Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف البروتوكولات التجريبية لإنشاء نموذج حيواني لإصابة القوقعة الناتجة عن الانفجار باستخدام موجة الصدمة المستحثة بالليزر (LISW). يسمح تعرض العظم الصدغي ل LISW بإعادة إنتاج الفيزيولوجيا المرضية للقوقعة الناتجة عن الانفجار. يمكن أن يكون هذا النموذج الحيواني منصة لتوضيح أمراض القوقعة واستكشاف العلاجات المحتملة لإصابات الانفجار.

Abstract

الأذن هي العضو الأكثر عرضة للضغط الزائد الناجم عن الانفجار، وكثيرا ما تحدث إصابات القوقعة الصناعية بعد التعرض للانفجار. يمكن أن يؤدي التعرض للانفجار إلى فقدان السمع الحسي العصبي (SNHL) ، وهو فقدان سمع لا رجعة فيه يؤثر سلبا على نوعية الحياة. تم توثيق أمراض القوقعة التفصيلية الناجمة عن الانفجارات ، مثل فقدان خلايا الشعر ، والخلايا العصبية العقدية الحلزونية ، ونقاط الاشتباك العصبي القوقعة ، واضطراب الأهداب المجسمة سابقا. ومع ذلك، فإن تحديد التدهور الحسي العصبي للقوقعة بعد إصابة الانفجار أمر صعب لأن المعرضة للضغط الزائد للانفجار عادة ما تعاني من ثقب الغشاء الطبلي (TMP)، الذي يسبب فقدان السمع التوصيلي المتزامن. لتقييم الخلل الوظيفي الحسي العصبي الخالص في قوقعة الأذن، قمنا بتطوير نموذج حيواني تجريبي لإصابة القوقعة الصناعية الناجمة عن الانفجار باستخدام موجة صدمة ناتجة عن الليزر. تتجنب هذه الطريقة TMP والإصابات الجهازية المصاحبة وتعيد إنتاج التدهور الوظيفي في مكون SNHL بطريقة تعتمد على الطاقة بعد التعرض ل LISW. يمكن أن يكون هذا النموذج الحيواني منصة لتوضيح الآليات المرضية واستكشاف العلاجات المحتملة لخلل قوقعة الأذن الناجم عن الانفجار.

Introduction

يعد فقدان السمع وطنين الأذن من بين أكثر الإعاقات انتشارا ، حيث تم الإبلاغ عنها في ما يصل إلى 62٪ من قدامى المحاربين1. تم الإبلاغ عن العديد من المضاعفات السمعية الناجمة عن الانفجار ، بما في ذلك فقدان السمع الحسي العصبي (SNHL) وانثقاب الغشاء الطبلي (TMP) ، لدى الأفراد المعرضين لضغط الانفجارالزائد 2. علاوة على ذلك، تشير الأبحاث التي أجريت على الأفراد المعرضين للانفجارات إلى أن التعرض للانفجار يؤدي في كثير من الأحيان إلى عيوب في الدقة السمعية الزمنية، حتى عندما تكون عتبات السمع ضمن المعدل الطبيعي، وهو ما يعرف باسم "فقدان السمع الخفي (HHL)"3. من الثابت أن هناك فقدانا كبيرا لنقاط الاشتباك العصبي القوقعة بين خلايا الشعر الداخلية (IHCs) والخلايا العصبية السمعية (ANs) في أمراض القوقعة المرتبطةبالانفجار 4. يؤدي التنكس المتشابك إلى ضعف المعالجة السمعية وهو عامل مساهم رئيسي في تطوير HHL5. وبالتالي ، فإن الأعضاء السمعية هي مكونات هشة تحتوي على هياكل معقدة ومنظمة للغاية. ومع ذلك ، فإن الآلية الدقيقة التي تؤثر بها موجات الانفجار على الأذن الداخلية على المستوى الخلوي لا تزال غير واضحة. ويرجع ذلك إلى التحديات في تكرار التعقيدات السريرية والميكانيكية الدقيقة لإصابات الانفجار في البيئات المختبرية وتعقيد أمراض القوقعة الناجمة عن الانفجار.

المكون الأساسي لإصابة الانفجار هو موجة الصدمة (SW) ، التي تتميز بزيادة سريعة وعالية في ضغطالذروة 6. تم التحقيق في تعقيد إصابات الانفجار على نطاق واسع في العديد من الدراسات بأثر رجعي7،8،9. هناك العديد من الأجهزة لتوليد الانفجار ، مثل الغاز المضغوط10 ، وأنابيب الصدمات11 ، والمتفجرات الصغيرةالحجم 12 ، عند مستويات مختلفة من الضغط. يشبه شكل موجة الضغط للجنوب الغربي الناتج عن الأجهزة المطورة حديثا إلى حد كبير شكل الانفجار الفعلي. يتمثل أحد المفاهيم المهمة في إنشاء نموذج حيواني لفقدان السمع الحسي العصبي الناجم عن الانفجار في تقليل الإصابات المصاحبة ، بخلاف الضرر السمعي ، لتقليل موت. وهكذا ، تم تطوير دراسات إصابة الانفجار التي تم فيها تصغير أنابيب الصدمات ويمكن التحكم في الإخراج بدقة بحيث نادرا ما تموت المعرضة. ومع ذلك ، على الرغم من أن هذه النماذج الحيوانية عادة ما تتطور إلى مضاعفات ، مثل TMP ، فإن تقييم وظيفة القوقعة أمر صعب بسبب فقدان السمع التوصيلي المتزامن2. لقد أجرينا سابقا دراسة حيوانية محمية للأذن حول إصابة الانفجار باستخدام سدادات الأذن ولم نجد أي حدوث ل TMP13. يمكن أن تخفف سدادات الأذن جزئيا من تلف القوقعة الشديد ولكن ليس التنكس العصبي السمعي المركزي أو تطور طنين الأذن. وبالتالي ، فإن سدادات الأذن تحمي القوقعة وكذلك الغشاء الطبلي. ومع ذلك ، يلزم وجود نموذج حيواني لتلف القوقعة النقي الناجم عن الانفجار بدون TMP لدراسة الفيزيولوجيا المرضية للقوقعة الناتجة عن إصابات الانفجار.

لقد طورنا سابقا نموذجا لإصابة الانفجار الموضعي للأذن الداخلية في الجرذان والفئران باستخدام موجة الصدمة المستحثة بالليزر (LISW) 14,15. يمكن تنفيذ هذه الطريقة بأمان وسهولة على مستوى المختبر القياسي وقد تم استخدامها لإنشاء نماذج لإصابات انفجار الرئة والرأس16,17. يمكن ضبط طاقة LISW عن طريق تغيير نوع الليزر وقوته ، مما يسمح بالتحكم في درجة تلف القوقعة. يعد نموذج إصابة القوقعة المستحثة ب LISW ذا قيمة لدراسة آليات SNHL الناتجة عن إصابات الانفجار والتحقيق في العلاجات المحتملة. في هذه الدراسة ، نصف بروتوكولات تجريبية مفصلة لإنشاء نموذج فأر لتلف القوقعة الناجم عن الانفجار باستخدام LISW وإظهار تنكس القوقعة ، بما في ذلك فقدان خلايا الشعر (HCs) ، ونقاط الاشتباك العصبي القوقعة ، والخلايا العصبية العقدية الحلزونية (SGNs) ، بطريقة تعتمد على الطاقة في الفئران بعد التعرض ل LISW.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام في كلية الطب للدفاع الوطني (الموافقة # 18050) وتم تنفيذها وفقا لإرشادات المعاهد الوطنية للصحة ووزارة التعليم والثقافة والرياضة والعلوم والتكنولوجيا في اليابان. بذلت كل الجهود لتقليل عدد ومعاناتها.

1.

  1. استخدم ذكور الفئران CBA / J البالغة من العمر 8 أسابيع لاتباع هذا البروتوكول. قبل التجربة ، قم بإخضاع الفئران لاختبار وظائف السمع والمراقبة بالمنظار للغشاء الطبلي لضمان الحالة الطبيعية.
  2. قسم 27 فأرا CBA / J إلى ثلاث مجموعات: (1) 2.0 J / cm2 مجموعة مكشوفة (n = 9 فئران) ؛ (2) 2.25 جول / سم2 مجموعة مكشوفة (ن = 9 فئران) ؛ و (3) 2.5 جول / سم2 مجموعة مكشوفة (ن = 9 فئران). إزالة جميع الأذنين للتقييم 1 شهر بعد التعرض LISW.

2. الإعدادات التجريبية للتعرض LISW

  1. هدف الليزر هو قرص مطاطي طبيعي أسود ، قطره 10 مم وسمكه 0.5 مم. لزيادة نبض LISW ، استخدم مادة لاصقة لحام راتنج الأكريليك لربط لوح بولي إيثيلين تيريفثاليت (PET) بسمك 1.0 مم وشفاف (PET) بأعلى المنطقة المستهدفة. قم بإشعاع ليزر Nd: YAG بتبديل Q 532 نانومتر لتوليد LISW خلف الهدف (الشكل 1 أ).
  2. ركز نبضة الليزر بعدسة مستوية محدبة على بقعة قطرها 3.0 مم على هدف الليزر.
  3. استخدم تشعيع LISW لتوليد البلازما على سطح الترابط بين المادتين وتبخير المطاط (الاجتثاث بوساطة البلازما) ، وترك المطاط المتبخر في التجويف.
  4. استخدم هيدروفون لقياس موجة ضغط LISW عند 1.0 مم تحت الماء ، وليس في الأنسجة الحية. ضع هيدروفون من الألياف البصرية بقطر 0.25 مم تحت المطاط الأسود 1.0 مم تحت سطح الماء لتسجيل أشكال موجات ضغط LISW وقياسها باستخدام راسم الذبذبات الرقمي.
    ملاحظة: أظهرت الأشكال الموجية للضغط خصائص مستقرة مع أقصى ضغط ودافع مماثلين كما هو موضح في الشكل 1B.
  5. إجراء جميع الإجراءات الحيوانية تحت التخدير العام باستخدام الحقن داخل الصفاق من 1 ملغ / كغ ميديتوميدين هيدروكلوريد و 75 ملغ / كغ من الكيتامين. ضع مرهما للعيون على كلتا عيني الفأر لمنع الجفاف وتوفير الدعم الحراري.
  6. احلق المناطق التالية للأذن بعناية لتجنب الاحتفاظ بالهواء المحبوس في الفراء. ثبت الفئران على طبق وضع المناطق بعد الأذن في المنطقة البؤرية ل LISW في اتجاه تصاعدي عموديا.
  7. قم بتوصيل هدف مطاطي أسود عن طريق الجلد بمنطقة ما بعد الأذن من أذن الماوس. لضمان مطابقة المعاوقة الصوتية ، استخدم هلاما موصلا بالموجات فوق الصوتية بين هدف الليزر وسطح الجلد.
  8. ضع نبضة LISW واحدة على القوقعة عبر العظم الصدغي. اضبط مخرجات نبضات الليزر على ثلاث كثافات طاقة: 2.0 جول / سم2 ، 2.25 جول / سم2 ، و 2.5 جول / سم2.

3. اختبار وظيفة القوقعة

ملاحظة: تم إجراء اختبارات استجابة جذع الدماغ السمعي (ABR) كما تم الإبلاغ عنهسابقا 14,15.

  1. إجراء قياس ABR قبل يوم واحد و 1 يوم وشهر واحد بعد التعرض LISW.
  2. ABR هو جهد سمعي مستثار استجابة للمنبهات السمعية ويستخدم بشكل شائع لتقييم عتبات السمع عند أربعة ترددات (12.0 كيلو هرتز و 16.0 كيلو هرتز و 20.0 كيلو هرتز و 24.0 كيلو هرتز).
  3. قدم صوت التحفيز عبر سماعة أذن صغيرة وقم بقياس مستوى ضغط الصوت بالقرب من الغشاء الطبلي للماوس باستخدام ميكروفون صغير يوضع بالقرب من سماعة الأذن. إخراج محفزات الاندفاع من مولد الصوت في 37 دورة / ثانية وتضخيم ضغط الصوت من مستوى ضغط الصوت 20 ديسيبل (SPL) إلى 80 ديسيبل SPL في خطوات 5 ديسيبل SPL.
  4. أدخل قطبا كهربائيا بإبرة من الفولاذ المقاوم للصدأ لتسجيل مخطط كهربية الدماغ تحت قناة الأذن والمنطقة الأمامية للأذن وأدخل قطبا كهربائيا أرضيا أسفل المنطقة الذيلية من الذيل.
  5. قم بتقييم دوال القوقعة عن طريق قياس سعة ذروة ABR I (P1). تحليل أشكال موجات ABR تلقائيا فيما يتعلق بعتبات السمع وسعة ABR P1 باستخدام برنامج تحليل ذروة ABR كما تم الإبلاغ عنهسابقا 18.
  6. احسب تحولات عتبة ABR عن طريق طرح العتبات التي تم الحصول عليها قبل التعرض. قارن تحولات عتبة ABR في المجموعات الثلاث المعرضة لتلك الموجودة في الأذنين المقابلتين غير المعرضتين (السيطرة). قم بقياس سعة ABR باستخدام شكل موجة ABR أثناء تحفيز 80 ديسيبل SPL.

4. التقييم النسيجي

ملاحظة: تم إجراء التقييم النسيجي كما هو موضح سابقا14،15.

  1. HCs ومشبك القوقعة
    1. إجراء الفحص المرضي للقوقعة 1 شهر بعد التعرض LISW.
    2. تأكد من عمق التخدير عن طريق قرصة إصبع القدم قبل التروية. بعد التروية الدموية بمحلول رينغر المرضع، يجب إجراء التروية عبر القلب باستخدام 1 مل/غرام من بارافورمالدهيد 4٪ (PFA). بعد قطع الرأس، قم بإزالة القوقعة وبيرفها مباشرة باستخدام 4٪ PFA، متبوعا بالتثبيت عند 4 درجات مئوية طوال الليل.
    3. بعد التثبيت، قم بإزالة الكلس من القوقعة عن طريق الرج في محلول 0.5 مول/لتر من حمض الإيثيلين ديامينيترايتيك (EDTA) لمدة يومين.
    4. قسم القوقعة منزوعة المعادن إلى أربع قطع. بعد تجميد كل قطعة من القوقعة على الثلج الجاف لمدة 10 دقائق ، قم بإجراء الحجب في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة في مصل الحصان العادي 5٪ مترافق ببساطة مع 0.3٪ Triton X للنفاذية.
    5. استخدم مضادات الميوسين 7a (Myo7A) والبروتين المضاد للربط الطرفي C (CtBP2) والأجسام المضادة للخيوط العصبية (NF) كأجسام مضادة أولية ويتم تحضينها عند 37 درجة مئوية طوال الليل. استخدم الأجسام المضادة Myo7A و CtBP2 و NF لتقييم HCs والشرائط قبل المشبكية والألياف العصبية القوقعة ، على التوالي.
    6. اغسل الجسم المضاد الأساسي غير المنضم بمحلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) لمدة 5 × 3 دقائق. احتضان العينات بالأجسام المضادة الثانوية المناسبة عند 37 درجة مئوية لمدة 2 ساعة. بعد التلوين ، اغسل العينات لمدة 3 × 5 دقائق باستخدام PBS ، وقم بتغليف العينات على زجاج الشريحة بغلاف قابل للذوبان في الماء باستخدام غطاء زجاجي.
    7. للتقييم، احصل على الصورة الكاملة للقوقعة (مقسمة إلى أربع قطع) بتكبير 10x، واحسب خريطة تردد القوقعة باستخدام المكون الإضافي لبرنامج ImageJ المشار إليه لتحديد موقع مناطق القوقعة المحددة بدقة عند تردد 12.0 كيلو هرتز و 16.0 كيلو هرتز و 20.0 كيلو هرتز و 24.0 كيلو هرتز.
    8. احسب معدلات بقاء HC وعدد نقاط الاشتباك العصبي في كل تردد.
      1. لحساب معدلات بقاء HC ، احسب عدد HCs الباقية والمفقودة لكل طول 200 ميكرومتر عند كل تردد ، واحسب معدل بقاء HCs باستخدام المعادلة (1) الموضحة أدناه:
        معدل بقاء HC (٪) = (عدد HCs الباقين على قيد الحياة / عدد HCs الباقين على قيد الحياة والمفقودين) × 100 (1)
      2. لحساب عدد نقاط الاشتباك العصبي ، احصل على صور z-stack عالية الدقة لمنطقة HC الداخلية باستخدام عدسة هدف الغمر بالزيت (63×) مع تقريب رقمي 3.1x وحجم خطوة 0.25 ميكرومتر تحت المجهر الفلوري متحد البؤر. قم باستيراد مكدسات الصور إلى ImageJ، وقم تلقائيا بحساب نقاط CtBP2 لكل IHC ضمن نطاق 50 ميكرومتر في كل حزمة صور. احسب معدل بقاء الشرائط المتشابكة باستخدام المعادلة (2):
        معدل بقاء الشرائط المتشابكة (٪) = (عدد الأشرطة المشبكية في آذان LISW المكشوفة / عدد الأشرطة المشبكية في آذان التحكم) × 100 (2)
    9. لمسح المجهر الإلكتروني (SEM) ، قم بإزالة القوقعة ، كما هو موضح سابقا ، ثم قم بإصلاحه باستخدام 2٪ PFA و 2.5٪ glutaraldehyde معا عند 4 درجات مئوية طوال الليل. بعد إزالة الكلس من القوقعة عن طريق رج محلول EDTA سعة 0.5 مول/لتر عند 4 درجات مئوية لمدة 7 أيام، قم بتشريح القوقعة إلى أربع قطع للتحضير الكامل.
    10. ثبت الأنسجة ب 1٪ رابع أكسيد الأوزميوم عند 4 درجات مئوية لمدة 30 دقيقة ، وجفف في 50٪ إيثانول في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقائق ، كرر مع 70٪ ، 80٪ ، 95٪ ، ثم 100٪ إيثانول ، رش الطلاء بالأوزميوم ، وافحصه تحت المجهر الإلكتروني عند 5.0 كيلو فولت ، كما ورد سابقا14.
    11. إجراء تحليل كمي لاضطراب الحزمة الهدبية المجسمة في خلايا الشعر الخارجية (OHCs) عن طريق حساب نسبة الأهداب المجسمة المعطلة (عدد الأهداب المجسمة OHC المعطلة / العدد الإجمالي للأهداب المجسمة OHC) في كل مجموعة طاقة باستخدام صور SEM14. احسب عدد الأهداب المجسمة لكل 100 ميكرومتر في مركز المناطق 16.0 و 24.0 كيلو هرتز. قم بتعيين صف واحد أو أكثر من حزم OHC المنحنية نحو الجانب الجانبي أو المتشابكة أو التي تفتقر إلى قاعدتها على أنها معطلة.
  2. SGNs
    1. لتقييم عدد SGNs كميا في 1 شهر بعد التعرض ل LISW ، قم بإجراء التروية عبر القلب مع 4٪ PBS ، وقطع الرأس ، وإزالة القوقعة ، وإجراء التثبيت الخلفي في ظل نفس الظروف الموضحة أعلاه. إزالة القوقعة في 0.5 متر EDTA لمدة 1 أسبوع.
    2. بعد إزالة الكلس ، اغمر القوقعة في 30٪ سكروز طوال الليل ، وقم بتضمينها في مركب التقسيم بالتبريد ، وقم بتجميدها في النيتروجين السائل لتحضير أقسام بالقرب من قناة روزنتال بسمك 15 ميكرومتر ، وصمة عار بالهيماتوكسيلين ويوزين ، وعرضها تحت المجهر الضوئي14.
    3. لقياس كثافة SGN ، احسب عدد SGNs في المنعطف الأوسط لقناة روزنتال واحسب بقاء SGN لكل عنصر تحكم.

5. التحليل الإحصائي

  1. إجراء التحليلات الإحصائية باستخدام البرنامج الذي تختاره.
  2. تحليل الاختلافات الإحصائية في إزاحة عتبة ABR ، HC ، SGN ، والأعداد المشبكية باستخدام مقاييس متكررة ثنائية الاتجاه ANOVA ["التردد أو أجزاء القوقعة (قمي / متوسط / قاعدة)" × "مجموعات حيوانية"] ، تحليل ثنائي الاتجاه للتباين (ANOVA) ، متبوعا باختبار المقارنة المتعددة ل Tukey بعد التخصيص.
  3. اعرض جميع البيانات كمتوسط ± خطأ معياري واضبط مستوى الدلالة الإحصائية على p < 0.05.

النتائج

الشكل الموجي LISW
تم قياس قابلية استنساخ الشكل الموجي لضغط LISW 5x عند 2.0 جول / سم2 على النحو التالي. كانت الأشكال الموجية متشابهة ومستقرة بشكل عام وأظهرت زيادة حادة مع عرض الوقت وضغط الذروة والاندفاع بمقدار 0.43±0.4 μs و 92.1 ± 6.8 ميجا باسكال و 14.1 ± 1.9 Pa∙s (الوسيط ± SD) ،...

Discussion

تهدف هذه الدراسة إلى التحقق من صحة نموذج فأر لتلف القوقعة الناجم عن الانفجار باستخدام LISW. أظهرت النتائج التي توصلنا إليها أنه بعد تطبيق LISW من خلال العظم الصدغي ، أظهرت أذن الفئران المكشوفة انخفاضا مرضيا وفسيولوجيا ثابتا في القوقعة ، والذي كان مصحوبا بزيادة في الضغط الزا...

Disclosures

يعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل بمنحتين من JSPS KAKENHI (أرقام المنح 21K09573 (K.M.) و 23K15901 (T.K.)).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
532 nm Q-switched Nd:YAG laser QuantelBrilliant b
ABR peak analysis softwareMass Eye and EarN/AEPL Cochlear Function Test Suite
Acrylic resin welding adhesive Acrysunday Co., LtdN/A
confocal fluorescence microscopyLeicaTCS SP8
cryosectioning compoundSakuraTissue-Tek O.C.T
CtBP2 antibodyBD Transduction#612044
Dielectric multilayer mirrorsSIGMAKOKI CO.,LTDTFMHP-50C08-532M1-M3
Digital oscilloscopeTektronixDPO4104B
EarphoneCUICDMG15008-03A
HydrophoneRP acoustics e.K.FOPH2000
Image J software plug-inNIHmeasurement linehttps://myfiles.meei.harvard.edu/xythoswfs/webui/_xy-e693768_1-t_wC4oKeBD
Light microscopeKeyence CorporationBZ-X700
Myosin 7A antibodyProteus Biosciences#25–6790 
Neurofilament antibodySigma#AB5539
Plano-convex lensSIGMAKOKI CO.,LTDSLSQ-30-200PM
Prism softwareGraphPadN/Aver.8.2.1
Scanning electron microscopeJEOL LtdJSM-6340F
Small digital endoscopeAVS Co. LtdAE-C1
Ultrasonic jellyHitachi Aloka MedicalN/A
Variable attenuatorShowa Optronics Co.N/ACurrenly avaiable successor: KYOCERA SOC Corporation, RWH-532HP II
Water-soluble encapsulant Dako#S1964

References

  1. Arun, P., et al. Blast exposure causes long-term degeneration of neuronal cytoskeletal elements in the cochlear nucleus: A potential mechanism for chronic auditory dysfunctions. Front Neurol. 12, 652190 (2021).
  2. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Shiotani, A. Correlation of blast-induced tympanic membrane perforation with peripheral cochlear synaptopathy. J Neurotrauma. 39 (13-14), 999-1009 (2022).
  3. Liberman, M. C., Epstein, M. J., Cleveland, S. S., Wang, H., Maison, S. F. Toward a differential diagnosis of hidden hearing loss in humans. PLoS One. 11 (9), e0162726 (2016).
  4. Koizumi, Y., et al. Y-27632, a rock inhibitor, improved laser-induced shock wave (lisw)-induced cochlear synaptopathy in mice. Mol Brain. 14 (1), 105 (2021).
  5. Parthasarathy, A., Kujawa, S. G. Synaptopathy in the aging cochlea: Characterizing early-neural deficits in auditory temporal envelope processing. J Neurosci. 38 (32), 7108-7119 (2018).
  6. Kurioka, T., et al. Characteristics of laser-induced shock wave injury to the inner ear of rats. J Biomed Opt. 19 (12), 125001 (2014).
  7. Paik, C. B., Pei, M., Oghalai, J. S. Review of blast noise and the auditory system. Hear Res. 425, 108459 (2022).
  8. Bryden, D. W., Tilghman, J. I., Hinds, S. R. Blast-related traumatic brain injury: Current concepts and research considerations. J Exp Neurosci. 13, 1179069519872213 (2019).
  9. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  10. Shao, N., et al. Central and peripheral auditory abnormalities in chinchilla animal model of blast-injury. Hear Res. 407, 108273 (2021).
  11. Ou, Y., et al. Traumatic brain injury induced by exposure to blast overpressure via ear canal. Neural Regen Res. 17 (1), 115-121 (2022).
  12. Cho, S. I., et al. Mechanisms of hearing loss after blast injury to the ear. PLoS One. 8 (7), e67618 (2013).
  13. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Kobayashi, Y., Shiotani, A. Blast-induced central auditory neurodegeneration affects tinnitus development regardless of peripheral cochlear damage. J Neurotrauma. , (2023).
  14. Niwa, K., et al. Pathophysiology of the inner ear after blast injury caused by laser-induced shock wave. Sci Rep. 6, 31754 (2016).
  15. Kimura, E., et al. Effect of shock wave power spectrum on the inner ear pathophysiology in blast-induced hearing loss. Sci Rep. 11 (1), 14704 (2021).
  16. Satoh, Y., et al. Pulmonary blast injury in mice: A novel model for studying blast injury in the laboratory using laser-induced stress waves. Lasers Surg Med. 42 (4), 313-318 (2010).
  17. Kawauchi, S., et al. Effects of isolated and combined exposure of the brain and lungs to a laser-induced shock wave(s) on physiological and neurological responses in rats. J Neurotrauma. 39 (21-22), 1533-1546 (2022).
  18. Cassinotti, L. R., et al. Cochlear neurotrophin-3 overexpression at mid-life prevents age-related inner hair cell synaptopathy and slows age-related hearing loss. Aging Cell. 21 (10), e13708 (2022).
  19. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: Cochlear nerve degeneration after "temporary" noise-induced hearing loss. J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  20. Hickman, T. T., Smalt, C., Bobrow, J., Quatieri, T., Liberman, M. C. Blast-induced cochlear synaptopathy in chinchillas. Sci Rep. 8 (1), 10740 (2018).
  21. Jiang, S., Sanders, S., Gan, R. Z. Hearing protection and damage mitigation in chinchillas exposed to repeated low-intensity blasts. Hear Res. 429, 108703 (2023).
  22. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: Insights from shock-wave research. J Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  23. Wu, P. Z., Liberman, M. C. Age-related stereocilia pathology in the human cochlea. Hear Res. 422, 108551 (2022).
  24. Kurabi, A., Keithley, E. M., Housley, G. D., Ryan, A. F., Wong, A. C. Cellular mechanisms of noise-induced hearing loss. Hear Res. 349, 129-137 (2017).
  25. Kim, J., Xia, A., Grillet, N., Applegate, B. E., Oghalai, J. S. Osmotic stabilization prevents cochlear synaptopathy after blast trauma. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (21), E4853-E4860 (2018).
  26. Hu, N., Rutherford, M. A., Green, S. H. Protection of cochlear synapses from noise-induced excitotoxic trauma by blockade of ca(2+)-permeable ampa receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (7), 3828-3838 (2020).
  27. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, e03564 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

205

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved