JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نقدم بروتوكولا لإنشاء نموذج انسداد الشريان الدماغي الأوسط البعيد (dMCAO) من خلال التخثير الكهربائي عبر الجمجمة في الفئران C57BL / 6J وتقييم السلوك العصبي اللاحق والسمات النسيجية.

Abstract

لا تزال السكتة الدماغية الإقفارية السبب السائد للوفيات والضعف الوظيفي بين السكان البالغين على مستوى العالم. فقط أقلية من مرضى السكتة الدماغية الإقفارية مؤهلون لتلقي انحلال الخثرة داخل الأوعية أو علاج استئصال الخثرة الميكانيكية خلال النافذة الزمنية المثلى. من بين هؤلاء الناجين من السكتة الدماغية ، يعاني حوالي الثلثين من اختلالات عصبية على مدى فترة طويلة. يعد إنشاء نموذج تجريبي مستقر وقابل للتكرار للسكتة الدماغية أمرا في غاية الأهمية لمزيد من التحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية وتطوير استراتيجيات علاجية فعالة للسكتة الدماغية. يمثل الشريان الدماغي الأوسط (MCA) الموقع السائد للسكتة الدماغية الإقفارية لدى البشر ، حيث يعمل انسداد MCA كنموذج يستخدم بشكل متكرر لنقص التروية الدماغية البؤري. في هذا البروتوكول ، نصف منهجية إنشاء نموذج انسداد MCA البعيد (dMCAO) من خلال التخثير الكهربائي عبر الجمجمة في الفئران C57BL / 6. نظرا لأن موقع الانسداد يقع في الفرع القشري من MCA ، فإن هذا النموذج يولد آفة احتشاء معتدلة تقتصر على القشرة. أظهر التوصيف السلوكي العصبي والنسيجي المرضي خللا وظيفيا حركيا مرئيا ، وتنكس الخلايا العصبية ، وتنشيطا واضحا للخلايا الدبقية الصغيرة والخلايا النجمية في هذا النموذج. وبالتالي ، يوفر نموذج الماوس dMCAO هذا أداة قيمة للتحقيق في السكتة الدماغية وقيمة التعميم.

Introduction

السكتة الدماغية هي مرض دماغي وعائي حاد شائع يتميز بارتفاع حالات الإعاقة والوفيات1. من بين جميع حالات السكتة الدماغية ، ينتمي ما يقرب من 80٪ إلى السكتة الدماغية2. حتى الآن ، لا يزال انحلال الخثرة في الوريد واحدا من عدد محدود من الأساليب الإنتاجية لعلاج السكتة الدماغية الحادة. ومع ذلك ، فإن فعالية العلاج بالتخثر مقيدة بالنافذة الزمنية الفعالة الضيقة وحدوث التحول النزفي3. في مرحلة إعادة التأهيل على المدى الطويل بعد السكتة الدماغية الإقفارية ، من المحتمل أن يعاني عدد كبير من المرضى من اختلالات عصبية دائمة4. هناك حاجة ماسة إلى مزيد من التحقيق لكشف الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة وراء السكتة الدماغية الإقفارية ، وكذلك لتسهيل تطوير استراتيجيات علاجية جديدة تستهدف السكتة الدماغية. يعد إنشاء نموذج يمكن الاعتماد عليه وقابل للتكرار للسكتة الدماغية أمرا بالغ الأهمية للبحث الأساسي بالإضافة إلى الأبحاث الانتقالية اللاحقة في مجال السكتة الدماغية.

في عام 1981 ، طور Tamura et al. نموذجا لنقص التروية الدماغية البؤري من خلال استخدام التخثير الكهربائي عبر الجمجمة في الموقع القريب للشريان الدماغي الأوسط (MCA) 5. منذ ذلك الحين ، استخدم العديد من الباحثين منهجيات مختلفة مثل الربط أو الضغط أو القص للحث على انسداد MCA البعيد (dMCAO) لإنشاء نماذج السكتة الدماغية العابرة أو الدائمة6،7،8. بالمقارنة مع نموذج الفتيل ، يظهر نموذج dMCAO مزايا ملحوظة مثل حجم الاحتشاء الأصغر ومعدل البقاء على قيد الحياة الأعلى ، مما يجعله أكثر ملاءمة للتحقيق في الانتعاش الوظيفي على المدى الطويل بعد السكتة الدماغية9. بالإضافة إلى ذلك ، يوضح نموذج dMCAO معدل بقاء أعلى في القوارض المسنة مقارنة بنموذج الخيوط ، مما يجعله أداة مفيدة للتحقيق في السكتة الدماغية في نماذج المسنة والمرضية10. وقد ثبت أن نموذج السكتة الدماغية الضوئية (PT) يمتلك خصائص غزو جراحي أقل ومعدل وفيات منخفض بشكل ملحوظ. ومع ذلك ، يظهر نموذج PT درجة أكبر من النخر الخلوي وذمة الأنسجة مقارنة بنموذج dMCAO ، مما يؤدي إلى عدم وجود دوران جانبي11. علاوة على ذلك ، من الجدير بالذكر أن الآفات الإقفارية التي لوحظت في نموذج PT تنشأ في الغالب من انسداد الأوعية الدموية الدقيقة ، والذي يختلف اختلافا كبيرا عن نقص التروية الدماغية الناجم عن انسداد الأوعية الدموية الكبيرة في نموذج dMCAO12.

في هذه الورقة ، نقدم منهجية لتحفيز نموذج dMCAO الفئران عن طريق تخثر MCA البعيد عن طريق حج القحف لنافذة عظمية صغيرة. بالإضافة إلى ذلك ، أجرينا فحوصات نسيجية وتقييمات سلوكية لتوصيف شامل للإهانات الإقفارية ونتائج السكتة الدماغية في هذا النموذج التجريبي. نهدف إلى تعريف الباحثين بهذا النموذج وتسهيل إجراء مزيد من التحقيقات في الآليات المرضية للسكتة الدماغية.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة جيانغهان وتم إجراؤه وفقا للمبادئ التوجيهية الأخلاقية لحيوانات التجارب الصادرة عن مركز السيطرة على الأمراض في الصين. تم استخدام ذكور الفئران البالغة C57BL / 6J ، بعمر 10 أسابيع ، بوزن 24-26 جم ، في هذا البروتوكول. تم إيواء جميع الفئران في بيئة مضبوطة بدورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة مع الطعام والماء الإعلاني.

1. التحضير قبل الجراحة

ملاحظة: الأدوات والمعدات الرئيسية اللازمة لهذا البروتوكول موضحة في الشكل 1.

  1. قبل الإجراء ، تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم.
  2. يجب تطبيق ميلوكسيكام تحت الجلد بجرعة 5 ملغ/ كغ للتسكين قبل 60 دقيقة من الجراحة.
  3. تخدير الماوس مع 5 ٪ إيزوفلوران في غرفة التعريفي.
  4. امسح لوح جراحة التسخين بنسبة 75٪ إيثانول وقم بتنشيط مفتاح التسخين مع ضبط درجة الحرارة على 37 درجة مئوية. بعد ذلك ، ضع الماوس في وضع جانبي يسار على السبورة ، مع وضع الرأس بعيدا عن الجراح والذيل متجها نحو الجراح.
  5. قم بتوصيل قناع على وجه الفأر يوفر إمدادا ثابتا بنسبة 2٪ إيزوفلوران و 0.3 لتر / دقيقة أكسجين لصيانة التخدير. ضع مرهم العين على القرنية لحمايتها من الجفاف أثناء العملية.
  6. حلق الفراء من المدار الأيسر إلى قناة الأذن اليسرى باستخدام ماكينة حلاقة. استخدم كريمات إزالة الشعر لإزالة الفراء المتبقي للتعقيم.
  7. تحضير المنطقة الجراحية عن طريق تطبيق مطهر البوفيدون اليود و 75 ٪ من الإيثانول ثلاث مرات.

2. نموذج MCAO البعيد

  1. تحقق مما إذا كان الماوس مخدرا بعمق من خلال تقييم ردود فعل قرصة إصبع القدم.
  2. قم بعمل شق عمودي بين المدار الأيسر وقناة الأذن اليسرى باستخدام شفرة مشرط معقمة.
  3. سحب الأنسجة الرخوة للجلد مع المبعدات وفضح العضلات الصدغية.
  4. استخدم micromailps مستقيمة لفصل الأجزاء القمية والظهرية من العضلات الصدغية عن الجمجمة.
  5. تحديد تشعب MCA ، والذي يفترض شكل "Y" أسفل العظم الصدغي مع انحياز نحو قاعدة الجمجمة (الشكل 2A).
    ملاحظة: إذا كان تشعب MCA غير قابل للتمييز بصريا (بسبب اختلاف طبيعي تشريحيا) ، فتأكد من أكثر الأوعية المنضدية.
  6. استخدم مثقابا كهربائيا في الجمجمة لترقق الجمجمة لعمل نافذة عظمية (قطرها 4 مم) حتى تصبح الأم الجافية ، بنسيجها الشفاف ، مرئية.
    ملاحظة: أضف قطرات من المحلول الملحي العادي بشكل متقطع إلى الجمجمة لمنع ارتفاع درجة الحرارة أثناء هذه العملية.
  7. قم بإزالة الأم الجافية فوق الشريان باستخدام ملقط دقيق منحني لكشف فرع MCA.
  8. اضبط الكي الكهربائي على 7 درجات وات. قم بتخثر الشريان باستخدام ملقط التخثر الكهربائي في مواقع القريب والبعيد لتشعب MCA (الشكل 2 أ). عندما يكون التشعب غير مرئي بسبب اختلاف تشريحي ، قم بإجراء التخثر على فرع MCA المحدد بدقة (كما هو مذكور أعلاه) في موقعين منفصلين على بعد 1 مم تقريبا13.
  9. راقب تدفق الدم للفرع القشري الأيسر MCA باستخدام مقياس تدفق الدم المرقط بالليزر.
    ملاحظة: تم استبعاد الفئران التي أظهرت انخفاضا في تدفق الدم بنسبة أقل من 40٪ من قيمة خط الأساس بعد التخثير الكهربائي من الدراسة.
  10. خياطة العضلات والجلد بشكل منفصل باستخدام 5-0 خيوط حمض البولي جليكوليك. ضع جل الصوديوم ديكلوفيناك ومرهم موبيروسين على شق الجلد باستخدام قطعة قطن معقمة.
  11. ضع الماوس في غرفة الإنعاش. راقب جميع الفئران حتى تستيقظ تماما. يجب توفير ميلوكسيكام (5 ملغ/كغ، SC) للتسكين كل 24 ساعة حتى 72 ساعة.

3. عملية الشام

  1. استنساخ نفس الإجراء المذكور أعلاه ، باستثناء عملية تخثر الشرايين.

4. الاختبارات السلوكية

ملاحظة: قبل dMCAO ، خضعت الفئران للتدريب السلوكي مرتين يوميا لمدة 3 أيام. في يوم 3بعد dMCAO ، انقل الفئران إلى غرفة الاختبار السلوكي للتكيف البيئي لمدة 2 ساعة قبل الاختبار.

  1. اختبار قوة القبضة14
    ملاحظة: يشتمل مقياس قوة القبضة على مقياس إجهاد دفع وسحب وقضيب أفقي معدني.
    1. فهم قاعدة ذيل الماوس. اخفض الماوس تدريجيا باتجاه شريط القبضة المعدني حتى يمسك الشريط الأفقي بكلتا القدمين الأماميتين (الشكل 2 ب).
    2. اسحب الماوس للخلف بسرعة ثابتة تبلغ حوالي 2 سم / ثانية وحافظ على جسمه أفقيا.
    3. سجل قوة الذروة بالجرام (جم) عندما يطلق الماوس أقدامه الأمامية من الشريط.
  2. اختبار القطب15
    1. ضع الماوس على قمة عمود خشبي عمودي (ارتفاعه 50 سم وقطره 1 سم) مع توجيه رأسه لأعلى ، واسمح له بتسلق العمود (الشكل 2 ب).
    2. سجل الوقت الذي يستغرقه الماوس للالتفاف (T-turn) والوقت الإجمالي لتسلق العمود (T-total) مع وقت توقف 60 ثانية.
  3. اختبار إزالة الشريط اللاصق16
    1. امسك الماوس وأرفق رقعة من الشريط اللاصق (2 × 2 مم) بمقدمة الماوس اليمنى (الشكل 2 ب).
    2. ضع الماوس مرة أخرى في قفص التربية واتركه يتحرك بحرية.
    3. سجل الوقت الذي يستغرقه الماوس لإزالة المادة اللاصقة بحد أقصى 60 ثانية.
  4. اختبار الاسطوانة17
    1. ضع الماوس في أسطوانة زجاجية شفافة مفتوحة (قطرها: 14 سم ؛ ارتفاع: 20 سم) وسجل سلوكها الاستكشافي التلقائي لمدة 3 دقائق باستخدام الكاميرا (الشكل 2 ب).
      ملاحظة: أثناء الإجراء التجريبي ، تم وضع مرآتين بجانب الأسطوانة لضمان التسجيل الأمثل لحركات الأطراف الأمامية.
    2. امسح الأسطوانة بنسبة 75٪ من الإيثانول للتخلص من الإشارات الشمية المتبقية قبل اختبار الماوس التالي.
    3. قلل سرعة تشغيل الفيديو إلى 1/5 من السرعة الفعلية ، واحسب عدد لمسات الحائط مع مقدمة اليسار (L) أو اليمنى (R) أو الاستخدام المتزامن لكلا القدمين الأماميين (B). احسب معدل استخدام مقدمة القدم اليمنى على النحو التالي (L-R) / (L + R + B) × 100٪.

5. التروية وإعداد العينة

  1. القتل الرحيم للفأر عن طريق الحقن البريتوني جرعة زائدة من بنتوباربيتال (300 ملغم / كغم). وضع الماوس ضعيف وشل حركة الأطراف.
  2. قم بعمل شق في خط الوسط على الجلد ، بدءا من تجويف منتصف البطن ويمتد نحو منطقة الصدر العلوية.
  3. افتح الصدر باستخدام مقص جراحي وقم بطي الخنجري لأعلى باستخدام مرقئ. قم بإزالة الرئة والحجاب الحاجز بعناية لكشف القلب.
  4. أدخل طرف إبرة التروية في البطين الأيسر وثقب الأذين الأيمن بالمقص. قم بلف القلب ب 20 مل من المحلول الملحي الطبيعي عبر البطين الأيسر.
  5. قطع رأس الفأر وقطع فروة الرأس على طول خط الوسط بين العينين. قطع العظم على كلا الجانبين ، بدءا من قاعدة الجمجمة والانفتاح على مقبس العين.
  6. ارفع الكالفواريوم وافصل الدماغ برفق عن قاعدة الجمجمة باستخدام ملقط.
    ملاحظة: تعرضت أدمغة نصف الفئران لتلطيخ كلوريد ثلاثي فينيل رباعي فينيل (TTC) 2،3،5 ، بينما خضعت أدمغة النصف الآخر للفحص النسيجي.
  7. نقع الأدمغة في محلول بارافورمالدهايد 4٪ بين عشية وضحاها لمتابعة التحليل النسيجي.

6. تحديد حجم الاحتشاء

  1. ضع الدماغ في حجرة تجميد -20 درجة مئوية في الثلاجة لمدة 20 دقيقة.
  2. ضع الدماغ في مصفوفة الدماغ 1 مم وقسم الدماغ إلى أقسام تاجية بسمك 2 مم باستخدام شفرات ميكروتوم.
  3. انقل أقسام الدماغ إلى لوحة استزراع مكونة من 24 بئرا وأضف 2٪ TTC لتغطية أنسجة المخ. ضع طبق الاستزراع المكون من 24 بئرا في فرن بدرجة حرارة ثابتة لمدة 30 دقيقة مع ضبط درجة الحرارة على 37 درجة مئوية.
  4. ارفع أقسام الدماغ بعناية وقم بتثبيتها في محلول بارافورمالدهايد 4٪ لمدة 15 دقيقة.
  5. قم بإجراء مسح ضوئي لأقسام الدماغ هذه بدقة 1200 × 1200 نقطة في البوصة بواسطة جهاز مسح.
  6. قم بقياس حجم الاحتشاء الدماغي عن طريق جمع منطقة الاحتشاء لكل قسم (منطقة نصف الكرة الأيمن مطروحا منها المنطقة غير المصابة من نصف الكرة الأيسر) باستخدام برنامج Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. احسب النسبة المئوية لحجم الاحتشاء حيث × حجم / حجم احتشاء نصف الكرة الأيمن 100٪.

7. تحليل تلطيخ النسيجي المرضي والمناعي

  1. خذ عينات الدماغ من محلول بارافورمالدهيد وغسلها بالماء الجاري لمدة 1 ساعة.
  2. نقل عينات الدماغ إلى آلة تجفيف الأنسجة الآلية. قم بتشغيل البرنامج المحدد مسبقا للجفاف والتزجيج والغمر بالشمع. قم بتضمين عينات الدماغ المجففة في البارافين وقم بتقطيعها إلى أقسام بسمك 5 ميكرومتر بواسطة ميكروتوم.
  3. تلطيخ الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E)
    1. قم بإزالة الشمع من المقاطع باستخدام الزيلين 3 مرات لمدة 8 دقائق لكل منها.
    2. أعد ترطيب الأقسام عن طريق الغمر المتتالي في الإيثانول المتدرج (100٪ ، 95٪ ، 90٪ ، 80٪ ، 70٪) والماء المقطر لمدة 5 دقائق في كل مرة.
    3. تلطيخ الأقسام بمحلول الهيماتوكسيلين لمدة 5 دقائق.
    4. شطف الأجزاء بالماء المقطر لغسل الهيماتوكسيلين المتبقية ، ثم غمسها في 5 ٪ من الكحول حمض الهيدروكلوريك لتمايز 5 ثوان. اغسل الأقسام بالماء المقطر لمدة 2 دقيقة.
    5. تلطيخ الأقسام بمحلول eosin لمدة 30 ثانية وشطف سائل التلوين الزائد باستخدام الماء المقطر.
    6. اغمر الأقسام في 90٪ إيثانول و 95٪ إيثانول و 100٪ إيثانول وزيلين (2 مرات) على التوالي لمدة 5 دقائق في كل مرة. قم بتركيب الأقسام بوسط تركيب بلسم محايد.
  4. تلطيخ المناعي
    1. قم بإزالة الشمع من المقاطع بالزيلين 3 مرات لمدة 8 دقائق في كل مرة.
    2. أعد ترطيب الأقسام عن طريق الغمر المتتالي في الإيثانول المتدرج (100٪ ، 95٪ ، 90٪ ، 80٪) والماء المقطر لمدة 5 دقائق في كل مرة.
    3. سخن محلول استرجاع مستضد السيترات ليغلي في الميكروويف. اغمر الأقسام في محلول استرجاع المستضد. أعد تسخين المخزن المؤقت لاسترجاع المستضد بطاقة منخفضة (20 واط) لمدة 20 دقيقة.
    4. قم بإيقاف تشغيل الميكروويف واترك المخزن المؤقت لاسترجاع المستضد يبرد إلى درجة حرارة الغرفة (RT).
    5. اغسل الأقسام ثلاث مرات بمحلول ملحي مخزن بالفوسفات 0.1 مللي متر (PBS) لمدة 5 دقائق في كل مرة.
    6. احتضان الأقسام بمحلول مانع (5٪ ألبومين مصل بقري) في RT لمدة 1 ساعة لمنع الارتباط غير المحدد للغلوبولين المناعي.
    7. احتضن الأقسام بجسم مضاد للأرانب مضاد ل NeuN (1: 300) ، وجسم مضاد للأرانب Iba-1 (1: 500) وجسم مضاد ل GFAP للفأر (1: 500) عند 4 درجات مئوية طوال الليل.
    8. اغسل الأقسام ثلاث مرات باستخدام 0.1 مللي متر PBS لمدة 5 دقائق في كل مرة.
    9. احتضن الأقسام باستخدام IgG المترافق المضاد للأرانب Alexa 594 (1: 500) أو IgG المترافق المضاد للفأر للماعز Alexa 488 (1: 500) لمدة ساعة واحدة في RT.
    10. اغسل الأقسام ب 0.1 مللي متر PBS وقم بتركيبها بوسائط تثبيت مضادة للتلاشي تحتوي على 4 '، 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI).
    11. التقط صورا لثلاثة حقول مجهرية (300 ميكرومتر × 300 ميكرومتر) داخل أسفل الظهر الإقفاري باستخدام مجهر فلوري عند 594 نانومتر و 488 نانومتر على التوالي.
    12. باستخدام برنامج ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index) ، قم بتقدير كثافة الخلايا الملطخة بشكل إيجابي عن طريق حساب متوسط الأعداد في أسفل الظهرالإقفاري 19.

النتائج

الأدوات الرئيسية المستخدمة لأداء dMCAO هي مجموعة أدوات الجراحة المجهرية ، ومبخر الأيزوفلوران ، ومولد التخثير الكهربائي المجهري أحادي القطب الموضح في الشكل 1. يوضح الشكل 2 الإجراء التجريبي لهذه الدراسة. باختصار ، تم استخدام حج القحف لنافذة عظمية صغيرة لفضح MCA...

Discussion

في البروتوكول الحالي لنموذج dMCAO لحج القحف الكهربائي ، يتم إجراء العمليات الجراحية بأقل قدر من الغزو ، حيث يتم فصل جزء فقط من العضلة الصدغية للتخفيف من الآثار الضارة على وظيفة المضغ. تعافت جميع الفئران بشكل جيد بعد العملية ، مع عدم وجود حالات ملحوظة من صعوبات التغذية. يمكن تمييز MCA بسهولة في ...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين مصالح متضاربة للكشف عنها.

Acknowledgements

تم دعم هذه الدراسة من خلال المنح المقدمة من مؤسسة علوم الطبيعة في مقاطعة هوبي (2022CFC057).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2,3,5-Triphenyltetrazolium
Chloride (TTC)		Sigma-Aldrich108380Dye for TTC staining
24-well culture plateCorning (USA)CLS3527Vessel for TTC staining
4% paraformaldehydeWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101Tissue fixation
5% bovine serum albuminWuhan BOSTER Bio Co., Ltd.AR004Non-specific antigen blocking
5-0 Polyglycolic acid sutureJinhuan Medical Co., LtdKCR531Material for surgery
Anesthesia machineMidmark CorporationVMRAnesthetized animal
Antifade mounting mediumBeyotime BiotechP0131Seal for IF staining
Automation-tissue-dehydrating 
machine		Leica Biosystems (Germany)TP1020Dehydrate tissue
Depilatory creamVeet (France)20220328Material for surgery
Diclofenac sodium gelWuhan Ma Yinglong Pharmaceutical
 Co., Ltd.		H10950214Analgesia for animal
Drill tip (0.8 mm)Rwd Life Science Co., Ltd.Equipment for surgery
Eosin staining solutionWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001Dye for H&E staining
Eye ointmentGuangzhou Pharmaceutical Co., LtdH44023098Material for surgery
Fluorescence microscopeOlympus (Japan)BX51Image acquisition
GFAP Mouse monoclonal antibodyCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		3670Primary antibody for IF staining
Goat anti-mouse Alexa
488-conjugated IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		4408Second antibody for IF staining
Goat anti-rabbit Alexa
594-conjugated IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		8889Second antibody for IF staining
Grip strength meterShanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501Equipment for behavioral test
Hematoxylin staining solutionWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004Dye for H&E staining
Iba1 Rabbit monoclonal antibodyAbcamab178846Primary antibody for IF staining
IsofluraneRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10Anesthetized animal
Laser doppler blood flow meterMoor Instruments (UK)moorVMSBlood flow monitoring
MeloxicamBoehringer-IngelheimJ20160020Analgesia for animal
MicrodrillRwd Life Science Co., Ltd.78001Equipment for surgery
Microsurgical instruments setRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-REquipment for surgery
MicrotomeThermo Fisher Scientific (USA)HM325Tissue section production
Microtome bladeLeica Biosystems (Germany)819Tissue section production
Monopolar electrocoagulation generatorSpring Scenery Medical Instrument
Co., Ltd.		CZ0001Equipment for surgery
Mupirocin ointmentTianjin Smith Kline & French
Laboratories Ltd.		H10930064Anti-infection for animal
NeuN Rabbit monoclonal antibodyCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		24307Primary antibody for IF staining
Neutral balsamAbsin Bioscienceabs9177Seal for H&E staining
Paraffin embedding centerThermo Fisher Scientific (USA)EC 350Produce paraffin blocks
Pentobarbital sodiumSigma-AldrichP3761Euthanized animal
Phosphate buffered salineShanghai Beyotime Biotech Co., LtdC0221ARinsing for tissue section
ShaverShenzhen Codos Electrical Appliances
Co.,Ltd.		CP-9200Equipment for surgery
Sodium citrate solutionShanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083Antigen retrieval for IF staining

References

  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494 (2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786 (2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261 (2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729 (2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508 (2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499 (2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102 (2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909 (2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353 (2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841 (2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943 (2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

C57BL 6

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved