product-areas/anesthesia/airway-management/endotracheal-tubes/standard-tubes/index.html
SurgiVet Clearview Foley Catheter, 8 Fr, 55 cm SiliconePenn Veterinary Supply, Inc, West Rendering, PN 13971SVCFC1030https://www.pennvet.com/customer/portal/catalog/home?urile=wcm:path%3APennVet+Catalog/Super+Sku+Catalog/SS0672/Surgivet+Clearview+Silicone+Foley+Catheters
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-801-4969https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Welch Allyn E-MacIntosh Standard Laryngoscope BladeMFIMedical, San Diego, CA 92131WLA-69242https://mfimedical.com/products/welch-allyn-e-macintosh-standard-laryngoscope-blade?variant=12965771870285&currency
=USD&utm_medium=product_sync
&utm_source=google&utm_content
=sag_organic&utm_campaign=sag
_organic&gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD
3ARIsAIe-buMhpgM96qRXkCUKA
6Mhmdat0p93JbecCGTaLStexhV
pkUVa9VkWUzgaAr-iEALw_wcB
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-5244https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire PigsOak Hill Genetics, Ewing, IL, USA138274Female/Male Swine- Yorkshire/Landrace 81-100lbs

Ссылки

  1. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. Am J Respir Cell Mol Biol. 51 (3), 334-343 (2014).
  2. Anna Bassols, C. P., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin. Appl. 8, 715-731 (2014).
  3. Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 1689-1701 (2003).
  4. Tobin, M. J. Respiratory monitoring. JAMA. 264 (2), 244-251 (1990).
  5. Magnusdottir, S. O., et al. Hyperoxia affects the lung tissue: A porcine histopathological and metabolite study using five hours of apneic oxygenation. Metabol Open. 4, 100018 (2019).
  6. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).
  7. Alvis, B., et al. Respiratory non-invasive venous waveform analysis for assessment of respiratory distress in coronavirus disease 2019 patients: an observational study. Crit Care Explor. 3 (10), 0539 (2021).
  8. Hultkvist-Bengtsson, U., Martensson, L. Oleic acid-induced injuries in the guinea-pig. Effects of allopurinol on cell dynamics, erythrocyte-catalase and uric acid plasma levels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 18 (3), 127-130 (1991).
  9. Jacobs, B. R., Brilli, R. J., Ballard, E. T., Passerini, D. J., Smith, D. J. Aerosolized soluble nitric oxide donor improves oxygenation and pulmonary hypertension in acute lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 158 (5 Pt 1), 1536-1542 (1998).
  10. Lee, S. M., et al. microRNAs mediate oleic acid-induced acute lung injury in rats using an alternative injury mechanism. Mol Med Rep. 10 (1), 292-300 (2014).
  11. Rissel, R., et al. Bronchoalveolar lavage and oleic acid-injection in pigs as a double-hit model for acute respiratory distress syndrome (ARDS). J Vis Exp. 159, 61358 (2020).
  12. Helen Chum, C. P. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41, 309 (2012).
  13. Alessa, M. A., et al. Porcine as a training module for head and neck microvascular reconstruction. J Vis Exp. 139, 58104 (2018).
  14. Higgs, Z. C., Macafee, D. A., Braithwaite, B. D., Maxwell-Armstrong, C. A. The Seldinger technique: 50 years on. Lancet. 366 (9494), 1407-1409 (2005).
  15. Wise, E. S., et al. Hemodynamic parameters in the assessment of fluid status in a porcine hemorrhage and resuscitation model. Anesthesiology. 134 (4), 607-616 (2021).
  16. Riedinger, M. S., Shellock, F. G., Swan, H. J. Reading pulmonary artery and pulmonary capillary wedge pressure waveforms with respiratory variations. Heart Lung. 10 (4), 675-678 (1981).
  17. Holliman, C. J., Kenfield, K., Nutter, E., Saffle, J. R., Warden, G. D. Technique for acute suprapubic catheterization of urinary bladder in the pig. Am J Vet Res. 43 (6), 1056-1057 (1982).
  18. Borges, A. M., et al. Challenges and perspectives in porcine model of acute lung injury using oleic acid. Pulm Pharmacol Ther. 59, 101837 (2019).
  19. Mutch, W. A., et al. Biologically variable ventilation increases arterial oxygenation over that seen with positive end-expiratory pressure alone in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Crit Care Med. 28 (7), 2457-2464 (2000).
  20. Boker, A., et al. Improved arterial oxygenation with biologically variable or fractal ventilation using low tidal volumes in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 165 (4), 456-462 (2002).
  21. Josan, E., Pastis, N., Shaman, Z. Ultrasound guided pulmonary artery catheter insertion: An alternative to fluoroscopic guidance. Respir Med Case Rep. 38, 101678 (2022).
  22. Weinberg, L., et al. Video fluoroscopy for positioning of pulmonary artery catheters in patients undergoing cardiac surgery. J Cardiothorac Vasc Anesth. 29 (6), 1511-1516 (2015).
  23. NHLBI N. . Clinical network mechanical ventilation protocol summary. , (2023).
  24. Alvis, B., et al. Noninvasive Venous waveform analysis correlates with pulmonary capillary wedge pressure and predicts 30-day admission in patients with heart failure undergoing right heart catheterization. J Card Fail. 28 (12), 1692-1702 (2022).
  25. Alvis, B. D., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for monitoring blood loss in human blood donors and validation in a porcine hemorrhage model. J Clin Anesth. 61, 109664 (2020).
  26. Hocking, K. M., et al. Evaluation of common clinical and hemodynamic parameters to pulmonary capillary wedge pressures in patients undergoing right heart catheterization. Medical Research Archives: European Society of Medicine. 10, (2022).
  27. Sobey, J. H., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for volume assessment during complex cranial vault reconstruction: A proof-of-concept study in children. PLOS One. 15 (7), 0235933 (2020).
  28. Carreau, A., El Hafny-Rahbi, B., Matejuk, A., Grillon, C., Kieda, C. Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia. J Cell Mol Med. 15 (6), 1239-1253 (2011).
  29. Rogers, K. M., McCutcheon, K. Four steps to interpreting arterial blood gases. J Perioper Pract. 25 (3), 46-52 (2015).
  30. Brown, S. M., et al. Nonlinear Imputation of PaO2/FiO2 from SpO2/FiO2 among patients with acute respiratory distress syndrome. Chest. 150 (2), 307-313 (2016).
  31. Sileshi, B., et al. Peripheral venous waveform analysis for detecting early hemorrhage: a pilot study. Intensive Care Med. 41 (6), 1147-1148 (2015).
  32. Eecen, C. M. W., Kooter, A. J. J. Pulse oximetry: principles, limitations and practical applications. Ned Tijdschr Geneeskd. 165, 5891 (2021).
  33. Sinex, J. E. Pulse oximetry: principles and limitations. Am J Emerg Med. 17 (1), 59-67 (1999).
  34. Chan, E. D., Chan, M. M., Chan, M. M. Pulse oximetry: understanding its basic principles facilitates appreciation of its limitations. Respir Med. 107 (6), 789-799 (2013).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены