JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

توضح هذه المقالة بروتوكولا لتوليد لقاح الفطريات الفطرية الشجرية (AM) للتحقيق في تحمل إجهاد الملح المعزز ب AM في الأرز.

Abstract

الأرز (Oryza sativa L.) هو محصول غذائي حيوي لأكثر من نصف سكان العالم. ومع ذلك ، فإن نموها يتأثر بشدة بالتربة المالحة ، والتي تمثل تحديا كبيرا لإنتاج المحاصيل في جميع أنحاء العالم. ثبت أن الفطريات الفطرية الشكية (AM) ، التي تشكل علاقات تكافلية متبادلة مع أكثر من 90٪ من النباتات الزراعية و 80٪ من أنواع النباتات الأرضية ، تعزز تحمل نباتات الأرز للملوحة فطريات AM هي متعايشات ملزمة لا يمكنها إكمال دورة حياتها بدون جذر مضيف. لذلك ، فإن الاستخدام الفعال للنباتات لإنتاج لقاح فطري AM أمر بالغ الأهمية لدفع البحث في هذا المجال. في هذه الدراسة ، نقدم سلسلة من الطرق القوية التي تبدأ بتوليد لقاح الرمل الذي يحتوي على جراثيم Rhizophagus irregularis باستخدام Allium tuberosum L. تشمل هذه الطرق تلقيح شتلات الأرز باللقاح الرملي ، وتحليل النمط الظاهري لنمو الأرز الفطري ، وتحديد مستويات الاستعمار الفطري باستخدام تلطيخ التريبان الأزرق تحت إجهاد الملح. يمكن لهذه الأساليب أن تولد بكفاءة لقاح فطري AM لمزيد من التحقيق في كيفية تعزيز تعايش AM لتحمل الملوحة للأرز.

Introduction

تعتبر التربة المالحة عقبة كبيرة أمام إنتاج المحاصيل في جميع أنحاء العالم1،2،3. تشير الدراسات الحديثة إلى أن ما يصل إلى 50٪ من الأراضي المزروعة ستتدهور بحلول عام 2050 بسبب التملح4. تسبب التربة المتأثرة بالملح في المقام الأول سمية في النباتات بسبب تراكم أيونات الصوديوم (Na +) والكلوريد (Cl-) في الأنسجة النباتية. هذه الأيونات ، التي تهيمن على التربة المالحة ، هي أيضا الأكثر ضررا للنباتات5،6،7. على سبيل المثال ، يثبط الصوديوم العديد من أنشطة إنزيم العصارة الخلوية8. يؤثر إجهاد الملح أيضا على كفاءة التمثيل الضوئي ويؤدي إلى تغييرات في السمية الأيونية والضغط الاسموزي وبنية جدار الخلية ، مما يؤدي مجتمعة إلى تراكم أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) 9،10،11،12،13.

التعايش الفطري الشجري (AM) هو ارتباط تعايشي داخلي بين فطريات شعبة Glomeromycota وجذور النباتات ، والتي تطورت منذ ما يقرب من 400-450 مليون سنة مع ظهور النباتات البرية المبكرة14،15. يمكن استعمار أكثر من 80٪ من النباتات الوعائية بواسطة فطريات AM16. تعزز هذه العلاقة المتبادلة امتصاص المغذيات النباتية من التربة ، وبالتالي تحسين النمو وتحمل الإجهاد17،18،19،20. على سبيل المثال ، أثناء الإجهاد الملحي ، يمكن لفطريات AM الحفاظ على توازن الأيونات والمساعدة في تعزيز توافر المياه والمغذيات ، والنشاط المضاد للأكسدة ، وكفاءة التمثيل الضوئي ، وإنتاج المستقلب الثانوي للنباتات2،21،22،23. بالإضافة إلى ذلك ، يمنع تعايش AM الامتصاص المفرط ل Na + ونقله من الجذور إلى البراعم ، مما يعزز امتصاص الكاتيونات الأساسية مثل K + و Mg2+ و Ca2+. تزيد هذه العملية من نسبة Mg2 + / Na + أو K + / Na + في النباتات في ظل الظروف المالحة23،24،25،26،27،28،29.

الأرز (Oryza sativa L.) ، وهو محصول غذائي مهم لأكثر من نصف سكان العالم ، ينتمي إلى عائلة Gramineae (Poaceae) وهو شديد التأثر بالإجهاد الملحي30. كما سلطت الدراسات الضوء على دور فطريات AM في تعزيز تحمل إجهاد الملح في الأرز31،32،33. على سبيل المثال ، يعمل فطر AM Claroideoglomus etunicatum على تحسين كفاءة تثبيت ثاني أكسيد الكربونللأرز (Oryza sativa L. cv. Puntal) تحت إجهاد الملح31. علاوة على ذلك ، يتم تعزيز التعبير عن جينات ناقل الأرز الرئيسية المرتبطة بعزل الصوديوم الفراغي وإعادة تدوير Na + من البراعم إلى الجذور في النباتات المستعمرة AM تحت إجهاد الملح32. بالإضافة إلى ذلك ، تظهر نباتات الأرز في المرتفعات الملقحة ب Glomus etunicatum قدرة محسنة على التمثيل الضوئي ، وإنتاج الأسموليت المرتفع ، وتحسين الإمكانات التناضحية ، وزيادة إنتاجية الحبوب في ظل الظروف المالحة33. أظهر بحثنا السابق أيضا أن الأرز الفطري (Oryza sativaL. cv. Nipponbare) أظهر نموا أفضل للبراعم والإنجاب، ونسبة K +/Na + أعلى بشكل ملحوظ في اللقطة، وتحسين قدرة الكسح على أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) بسبب تعايشAM 34. توضح جميع هذه النتائج التأثير الإيجابي للتكافل الإيجابي AM على تحمل الإجهاد الملحي في الأرز من خلال الأساليب الظاهرية. ومع ذلك ، لم يتم نشر الطرق التجريبية في شكل فيديو.

فطريات AM هي متعايشات ملزمة تتطلب جذرا مضيفا لإكمال دورة حياتها ، مما يجعل استخدام النباتات لإنتاج لقاح فطري AM أمرا بالغ الأهمية لتقدم البحث35. يوفر نظام الإنتاج القائم على الركيزة ، حيث تزرع فطريات AM في ركائز مثل الفيرميكوليت أو الرمل ويتم جمع الجراثيم للقاح36 ، حلا فعالا من حيث التكلفة لإنتاج لقاح فطري AM على نطاق واسع. تعتمد كفاءة إنتاج الأبواغ على توافق النبات ونموه ، مما يؤثر على استعمار الفطريات وتكاثرها37،38. ومع ذلك ، غالبا ما تستغرق هذه الطريقة وقتا طويلا ، حيث تستغرق الأساليب التقليدية ما يصل إلى 120 يوما وتنتج إنتاجا منخفضا من الجراثيم. أدت التحسينات الأخيرة إلى تقليل فترة الإنتاج إلى 90 يوما باستخدام الذرة كمصنع مضيف في ظل ظروف إضاءة LED39. ومع ذلك ، يتم تقديم طريقة قوية لتوليد لقاح الرمل الذي يحتوي على جراثيم Rhizophagus irregularis باستخدام Allium tuberosum L. في غضون 10 أسابيع. يمكن استخدام لقاح الرمل هذا لتحليل النمط الظاهري لنمو الأرز الفطري وتحديد مستويات الاستعمار الفطري باستخدام تلطيخ التريبان الأزرق تحت إجهاد الملح. تولد هذه الأساليب بكفاءة لقاح فطري AM لمزيد من التحقيق في كيفية تعزيز تعايش AM لتحمل الملوحة للأرز.

Protocol

تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. توليد لقاح الرمل الذي يحتوي على جراثيم Rhizophagus irregularis باستخدام Allium tuberosum L.

  1. اغسل الرمل بماء الصنبور وقم بتعقيمه.
  2. أضف 2/3 من الرمل إلى إناء (القطر العلوي 14.7 سم ، القطر السفلي 11.5 سم ، الارتفاع 13 سم). أضف 1,000 جراثيم من فطريات AM Rhizophagus irregularis. غطيها بطبقة رقيقة من الرمل. أضف 30 بذرة من الثوم المعمر (Allium tuberosum L.) وقم بتغطية البذور بالرمل.
  3. ازرع الثوم المعمر في الغرفة بدورة نهارا / ليلية 16 ساعة / 8 ساعات عند 23.5 درجة مئوية (55٪ رطوبة نسبية). خلال الأسبوع الأول (أسبوع واحد بعد التلقيح ، wpi) ، قم بتغطية الثوم المعمر بورق الألومينا لحجب الضوء وسقيه ثلاث مرات في الأسبوع.
  4. بدءا من 2 WPI ، قم بتسميد الثوم المعمر مرتين في الأسبوع بمحلول Hoagland نصف القوة سعة 80 مل يحتوي على 25 ميكرومتر KH2PO4. قم بالتسميد مرة واحدة في الأسبوع ب 80 مل من الماء.
  5. بعد 10 أسابيع ، احصد جذور الثوم المعمر لتلوين التريبان الأزرق لتقييم مستوى الاستعمار الفطري. إذا تجاوز مستوى الاستعمار 70٪ ، توقف عن سقي الثوم المعمر حتى يجف الرمل (حوالي 5 أسابيع). ضع كل لقاح الرمل في كيس بلاستيكي واحفظه في الثلاجة على حرارة 4 درجات مئوية.

2. تلطيخ Trypan Blue للتحقق من مستوى الاستعمار الفطري

  1. احتضان قطع الجذر لمدة 30 دقيقة عند >90 درجة مئوية بنسبة 10٪ KOH. قم بإزالة KOH.
  2. شطف قطع الجذر بالماء المقطر المزدوج (ddH2O) ثلاث مرات.
  3. احتضان قطع الجذر ب 0.3 M HCl لمدة 15 دقيقة إلى 2 ساعة. قم بإزالة حمض الهيدروكلوريك.
  4. أضف 1 مل من 0.1٪ تريبان بلو واحتضان العينات لمدة 8 دقائق عند >90 درجة مئوية.
  5. اغسل قطع الجذر بالجلسرين الحمضي بنسبة 50٪. انقل 10 قطع جذر إلى شرائح وأضف قطرة من الجلسرين الحمضي بنسبة 50٪.
  6. أغلق الغطاء وانزلق بطلاء الأظافر.
  7. افحص 10 مجالات رؤية لكل جذر تحت المجهر لتسجيل وجود الهياكل الفطرية. احسب مستوى الاستعمار الفطري كنسبة مئوية.
    ملاحظة: 50٪ جلسرين حمضي: تحضير عن طريق خلط الجلسرين و 0.3 مل حمض الهيدروكلوريك بنسبة 1: 1. 0.1٪ تريبان بلو: قم بإذابة 100 مجم من التريبان الأزرق في خليط من حمض اللاكتيك 2: 1: 1 والجلسرين و ddH2O.

3. تلقيح شتلات الأرز بلقاح الرمل وعلاج إجهاد الملح

  1. قم بإزالة الهيكل (القشرة) من بذور الأرز.
  2. عقم البذور ب 70٪ إيثانول (EtOH) لمدة 4 دقائق و 30 ثانية.
  3. ضع بذور الأرز في أنبوب طرد مركزي. أضف 3٪ مبيض (محضر بدرجة حرارةمعقمة 2O) ورجه لمدة 30 دقيقة.
  4. قم بإزالة المبيض وغسل البذور بدرجة حرارة معقمة2O 3-4 مرات داخل غطاء التدفق الرقائقي.
  5. ازرع البذور في وسط Murashige-Skoog (1/2 MS) نصف القوة يحتوي على 0.8٪ أجار عند 30 درجة مئوية في الظلام لمدة 5 أيام.
  6. قم بزراعة شتلات الأرز بدورة نهارية / ليلية مدتها 12 ساعة عند 30/28 درجة مئوية ورطوبة هواء 70٪ لمدة يومين.
  7. انقل شتلات الأرز إلى أنابيب بلاستيكية تحتوي على رمل معقم. أضف إما عدم وجود لقاح (وهمي) أو 5 مل من لقاح الرمل الذي يحتوي على جراثيم Rhizophagus irregularis (Ri).
  8. سقي نباتات الأرز ب dH2O 7 أيام في الأسبوع للأسبوع الأول بعد التلقيح. قم بتسميد النباتات كل يومين بمحلول هوغلاند نصف القوة يحتوي على 25 ميكرومتر من KH2PO4.
  9. بعد 5 أسابيع من التلقيح (wpi) ، عالج دفعة واحدة ب 150 ملي مولار من كلوريد الصوديوم (حالة ملحية) واترك الدفعة الأخرى بدون كلوريد الصوديوم (حالة غير مالحة).
    1. بالنسبة للحالة غير المالحة ، سقي النباتات بمحلول Hoagland نصف القوة الذي يحتوي على 25 ميكرومتر من KH2PO4 يوم الثلاثاء وبالماء لبقية الأسبوع.
    2. بالنسبة للحالة المالحة ، سقي النباتات بمحلول هوغلاند نصف القوة الذي يحتوي على 25 ميكرومتر من KH2PO4 يوم الثلاثاء ، مع 150 ملي مولار من كلوريد الصوديوم أيام الاثنين والأربعاء والجمعة ، وبالماء لبقية الأسبوع.
  10. عند 8 واطا في البوصة ، احصد النباتات لقياس وزنها الطازج. ضع النباتات في فرن 70 درجة مئوية لمدة يومين لقياس الوزن الجاف. تحليل مستوى الاستعمار الفطري عن طريق تلطيخ التريبان الأزرق.

النتائج

يظهر سير العمل خطوة بخطوة في الشكل 1. في 10 أسابيع بعد التلقيح (wpi) ، لوحظت بوضوح الهياكل الفطرية مثل الحويصلات والجراثيم ، والتي تتميز بالمرحلة المتأخرة والتعايش الAM ، داخل جذور الثوم المعمر (الشكل 2 أ). كانت مستويات الخيوط ...

Discussion

هناك بعض النصائح بخصوص تحضير واستخدام لقاح الرمل. أولا ، من تجربتنا ، يجب أن يكون مستوى استعمار الثوم المعمر أعلى من 70٪ (الشكل 2 ج). خلاف ذلك ، فإن التلقيح التالي على النباتات الأخرى ، مثل الطماطم والأرز ، لن يصل بنجاح إلى أكثر من 50٪ بعد 7 أسابيع من التلقيح (wpi...

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

Acknowledgements

نحن نقدر أن Yun-Hsin Chen أنشأ نظاما للتحقيق في تحمل إجهاد الملح المعزز ب AM في الأرز ، وأنشأ Kai-Chieh Chang النظام لتوليد لقاح الرمل. تم دعم هذا العمل بمنح من المجلس الوطني للعلوم والتكنولوجيا ، تايوان (NSTC 113-2326-B-002 -008 -MY3).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
(NH4)6Mo7O24.4H2OFERAK12054-85-2half-strength Hoagland solution
BleachGaulixGaulix-2108rice sterilization 
Ca(NO3)2.4H2OSigma13477-34-4half-strength Hoagland solution
CuSO4.5H2OSigma7758-99-8half-strength Hoagland solution
EtOHHoneywell67-63-0rice sterilization 
Fe-citrateSigma3522-50-7half-strength Hoagland solution
Garlic chives seedsKNOWN-YOU SEED Co., LTD.V-015Allium tuberosum L. seeds
GlycerolJ.T.Baker56-81-5Trypan blue staining
HClSigma7647-01-0Trypan blue staining
KClMerck 7447-40-7half-strength Hoagland solution
KH2PO4Merck7646-93-7half-strength Hoagland solution
KNO3Avantor7757-79-1half-strength Hoagland solution
KOHHoneywell1310-58-3Trypan blue staining
Lactic acidSigma50-81-7Trypan blue staining
MgSO4.7H2OSigma10034-99-8half-strength Hoagland solution
MnSO4.H2OHoneywell10034-96-5half-strength Hoagland solution
MS saltsPhytoTechM404half-strength Murashige–Skoog (1/2 MS) medium
Na2B4O7.10H2OSigma1330-43-4half-strength Hoagland solution
NaClBioshop7647-14-5salt stress treatment
NaOHJ.T.Baker1310-73-2half-strength Murashige–Skoog (1/2 MS) medium
Rhizophagus irregularis sporePremier TechL-ASP-AAM fungal spore (MycoriseASP, Premier Tech, Rivière-du-Loup, Québec, Canada )
SucroseBioshop57-50-1half-strength Murashige–Skoog (1/2 MS) medium
Trypan blueSigma72-57-1Trypan blue staining
ZnSO4.7H2OAvantor7446-20-0half-strength Hoagland solution

References

  1. Flowers, T., Yeo, 6. Breeding for salinity resistance in crop plants: Where next. Funct Plant Biol. 22 (6), 875-884 (1995).
  2. Porcel, R., Aroca, R., Ruiz-Lozano, J. M. Salinity stress alleviation using arbuscular mycorrhizal fungi: A review. Agron Sustain Dev. 32, 181-200 (2012).
  3. Mukhopadhyay, R., Sarkar, B., Jat, H. S., Sharma, P. C., Bolan, N. S. Soil salinity under climate change: Challenges for sustainable agriculture and food security. J Environ Manage. 15 (280), 111736 (2021).
  4. Hossain, M. S. Present scenario of global salt-affected soils, its management and importance of salinity research. Int. Res J Biol Sci. 1, 1-3 (2019).
  5. Hualpa-Ramirez, E., et al. Stress salinity in plants: New strategies to cope with in the foreseeable scenario. Plant Physiol Biochem. 208, 108507 (2024).
  6. Hussain, S., et al. Effects of salt stress on rice growth, development characteristics, and the regulating ways: A review. J Integr Agric. 16, 2357-2374 (2017).
  7. Tavakkoli, E., Fatehi, F., Coventry, S., Rengasamy, P., Mcdonald, G. K. Additive effects of Na+ and Cl- ions on barley growth under salinity stress. J Exp Biol. 62 (6), 2189-2203 (2011).
  8. Flowers, T., Troke, P., Yeo, A. The mechanism of salt tolerance in halophytes. Annu Rev Plant Physiol. 28 (1), 89-121 (1977).
  9. Shomer, I., Novacky, A. J., Pike, S. M., Yermiyahu, U., Kinraide, T. B. Electrical potentials of plant cell walls in response to the ionic environment. Plant Physiol. 133 (1), 411-422 (2003).
  10. Sudhir, P., Murthy, S. Effects of salt stress on basic processes of photosynthesis. Photosynthetica. 42 (2), 481-486 (2004).
  11. Sharma, P., Jha, A. B., Dubey, R. S., Pessarakli, M. Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. J Bot. 2012, 217037 (2012).
  12. Singh, M., Kumar, J., Singh, V., Prasad, S. Proline and salinity tolerance in plants. Biochem. Pharmacol. 3, e170 (2014).
  13. Atta, K., et al. Impacts of salinity stress on crop plants: Improving salt tolerance through genetic and molecular dissection. Front. Plant Sci. 14, 1241736 (2023).
  14. Remy, W., Taylor, T. N., Hass, H., Kerp, H. Four hundred-million-year-old vesicular arbuscular mycorrhizae. Proc Natl Acad Sci USA. 91. 91, 11841-11843 (1994).
  15. Redecker, D., Kodner, R., Graham, L. E. Glomalean fungi from the Ordovician. Science. 289 (5486), 1920-1921 (2000).
  16. Harley, J., Smith, S. . Mycorrhizal symbiosis. , (1983).
  17. Porras-Soriano, A., Soriano-Martin, M. L., Porras-Piedra, A., Azcon, R. Arbuscular mycorrhizal fungi increased growth, nutrient uptake and tolerance to salinity in olive trees under nursery conditions. J Plant Physiol. 166, 1350-1359 (2009).
  18. Kapoor, R., Evelin, H., Mathur, P., Giri, B. . Plant acclimation to environmental stress. , 359-401 (2013).
  19. Rivero, J., Ñlvarez, D., Flors, V., Azcón-Aguilar, C., Pozo, M. J. Root metabolic plasticity underlies functional diversity in mycorrhiza-enhanced stress tolerance in tomato. New Phytol. 220 (4), 1322-1336 (2018).
  20. Begum, N., et al. Role of arbuscular mycorrhizal fungi in plant growth regulation: Implications in abiotic stress tolerance. Front. Plant Sci. 19 (10), 1068 (2019).
  21. Evelin, H., Kapoor, R. Arbuscular mycorrhizal symbiosis modulates antioxidant response in salt-stressed Trigonella foenum-graecum plants. Mycorrhiza. 24 (3), 197-208 (2014).
  22. Sarwat, M., et al. Mitigation of NaCl stress by arbuscular mycorrhizal fungi through the modulation of osmolytes, antioxidants and secondary metabolites in mustard (Brassica juncea L.) plants. Front Plant Sci. 7, 869 (2016).
  23. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S. R. K. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: Current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 12 (10), 470 (2019).
  24. Kapoor Giri, R., Mukerji, K. Influence of arbuscular mycorrhizal fungi and salinity on growth, biomass, and mineral nutrition of Acacia auriculiformis. Biol Fertility Soils. 38 (3), 170-175 (2003).
  25. Giri Mukerji, K. G. Mycorrhizal inoculant alleviates salt stress in Sesbania aegyptiaca and Sesbania grandiflora under field conditions: Evidence for reduced sodium and improved magnesium uptake. Mycorrhiza. 14 (5), 307-312 (2004).
  26. Colla, G., et al. Alleviation of salt stress by arbuscular mycorrhizal in zucchini plants grown at low and high phosphorus concentrations. Biol Fertility Soils. 44 (3), 501-509 (2008).
  27. Hammer, E. C., Nasr, H., Pallon, J., Olsson, P. A., Wallander, H. Elemental composition of arbuscular mycorrhizal fungi at high salinity. Mycorrhiza. 21, 117-129 (2011).
  28. Estrada, B., Aroca, R., Maathuis, F. J., Barea, J. M., Ruiz-Lozano, J. M. Arbuscular mycorrhizal fungi native from a Mediterranean saline area enhance maize tolerance to salinity through improved ion homeostasis. Plant, Cell Environ. 36, 1771-1782 (2013).
  29. Talaat, N. B., Shawky, B. T. Influence of arbuscular mycorrhizae on yield, nutrients, organic solutes, and antioxidant enzymes of two wheat cultivars under salt stress. J Plant Nutr Soil Sci. 174, 283-291 (2011).
  30. Chinnusamy, V., Jagendorf, A., Zhu, J. K. Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop Sci. 45, 437-448 (2005).
  31. Porcel, R., et al. Arbuscular mycorrhizal symbiosis ameliorates the optimum quantum yield of photosystem ii and reduces non-photochemical quenching in rice plants subjected to salt stress. J. Plant Physiol. 1 (185), 75-83 (2015).
  32. Porcel, R., Aroca, R., Azcon, R., Ruiz-Lozano, J. Regulation of cation transporter genes by the arbuscular mycorrhizal symbiosis in rice plants subjected to salinity suggests improved salt tolerance due to reduced Na(+) root-to-shoot distribution. Mycorrhiza. 26 (7), 673-684 (2016).
  33. Tisarum, R., et al. Alleviation of salt stress in upland rice (Oryza sativa L. ssp. Indica cv. Leum pua) using arbuscular mycorrhizal fungi inoculation. Front Plant Sci. 11, 348 (2020).
  34. Hsieh, C., Chen, Y., Chang, K., Yang, S. Transcriptome analysis reveals the mechanisms for mycorrhiza-enhanced salt tolerance in rice. Front Plant Sci. 13, 1072171 (2022).
  35. Roth, R., Paszkowski, U. Plant carbon nourishment of arbuscular mycorrhizal fungi. Curr Opin Plant Biol. 39, 50-56 (2017).
  36. Ijdo, M., Cranenbrouck, S., Declerck, S. Methods for large-scale production of am fungi: Past, present, and future. Mycorrhiza. 21, 1-16 (2011).
  37. Genre, A., Bonfante, P. Building a mycorrhizal cell: How to reach compatibility between plants and arbuscular mycorrhizal fungi. J Plant Interact. 1, 3-13 (2005).
  38. Zuccaro, A., Lahrmann, U., Langen, G. Broad compatibility in fungal root symbioses. Curr Opin Plant Biol. 20, 135-145 (2014).
  39. Kiddee, S., et al. Improving inoculum production of arbuscular mycorrhizal fungi in Zea mays L. Using light-emitting diode (led) technology. Agronomy. 14 (10), 2342 (2024).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

217

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved