JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

במאמר זה אנו מתארים פרוטוקולים ניסיוניים ליצירת מודל חייתי של פגיעת שבלול כתוצאה מפיצוץ באמצעות גל הלם המושרה בלייזר (LISW). חשיפה של העצם הטמפורלית ל- LISW מאפשרת רבייה של פתופיזיולוגיה שבלולית הנגרמת על ידי פיצוץ. מודל בעלי חיים זה יכול להיות פלטפורמה להבהרת פתולוגיה של השבלול ובחינת טיפולים אפשריים לפציעות פיצוץ.

Abstract

האוזן היא האיבר הרגיש ביותר ללחץ יתר של פיצוץ, ופציעות שבלול מתרחשות לעתים קרובות לאחר חשיפה לפיצוץ. חשיפה לפיצוץ עלולה להוביל לליקוי שמיעה תחושתי-עצבי (SNHL), שהוא ליקוי שמיעה בלתי הפיך המשפיע לרעה על איכות החיים. פתולוגיות שבלול מפורטות המושרות על ידי פיצוץ, כגון אובדן תאי שיער, נוירונים של גנגליון ספירלי, סינפסות שבלול ושיבוש של סטריאוציליה, תועדו בעבר. עם זאת, קביעת הידרדרות תחושתי-עצבית של השבלול לאחר פציעת פיצוץ היא מאתגרת מכיוון שבעלי חיים החשופים ללחץ יתר של הדף חווים בדרך כלל ניקוב קרום הטימפאני (TMP), הגורם לאובדן שמיעה הולכתי במקביל. כדי להעריך תפקוד לקוי של שבלול תחושתי-עצבי טהור, פיתחנו מודל ניסיוני בבעלי חיים של פגיעה בשבלול כתוצאה מפיצוץ באמצעות גל הלם המושרה על-ידי לייזר. שיטה זו מונעת TMP ופגיעות מערכתיות נלוות ומשחזרת את הירידה התפקודית ברכיב SNHL באופן תלוי אנרגיה לאחר חשיפה ל- LISW. מודל בעלי חיים זה יכול להיות פלטפורמה להבהרת המנגנונים הפתולוגיים ובחינת טיפולים אפשריים לתפקוד לקוי של השבלול כתוצאה מפיצוץ.

Introduction

ליקוי שמיעה וטינטון הם בין הלקויות השכיחות ביותר, המדווחות אצל עד 62% מהחיילים המשוחררים1. מספר סיבוכים שמיעתיים הנגרמים כתוצאה מפיצוץ, כולל ליקוי שמיעה תחושתי-עצבי (SNHL) וניקוב קרום הטימפאני (TMP), דווחו בקרב אנשים שנחשפו ללחץ יתר של הדף2. יתר על כן, מחקרים על אנשים שנחשפו לפיצוצים מצביעים על כך שחשיפה לפיצוץ גורמת לעתים קרובות לפגמים ברזולוציה הרקתית השמיעתית, גם כאשר ספי השמיעה נמצאים בטווח התקין, מה שמכונה "ליקוי שמיעה נסתר (HHL)"3. זה מבוסס היטב כי יש אובדן משמעותי של סינפסות שבלול בין תאי שיער פנימיים (IHCs) ונוירונים שמיעתיים (ANs) בפתולוגיה של שבלול הקשור לפיצוץ4. ניוון סינפטי גורם לעיבוד שמיעתי לקוי והוא גורם תורם מרכזי בהתפתחות HHL5. לפיכך, איברי השמיעה הם רכיבים שבירים המכילים מבנים מורכבים ומאורגנים מאוד. עם זאת, המנגנון המדויק שבאמצעותו גלי הדף משפיעים על האוזן הפנימית ברמה התאית עדיין אינו ברור. הסיבה לכך היא האתגרים בשכפול המורכבויות הקליניות והמכאניות המדויקות של פציעות פיצוץ בסביבות מעבדה והמורכבות של פתולוגיות שבלול הנגרמות על ידי פיצוץ.

המרכיב העיקרי של פגיעת הדף הוא גל ההלם (SW), המאופיין בעלייה מהירה וגבוהה בלחץ שיא6. המורכבות של פציעות הדף נחקרה בהרחבה במחקרים רטרוספקטיביים רבים 7,8,9. ישנם מכשירים שונים ליצירת פיצוץ, כגון גז דחוס10, צינורות הלם11, וחומרי נפץ קטנים12, ברמות לחץ שונות. צורת גל הלחץ של SW שנוצרה על ידי מכשירים שפותחו לאחרונה דמתה מאוד לזו של פיצוץ אמיתי. רעיון חשוב בביסוס מודל חייתי של ליקוי שמיעה תחושתי-עצבי כתוצאה מפיצוץ הוא למזער פציעות נלוות, מלבד נזק שמיעתי, כדי להפחית את מותם של בעלי חיים. לפיכך, פותחו מחקרי פגיעות הדף בהם צינורות הלם מוזערו וניתן לשלוט במדויק בתפוקה כך שבעלי חיים חשופים כמעט ולא ימותו. עם זאת, למרות שמודלים אלה של בעלי חיים מפתחים בדרך כלל סיבוכים, כגון TMP, קשה להעריך את תפקוד השבלול בגלל ליקוי שמיעה הולכתי בו-זמני2. בעבר ביצענו מחקר בבעלי חיים מוגנים על אוזניים על פגיעות הדף באמצעות אטמי אוזניים ולא מצאנו שכיחות של TMP13. אטמי האוזניים יכולים להחליש חלקית נזק שבלול חמור, אך לא ניוון עצבי שמיעתי מרכזי או התפתחות טינטון. לכן, אטמי אוזניים להגן על השבלול, כמו גם את קרום הטימפאן. עם זאת, נדרש מודל של בעלי חיים של נזק שבלול טהור הנגרם על ידי פיצוץ ללא TMP כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה של השבלול הנגרמת על-ידי פציעות פיצוץ.

בעבר פיתחנו מודל מקומי של פגיעת הדף של האוזן הפנימית בחולדות ובעכברים באמצעות גל הלם המושרה בלייזר (LISW)14,15. שיטה זו יכולה להתבצע בבטחה ובקלות ברמת מעבדה סטנדרטית ושימשה ליצירת מודלים של פגיעות ריאה והדף ראש16,17. ניתן לכוונן את האנרגיה של LISW על ידי שינוי סוג הלייזר והעוצמה, מה שמאפשר שליטה על מידת הנזק לשבלול. מודל פציעות השבלול המושרה על ידי LISW הוא בעל ערך לחקר המנגנונים של SNHL הנגרמים על ידי פציעות הדף וחקירת טיפולים פוטנציאליים. במחקר זה, אנו מתארים פרוטוקולים ניסיוניים מפורטים ליצירת מודל עכברי של נזק שבלול הנגרם כתוצאה מפיצוץ באמצעות LISW ומדגימים ניוון שבלול, כולל אובדן תאי שיער (HCs), סינפסות שבלול ונוירוני גנגליון ספירליים (SGNs), באופן תלוי אנרגיה בעכברים לאחר חשיפה ל-LISW.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

כל הליכי הניסוי אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של המכללה הרפואית להגנה לאומית (אישור #18050) ובוצעו בהתאם להנחיות המכונים הלאומיים לבריאות ומשרד החינוך, התרבות, הספורט, המדע והטכנולוגיה של יפן. נעשו כל המאמצים למזער את מספר בעלי החיים ואת סבלם.

1. בעלי חיים

  1. השתמש בעכברי CBA/J זכרים בני 8 שבועות כדי לעקוב אחר פרוטוקול זה. לפני הניסוי, העבירו את העכברים לבדיקת תפקוד שמיעה ותצפית אנדוסקופית על קרום הטימפאני כדי להבטיח תקינות.
  2. חלקו 27 עכברי CBA/J לשלוש קבוצות: (1) 2.0 J/cm2 קבוצה חשופה (n = 9 עכברים); (2) 2.25 J/cm2 קבוצה חשופה (n = 9 עכברים); ו-(3) 2.5 J/cm2 קבוצה חשופה (n = 9 עכברים). הסר את כל האוזניים להערכה חודש לאחר החשיפה ל- LISW.

2. הגדרות ניסיוניות של חשיפה ל- LISW

  1. מטרת הלייזר היא דיסק גומי שחור טבעי, בקוטר 10 מ"מ ובעובי 0.5 מ"מ. כדי להגביר את דחף LISW, השתמש בדבק ריתוך שרף אקרילי כדי לחבר יריעת פוליאתילן טרפתאלט (PET) בעובי 1.0 מ"מ לחלק העליון של אזור המטרה. הקרינו לייזר 532 ננומטר Q-switched Nd: YAG כדי ליצור את ה-LISW מאחורי המטרה (איור 1A).
  2. מקדו את פולס הלייזר עם עדשה פלאנו קמורה לנקודה בקוטר 3.0 מ"מ על מטרת הלייזר.
  3. השתמש בקרינת LISW כדי ליצור פלזמה במשטח המליטה של שני החומרים ולאדות את הגומי (אבלציה בתיווך פלזמה), תוך השארת גומי מאדה בחלל.
  4. השתמש בהידרופון כדי למדוד את גל הלחץ של LISW ב -1.0 מ"מ מתחת למים, לא ברקמה חיה. הניחו הידרופון סיב אופטי בקוטר 0.25 מ"מ מתחת לגומי השחור 1.0 מ"מ מתחת לפני המים כדי להקליט את צורות הגל של לחץ LISW ולמדוד אותן באמצעות אוסצילוסקופ דיגיטלי.
    הערה: צורות גלי הלחץ הראו מאפיינים יציבים עם לחץ מרבי ודחף דומים כפי שמוצג באיור 1B.
  5. בצע את כל ההליכים בבעלי חיים בהרדמה כללית באמצעות זריקות intraperitoneal של 1 מ"ג / ק"ג medetomidine hydrochloride ו 75 מ"ג / ק"ג קטמין. החל משחה אופתלמית על שתי העיניים של העכבר כדי למנוע התייבשות ולספק תמיכה בחום.
  6. יש לגלח בזהירות את האזורים הפוסטאוריקולריים כדי להימנע משמירה על האוויר הכלוא בפרווה. קבע את העכברים על צלחת ומקם את האזורים postauricular באזור המוקד של LISW בכיוון אנכי כלפי מעלה.
  7. חבר מטרת גומי שחורה באופן מלעורי לאזור האחורי של אוזן העכבר. כדי להבטיח התאמת עכבה אקוסטית, השתמש בג'ל מוליך אולטרסאונד בין מטרת הלייזר לבין פני העור.
  8. יש למרוח פולס LISW יחיד על השבלול דרך העצם הרקתית. הגדר את היציאות של פולסי הלייזר לשלוש צפיפויות אנרגיה: 2.0 J/cm2 , 2.25 J/cm2 ו-2.5 J/cm2.

3. בדיקת תפקוד שבלול

הערה: בדיקות תגובה שמיעתית בגזע המוח (ABR) בוצעו כפי שדווח בעבר14,15.

  1. בצע את מדידת ABR יום אחד לפני ויום אחד וחודש לאחר החשיפה ל- LISW.
  2. ABR הוא פוטנציאל שמיעתי מעורר בתגובה לגירויים שמיעתיים והוא משמש בדרך כלל להערכת ספי שמיעה בארבעה תדרים (12.0 קילוהרץ, 16.0 קילוהרץ, 20.0 קילוהרץ ו-24.0 קילוהרץ).
  3. הציגו את צליל הגירוי מעל אוזנייה קטנה ומדדו את רמת לחץ הקול ליד קרום הטימפאני של העכבר באמצעות מיקרופון קטן הממוקם ליד האוזנייה. פלט גירויי פרץ ממחולל קול במהירות של 37 מחזורים לשנייה והגבר את לחץ הקול מרמת לחץ קול של 20 dB (SPL) ל- 80 dB SPL בשלבי SPL של 5 dB.
  4. הכנס אלקטרודת מחט נירוסטה להקלטת אלקטרואנצפלוגרם מתחת לתעלת האוזן והאזור הקדמי של האוזן והכנס אלקטרודה קרקעית מתחת לאזור הקאודלי של הזנב.
  5. הערך את פונקציות השבלול על-ידי מדידת משרעת שיא ABR I (P1). נתח באופן אוטומטי את צורות הגל של ABR ביחס לספי השמיעה ולמשרעת ABR P1 באמצעות תוכנת ניתוח שיא ABR כפי שדווח קודם לכן18.
  6. חשב את שינויי הסף של ABR על ידי הפחתת הספים המתקבלים לפני החשיפה. השוו את שינויי הסף של ABR בשלוש הקבוצות החשופות לאלה של האוזניים הנגדיות הלא חשופות (ביקורת). מדוד אמפליטודות ABR באמצעות צורת גל ABR במהלך גירוי SPL של 80 dB.

4. הערכה היסטולוגית

הערה: הערכה היסטולוגית בוצעה כמתוארלעיל 14,15.

  1. HCs וסינפסה שבלול
    1. בצע את הבדיקה הפתולוגית של השבלול חודש לאחר החשיפה ל- LISW.
    2. יש לוודא את עומק ההרדמה באמצעות צביטת בוהן לפני הזילוח. לאחר hemoperfusion עם פתרון רינגר הנקה, לבצע זילוח transcardiac עם 1 מ"ל / גרם של 4% paraformaldehyde (PFA). לאחר עריפת הראש, יש להסיר את השבלול ולנקב ישירות עם 4% PFA, ולאחר מכן קיבוע ב-4°C למשך הלילה.
    3. לאחר הקיבוע, יש לרוקן את השבלול על ידי ניעור תמיסת חומצה אתילאנדיאמין טטראצטית (EDTA) 0.5mol/L למשך יומיים.
    4. חלקו את השבלול נטול המינרלים לארבעה חלקים. לאחר הקפאת כל פיסת שבלול על קרח יבש למשך 10 דקות, בצעו חסימה בטמפרטורת החדר למשך שעה אחת בסרום סוס רגיל 5% פשוט מצומד עם 0.3% טריטון X לחדירה.
    5. יש להשתמש בנוגדנים אנטי-מיוזין 7a (Myo7A), חלבון קושר אנטי-C-terminal (CtBP2) ונוגדנים נגד נוירופילמנט (NF) כנוגדנים ראשוניים ומודגרים ב-37°C למשך הלילה. השתמשו בנוגדנים Myo7A, CtBP2 ו-NF כדי להעריך HCs, סרטים קדם-סינפטיים וסיבי עצב שבלול, בהתאמה.
    6. יש לשטוף את הנוגדן הראשוני הבלתי קשור במי מלח חוצצי פוספט (PBS) למשך 5X3 דקות. לדגור את הדגימות עם נוגדנים משניים המתאימים ב 37 ° C במשך 2 שעות. לאחר הצביעה, שטפו את הדגימות במשך 3 x 5 דקות עם PBS, ועטפו את הדגימות על זכוכית המגלשה עם מעטפת מסיסה במים באמצעות זכוכית כיסוי.
    7. לצורך הערכה, רכשו את התמונה המלאה של השבלול (מחולקת לארבעה חלקים) בהגדלה של פי 10, וחשבו את מפת תדרי השבלול באמצעות תוסף תוכנת ImageJ שאליו הפניה כדי למקם במדויק את אזורי השבלול הספציפיים בתדרים 12.0 kHz, 16.0 kHz, 20.0 kHz ו-24.0 kHz.
    8. חשב את שיעורי ההישרדות של HC ואת מספר הסינפסות בכל תדר.
      1. כדי לחשב את שיעורי ההישרדות של HC, ספרו את מספרי HCs ששרדו וחסרים לכל אורך של 200 מיקרומטר בכל תדר, וחשבו את שיעור ההישרדות של HCs באמצעות משוואה (1) המוצגת להלן:
        שיעור הישרדות HC (%) = (מספר HCs ששרדו / מספר HCs ששרדו ונעדרים) × 100 (1)
      2. כדי לחשב את מספר הסינפסות, קבל תמונות z-stack ברזולוציה גבוהה של אזור HC הפנימי באמצעות עדשת אובייקט טבילת שמן (63×) עם זום דיגיטלי 3.1x וגודל צעד של 0.25 מיקרומטר תחת מיקרוסקופ פלואורסצנטי קונפוקלי. ייבאו את אוספי התמונות ל-ImageJ, וספרו אוטומטית את ה-CtBP2 puncta לכל IHC בטווח של 50 מיקרומטר בכל ערימת תמונות. חשב את שיעור ההישרדות של הסרטים הסינפטיים באמצעות משוואה (2):
        שיעור הישרדות סרטים סינפטיים (%) = (מספר הסרטים הסינפטיים באוזניים חשופות LISW / מספר הסרטים הסינפטיים באוזני ביקורת) × 100 (2)
    9. לסריקת מיקרוסקופ אלקטרונים (SEM), הסירו את השבלול, כפי שתואר קודם לכן, ולאחר מכן תקנו עם 2% PFA ו-2.5% גלוטראלדהיד יחד בטמפרטורה של 4°C למשך הלילה. לאחר הסרת ההסתיידות של השבלול על ידי ניעור תמיסת EDTA של 0.5mol/L בטמפרטורה של 4°C למשך 7 ימים, חתכו את השבלול לארבע חתיכות להכנת הרכבה מלאה.
    10. תקן את הרקמות עם 1% אוסמיום טטרוקסיד ב 4 ° C במשך 30 דקות, לייבש אתנול 50% בטמפרטורת החדר במשך 10 דקות, לחזור על הפעולה עם 70%, 80%, 95%, ולאחר מכן 100% אתנול, ציפוי sputter עם אוסמיום, ולבדוק תחת מיקרוסקופ אלקטרונים ב 5.0 kV, כפי שדווח קודם14.
    11. בצע ניתוח כמותי של הפרעות צרור סטריאוציליות בתאי שיער חיצוניים (OHC) על ידי חישוב היחס בין סטריאוסיליה משובשת (מספר סטריאוסיליה OHC משובשת / המספר הכולל של סטריאוסיליה OHC) בכל קבוצת אנרגיה באמצעות תמונות SEM14. ספור את מספר הסטריאוסיליה לכל 100 מיקרומטר במרכז אזורי 16.0 ו- 24.0 קילוהרץ. הגדר שורה אחת או יותר של צרורות OHC המכופפים כלפי הצד הצידי, סבוכים או חסרים את בסיסם כמשובשים.
  2. SGNs
    1. כדי להעריך כמותית את מספר ה- SGNs בחודש אחד לאחר החשיפה ל- LISW, בצע זילוח לבבי עם 4% PBS, ערוף ראש, הסר את השבלול ובצע קיבוע אחורי באותם תנאים שתוארו לעיל. בטל את החישוב של השבלול ב- 0.5 M EDTA למשך שבוע אחד.
    2. לאחר ההסתיידות, טובלים את השבלול ב-30% סוכרוז למשך הלילה, מטמיעים אותם בתרכובת ההקפאה, מקפיאים בחנקן נוזלי להכנת קטעים ליד תעלת רוזנטל בעובי של 15 מיקרומטר, מכתימים בהמטוקסילין ובאאוזין, וצופים בהם תחת מיקרוסקופ אור14.
    3. למדידת צפיפות SGN, ספרו את מספר ה-SGNs בסיבוב האמצעי של תעלת רוזנטל וחשבו את הישרדות SGN לכל בקרה.

5. ניתוח סטטיסטי

  1. בצע ניתוחים סטטיסטיים באמצעות התוכנה הנבחרת.
  2. ניתוח הבדלים סטטיסטיים בהסטת סף ABR, HC, SGN וספירות סינפטיות באמצעות מדידות חוזרות דו-כיווניות ANOVA ["תדירות או חלקי שבלול (אפיקלי/אמצעי/בסיס)" ×"קבוצות בעלי חיים"], ניתוח דו-כיווני של שונות (ANOVA), ואחריו מבחן השוואה מרובה של Tukey לאחר הוק.
  3. הצג את כל הנתונים כממוצע ± שגיאת תקן והגדר את רמת המובהקות הסטטיסטית על p < 0.05.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

צורת גל LISW
יכולת השחזור של צורת גל הלחץ LISW נמדדה פי 5 ב- 2.0 J/cm2 כדלקמן. צורות הגל היו בדרך כלל דומות ויציבות והראו עלייה חדה עם רוחב הזמן, לחץ שיא ודחף של 0.43±0.4 μs, 92.1 ± 6.8 MPa ו-14.1 ± 1.9 Pa∙s (חציון ± SD), אשר מתאים למאפייני SW (איור 1B). LISWs מאופיינים בזמן ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

מחקר זה נועד לאמת מודל עכברי של נזק שבלול הנגרם על ידי פיצוץ באמצעות LISW. הממצאים שלנו הראו כי לאחר יישום LISW דרך העצם הרקתית, אוזן העכברים החשופה הראתה ירידה פתולוגית ופיזיולוגית עקבית בשבלול, אשר לוותה בעלייה בלחץ היתר של LISW. תוצאות אלה מצביעות על כך שמודל עכבר זה מתאים לש...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

המחברים מצהירים כי אין להם ניגודי עניינים.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי שני מענקים מ- JSPS KAKENHI (מספרי מענק 21K09573 (K.M.) ו- 23K15901 (T.K.)).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
532 nm Q-switched Nd:YAG laser QuantelBrilliant b
ABR peak analysis softwareMass Eye and EarN/AEPL Cochlear Function Test Suite
Acrylic resin welding adhesive Acrysunday Co., LtdN/A
confocal fluorescence microscopyLeicaTCS SP8
cryosectioning compoundSakuraTissue-Tek O.C.T
CtBP2 antibodyBD Transduction#612044
Dielectric multilayer mirrorsSIGMAKOKI CO.,LTDTFMHP-50C08-532M1-M3
Digital oscilloscopeTektronixDPO4104B
EarphoneCUICDMG15008-03A
HydrophoneRP acoustics e.K.FOPH2000
Image J software plug-inNIHmeasurement linehttps://myfiles.meei.harvard.edu/xythoswfs/webui/_xy-e693768_1-t_wC4oKeBD
Light microscopeKeyence CorporationBZ-X700
Myosin 7A antibodyProteus Biosciences#25–6790 
Neurofilament antibodySigma#AB5539
Plano-convex lensSIGMAKOKI CO.,LTDSLSQ-30-200PM
Prism softwareGraphPadN/Aver.8.2.1
Scanning electron microscopeJEOL LtdJSM-6340F
Small digital endoscopeAVS Co. LtdAE-C1
Ultrasonic jellyHitachi Aloka MedicalN/A
Variable attenuatorShowa Optronics Co.N/ACurrenly avaiable successor: KYOCERA SOC Corporation, RWH-532HP II
Water-soluble encapsulant Dako#S1964

References

  1. Arun, P., et al. Blast exposure causes long-term degeneration of neuronal cytoskeletal elements in the cochlear nucleus: A potential mechanism for chronic auditory dysfunctions. Front Neurol. 12, 652190(2021).
  2. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Shiotani, A. Correlation of blast-induced tympanic membrane perforation with peripheral cochlear synaptopathy. J Neurotrauma. 39 (13-14), 999-1009 (2022).
  3. Liberman, M. C., Epstein, M. J., Cleveland, S. S., Wang, H., Maison, S. F. Toward a differential diagnosis of hidden hearing loss in humans. PLoS One. 11 (9), e0162726(2016).
  4. Koizumi, Y., et al. Y-27632, a rock inhibitor, improved laser-induced shock wave (lisw)-induced cochlear synaptopathy in mice. Mol Brain. 14 (1), 105(2021).
  5. Parthasarathy, A., Kujawa, S. G. Synaptopathy in the aging cochlea: Characterizing early-neural deficits in auditory temporal envelope processing. J Neurosci. 38 (32), 7108-7119 (2018).
  6. Kurioka, T., et al. Characteristics of laser-induced shock wave injury to the inner ear of rats. J Biomed Opt. 19 (12), 125001(2014).
  7. Paik, C. B., Pei, M., Oghalai, J. S. Review of blast noise and the auditory system. Hear Res. 425, 108459(2022).
  8. Bryden, D. W., Tilghman, J. I., Hinds, S. R. Blast-related traumatic brain injury: Current concepts and research considerations. J Exp Neurosci. 13, 1179069519872213(2019).
  9. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  10. Shao, N., et al. Central and peripheral auditory abnormalities in chinchilla animal model of blast-injury. Hear Res. 407, 108273(2021).
  11. Ou, Y., et al. Traumatic brain injury induced by exposure to blast overpressure via ear canal. Neural Regen Res. 17 (1), 115-121 (2022).
  12. Cho, S. I., et al. Mechanisms of hearing loss after blast injury to the ear. PLoS One. 8 (7), e67618(2013).
  13. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Kobayashi, Y., Shiotani, A. Blast-induced central auditory neurodegeneration affects tinnitus development regardless of peripheral cochlear damage. J Neurotrauma. , (2023).
  14. Niwa, K., et al. Pathophysiology of the inner ear after blast injury caused by laser-induced shock wave. Sci Rep. 6, 31754(2016).
  15. Kimura, E., et al. Effect of shock wave power spectrum on the inner ear pathophysiology in blast-induced hearing loss. Sci Rep. 11 (1), 14704(2021).
  16. Satoh, Y., et al. Pulmonary blast injury in mice: A novel model for studying blast injury in the laboratory using laser-induced stress waves. Lasers Surg Med. 42 (4), 313-318 (2010).
  17. Kawauchi, S., et al. Effects of isolated and combined exposure of the brain and lungs to a laser-induced shock wave(s) on physiological and neurological responses in rats. J Neurotrauma. 39 (21-22), 1533-1546 (2022).
  18. Cassinotti, L. R., et al. Cochlear neurotrophin-3 overexpression at mid-life prevents age-related inner hair cell synaptopathy and slows age-related hearing loss. Aging Cell. 21 (10), e13708(2022).
  19. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: Cochlear nerve degeneration after "temporary" noise-induced hearing loss. J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  20. Hickman, T. T., Smalt, C., Bobrow, J., Quatieri, T., Liberman, M. C. Blast-induced cochlear synaptopathy in chinchillas. Sci Rep. 8 (1), 10740(2018).
  21. Jiang, S., Sanders, S., Gan, R. Z. Hearing protection and damage mitigation in chinchillas exposed to repeated low-intensity blasts. Hear Res. 429, 108703(2023).
  22. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: Insights from shock-wave research. J Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  23. Wu, P. Z., Liberman, M. C. Age-related stereocilia pathology in the human cochlea. Hear Res. 422, 108551(2022).
  24. Kurabi, A., Keithley, E. M., Housley, G. D., Ryan, A. F., Wong, A. C. Cellular mechanisms of noise-induced hearing loss. Hear Res. 349, 129-137 (2017).
  25. Kim, J., Xia, A., Grillet, N., Applegate, B. E., Oghalai, J. S. Osmotic stabilization prevents cochlear synaptopathy after blast trauma. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (21), E4853-E4860 (2018).
  26. Hu, N., Rutherford, M. A., Green, S. H. Protection of cochlear synapses from noise-induced excitotoxic trauma by blockade of ca(2+)-permeable ampa receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (7), 3828-3838 (2020).
  27. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, e03564(2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

205

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved