JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu makale, pirinçte ile geliştirilmiş tuz stresi toleransını araştırmak için arbusküler mikorizal () mantar aşısı oluşturmak için bir protokolü açıklamaktadır.

Özet

Pirinç (Oryza sativa L.), dünya nüfusunun yarısından fazlası için hayati bir gıda ürünüdür. Bununla birlikte, büyümesi, dünya çapında mahsul üretimi için önemli bir zorluk teşkil eden tuzlu topraklardan ciddi şekilde etkilenir. Tarım bitkilerinin %90'ından fazlası ve karasal bitki türlerinin %80'i ile karşılıklı simbiyotik ilişkiler oluşturan arbusküler mikorizal () mantarların pirinç bitkilerinin tuz toleransını arttırdığı gösterilmiştir. mantarları, bir konak kökü olmadan yaşam döngülerini tamamlayamayan zorunlu simbiyontlardır. Bu nedenle, mantar aşısı üretmek için bitkilerin etkili bir şekilde kullanılması, bu alandaki araştırmaları ilerletmek için çok önemlidir. Bu çalışmada, Allium tuberosum L kullanılarak Rhizophagus irregularis sporları içeren kum aşısı ile başlayan bir dizi sağlam yöntem sunuyoruz. Bu yöntemler arasında pirinç fidelerinin kum aşısı ile aşılanması, mikorizal pirincin büyüme fenotipinin analiz edilmesi ve tuz stresi altında tripan mavisi boyama kullanılarak mantar kolonizasyon seviyelerinin ölçülmesi yer alır. Bu yaklaşımlar, simbiyozunun pirincin tuzluluk toleransını nasıl artırdığına dair daha fazla araştırma için verimli bir şekilde mantar aşısı oluşturabilir.

Giriş

Tuzlu toprak, dünya çapında mahsul üretiminin önünde önemli bir engeldir 1,2,3. Son zamanlarda yapılan çalışmalar, tuzlanma nedeniyle 2050 yılına kadar ekili arazilerin %50'sinin bozulacağını göstermektedir4. Tuzdan etkilenen topraklar öncelikle bitki dokularında sodyum (Na+) ve klorür (Cl-) iyonlarının birikmesi nedeniyle bitkilerde toksisiteye neden olur. Tuzlu topraklara hakim olan bu iyonlar aynı zamanda bitkiler için en zararlı olanlardır 5,6,7. Örneğin, sodyum birçok sitozolik enzim aktivitesini inhibe eder8. Tuz stresi ayrıca fotosentetik verimliliği etkiler ve iyonik toksisite, ozmotik basınç ve hücre duvarı yapısında değişikliklere neden olarak toplu olarak reaktif oksijen türlerinin (ROS) birikimine yol açar9,10,11,12,13.

Arbusküler mikorizal () simbiyozu, Glomeromycota filumunun mantarları ile yaklaşık 400-450 milyon yıl önce erken kara bitkilerinin ortaya çıkmasıyla evrimleşen bitki kökleri arasındaki endosimbiyotik bir ilişkidir14,15. Vasküler bitkilerin% 80'inden fazlası mantarları16 tarafından kolonize edilebilir. Bu karşılıklı ilişki, topraktan bitki besin alımını arttırır, böylece büyüme ve stres toleransını iyileştirir 17,18,19,20. Örneğin, tuz stresi sırasında, mantarları iyon dengesini koruyabilir ve bitkiler için su ve besin mevcudiyetini, antioksidan aktiviteyi, fotosentetik verimliliği ve ikincil metabolit üretimini artırmaya yardımcı olabilir 2,21,22,23. Ek olarak, simbiyozu aşırı Na+ alımını ve köklerden sürgünlere taşınmasını önleyerek K+, Mg2 + ve Ca2 + gibi temel katyonların emilimini teşvik eder. Bu işlem 23,24,25,26,27,28,29 tuzlu koşullar altındaki bitkilerde Mg 2+/Na+ veya K+/Na+ oranını arttırır.

Küresel nüfusun yarısından fazlası için çok önemli bir gıda ürünü olan pirinç (Oryza sativa L.), Gramineae (Poaceae) familyasına aittir ve tuz stresine karşı oldukça hassastır30. Çalışmalar ayrıca mantarlarının pirinçte tuz stresi toleransını artırmadaki rolünü vurgulamıştır 31,32,33. Örneğin, mantarı Claroideoglomus etunicatum, tuz stresi31 altında pirincin (Oryza sativa L. cv. Puntal) CO2 fiksasyon verimliliğini artırır. Ayrıca, vakuolar sodyum sekestrasyonu ve Na+ ile ilişkili anahtar pirinç taşıyıcı genlerin ekspresyonu, tuz stresi altında kolonize bitkilerde sürgünlerden köklere devridaim artar32. Ek olarak, Glomus etunicatum ile aşılanmış yayla pirinç bitkileri, tuzlu koşullar altında gelişmiş fotosentetik kapasite, yüksek ozmolit üretimi, gelişmiş ozmotik potansiyel ve daha yüksek tane verimi sergiler33. Önceki araştırmamız ayrıca mikorizal pirincin (Oryza sativaL. cv. Nipponbare) daha iyi sürgün ve üreme büyümesi, sürgünde belirgin şekilde daha yüksek bir K+/Na+ oranı ve simbiyozu34 nedeniyle gelişmiş reaktif oksijen türleri (ROS) süpürme kapasitesi sergilediğini göstermiştir. Bu bulguların tümü, simbiyozunun fenomik yaklaşımlarla pirinçte tuz stresi toleransı üzerindeki olumlu etkisini göstermektedir. Ancak, deneysel yöntemler video formatında yayınlanmamıştır.

mantarları, yaşam döngülerini tamamlamak için bir konakçı kök gerektiren zorunlu simbiyontlardır ve bu da bitkilerin mantar aşısı üretmek için kullanılmasını araştırma ilerlemesi için çok önemli hale getirir35. mantarlarının vermikülit veya kum gibi substratlarda yetiştirildiği ve sporların aşı36 için toplandığı substrat bazlı bir üretim sistemi, büyük ölçekli mantar aşısı üretimi için uygun maliyetli bir çözüm sunar. Spor üretiminin verimliliği, mantar kolonizasyonunu ve yayılmasını etkileyen bitki uyumluluğuna ve büyümesine bağlıdır37,38. Bununla birlikte, bu yöntem genellikle zaman alıcıdır, geleneksel yaklaşımlar 120 güne kadar sürer ve düşük spor üretimi sağlar. Son gelişmeler, LED ışık koşulları altında ev sahibi bitki olarak mısır kullanılarak üretim süresini 90 güne indirmiştir39. Bununla birlikte, 10 hafta içinde Allium tuberosum L. kullanılarak Rhizophagus irregularis sporları içeren kum inokulum oluşturmak için sağlam bir yöntem sunulmuştur. Bu kum aşısı, mikorizal pirincin büyüme fenotipini analiz etmek ve tuz stresi altında tripan mavisi boyaması kullanarak mantar kolonizasyon seviyelerini ölçmek için kullanılabilir. Bu yaklaşımlar, simbiyozunun pirincin tuzluluk toleransını nasıl artırdığına dair daha fazla araştırma için verimli bir şekilde mantar aşısı oluşturur.

Protokol

Bu çalışmada kullanılan reaktiflerin ve ekipmanların detayları Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Allium tuberosum L kullanılarak Rhizophagus irregularis sporları içeren kum aşısının üretilmesi.

  1. Kumu musluk suyuyla yıkayın ve otoklavlayın.
  2. Kumun 2 / 3'ünü bir tencereye ekleyin (üst çap 14,7 cm, alt çap 11,5 cm, yükseklik 13 cm). 1.000 mantarı Rhizophagus irregularis sporu ekleyin. İnce bir kum tabakası ile örtün. 30 tohum sarımsak frenk soğanı (Allium tuberosum L.) ekleyin ve tohumları kumla kaplayın.
  3. Sarımsak frenk soğanlarını haznede 16 ° C'de (%8 bağıl nem) 23.5 saat / 55 saat gündüz / gece döngüsü ile büyütün. İlk hafta boyunca (aşılamadan 1 hafta sonra, wpi), sarımsak frenk soğanlarını ışığı engellemek için alümina kağıtla örtün ve haftada üç kez sulayın.
  4. 2 wpi'den başlayarak, sarımsak frenk soğanlarını haftada iki kez 25 μM KH2PO4 içeren 80 mL yarı güçlü Hoagland solüsyonu ile gübreleyin. Haftada bir kez 80 mL su ile gübreleyin.
  5. 10 hafta sonra, mantar kolonizasyon seviyesini değerlendirmek için tripan mavisi boyama için sarımsak frenk soğanı köklerini hasat edin. Kolonizasyon seviyesi% 70'i aşarsa, sarımsak frenk soğanı kuruyana kadar (yaklaşık 5 hafta) sulamayı bırakın. Tüm kum aşılarını plastik bir torbaya koyun ve buzdolabında 4 °C'de saklayın.

2. Mantar kolonizasyon seviyesini kontrol etmek için tripan mavisi boyama

  1. Kök parçalarını %10 KOH'da >90 °C'de 30 dakika inkübe edin. KOH'yi çıkarın.
  2. Kök parçalarını çift damıtılmış su (ddH2O) ile üç kez durulayın.
  3. Kök parçalarını 0.3 M HCl ile 15 dakika ila 2 saat inkübe edin. HCl'yi çıkarın.
  4. 1 mL %0.1 tripan mavisi ekleyin ve numuneleri >90 °C'de 8 dakika inkübe edin.
  5. Kök parçalarını% 50 asidik gliserol ile yıkayın. 10 kök parçasını slaytlara aktarın ve bir damla %50 asidik gliserol ekleyin.
  6. Lamelleri kapatın ve oje ile kaydırın.
  7. Mantar yapılarının varlığını kaydetmek için mikroskop altında her kökün 10 görüş alanını inceleyin. Mantar kolonizasyon seviyesini yüzde olarak hesaplayın.
    NOT: %50 asidik gliserol: Gliserol ve 0.3 M HCl'yi 1:1 oranında karıştırarak hazırlayın. % 0.1 tripan mavisi: 100 mg tripan mavisini 2: 1: 1 laktik asit, gliserol ve ddH2O karışımı içinde çözün.

3. Pirinç fidelerinin kum aşısı ile aşılanması ve tuz stresi tedavisi

  1. Pirinç tohumlarının kabuğunu (kabuğunu) çıkarın.
  2. Tohumları %70 etanol (EtOH) ile 4 dakika 30 saniye sterilize edin.
  3. Pirinç tohumlarını bir santrifüj tüpüne yerleştirin. % 3 çamaşır suyu ekleyin (steril dH2O ile hazırlanmış) ve 30 dakika çalkalayın.
  4. Ağartıcıyı çıkarın ve tohumları laminer akış başlığının içinde 3-4 kez steril dH2O ile yıkayın.
  5. Tohumları karanlıkta 30 ° C'de% 0.8 agar içeren yarı güçlü Murashige-Skoog (1/2 MS) ortamında 5 gün boyunca büyütün.
  6. Pirinç fidelerini 12 gün boyunca 30/28 °C'de ve %70 hava neminde 2 saatlik gündüz/gece döngüsü ile büyütün.
  7. Pirinç fidelerini sterilize kum içeren plastik tüplere aktarın. Ya hiç aşı yok (sahte) ya da Rhizophagus irregularis (Ri) sporları içeren 5 mL kum aşısı ekleyin.
  8. Pirinç bitkilerini aşılamadan sonraki ilk hafta boyunca haftada 7 gün dH2O ile sulayın. Bitkileri her iki günde bir 25 μM KH2PO4 içeren yarı güçlü bir Hoagland solüsyonu ile gübreleyin.
  9. Aşılamadan 5 hafta sonra (wpi), bir partiyi 150 mM NaCl (tuzlu durum) ile tedavi edin ve diğer partiyi NaCl (tuzlu olmayan durum) olmadan bırakın.
    1. Tuzlu olmayan durum için, bitkileri Salı günü 25 μM KH2PO4 içeren yarı güçlü Hoagland solüsyonu ile ve haftanın geri kalanında su ile sulayın.
    2. Tuzlu durum için, bitkileri Salı günü 25 μM KH2PO4 içeren yarı güçlü Hoagland solüsyonu ile sulayın, Pazartesi, Çarşamba ve Cuma günleri 150 mM NaCl ile ve haftanın geri kalanında su ile sulayın.
  10. 8 wpi'de, taze ağırlıklarını ölçmek için bitkileri hasat edin. Kuru ağırlığı ölçmek için bitkileri 2 gün boyunca 70 °C'lik bir fırına koyun. Tripan mavisi boyama ile mantar kolonizasyon seviyesini analiz edin.

Sonuçlar

Adım adım iş akışı Şekil 1'de gösterilmiştir. Aşılamadan 10 hafta sonra (wpi), sarımsak frenk soğanı köklerinin içinde geç evre ve simbiyozunun karakteristiği olan veziküller ve sporlar gibi mantar yapıları açıkça gözlenmiştir (Şekil 2A). İntraradikal hif, arbuskül, vezikül, ekstraradikal hifler ve spor seviyeleri sırasıyla %80, %47, %63, %4 ve %1 idi ve bu da sar?...

Tartışmalar

Kum aşısının hazırlanması ve kullanımı ile ilgili birkaç ipucu vardır. İlk olarak, deneyimlerimize göre, sarımsak frenk soğanının kolonizasyon seviyesi %70'in üzerinde olmalıdır (Şekil 2C). Aksi takdirde, domates ve pirinç gibi diğer bitkiler üzerinde yapılan aşağıdaki aşılama, aşılamadan 7 hafta sonra (wpi) başarılı bir şekilde %50'nin üzerine çıkamayacaktır (Şekil 2E). İkinci olarak, ku...

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Yun-Hsin Chen'in pirinçte ile geliştirilmiş tuz stresi toleransını araştırmak için sistemi kurduğunu ve Kai-Chieh Chang'ın kum aşısı oluşturmak için sistemi kurduğunu kabul ediyoruz. Bu çalışma, Tayvan Ulusal Bilim ve Teknoloji Konseyi'nden (NSTC 113-2326-B-002 -008 -MY3) alınan hibelerle desteklenmiştir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
(NH4)6Mo7O24.4H2OFERAK12054-85-2half-strength Hoagland solution
BleachGaulixGaulix-2108rice sterilization 
Ca(NO3)2.4H2OSigma13477-34-4half-strength Hoagland solution
CuSO4.5H2OSigma7758-99-8half-strength Hoagland solution
EtOHHoneywell67-63-0rice sterilization 
Fe-citrateSigma3522-50-7half-strength Hoagland solution
Garlic chives seedsKNOWN-YOU SEED Co., LTD.V-015Allium tuberosum L. seeds
GlycerolJ.T.Baker56-81-5Trypan blue staining
HClSigma7647-01-0Trypan blue staining
KClMerck 7447-40-7half-strength Hoagland solution
KH2PO4Merck7646-93-7half-strength Hoagland solution
KNO3Avantor7757-79-1half-strength Hoagland solution
KOHHoneywell1310-58-3Trypan blue staining
Lactic acidSigma50-81-7Trypan blue staining
MgSO4.7H2OSigma10034-99-8half-strength Hoagland solution
MnSO4.H2OHoneywell10034-96-5half-strength Hoagland solution
MS saltsPhytoTechM404half-strength Murashige–Skoog (1/2 MS) medium
Na2B4O7.10H2OSigma1330-43-4half-strength Hoagland solution
NaClBioshop7647-14-5salt stress treatment
NaOHJ.T.Baker1310-73-2half-strength Murashige–Skoog (1/2 MS) medium
Rhizophagus irregularis sporePremier TechL-ASP-AAM fungal spore (MycoriseASP, Premier Tech, Rivière-du-Loup, Québec, Canada )
SucroseBioshop57-50-1half-strength Murashige–Skoog (1/2 MS) medium
Trypan blueSigma72-57-1Trypan blue staining
ZnSO4.7H2OAvantor7446-20-0half-strength Hoagland solution

Referanslar

  1. Flowers, T., Yeo, 6. Breeding for salinity resistance in crop plants: Where next. Funct Plant Biol. 22 (6), 875-884 (1995).
  2. Porcel, R., Aroca, R., Ruiz-Lozano, J. M. Salinity stress alleviation using arbuscular mycorrhizal fungi: A review. Agron Sustain Dev. 32, 181-200 (2012).
  3. Mukhopadhyay, R., Sarkar, B., Jat, H. S., Sharma, P. C., Bolan, N. S. Soil salinity under climate change: Challenges for sustainable agriculture and food security. J Environ Manage. 15 (280), 111736 (2021).
  4. Hossain, M. S. Present scenario of global salt-affected soils, its management and importance of salinity research. Int. Res J Biol Sci. 1, 1-3 (2019).
  5. Hualpa-Ramirez, E., et al. Stress salinity in plants: New strategies to cope with in the foreseeable scenario. Plant Physiol Biochem. 208, 108507 (2024).
  6. Hussain, S., et al. Effects of salt stress on rice growth, development characteristics, and the regulating ways: A review. J Integr Agric. 16, 2357-2374 (2017).
  7. Tavakkoli, E., Fatehi, F., Coventry, S., Rengasamy, P., Mcdonald, G. K. Additive effects of Na+ and Cl- ions on barley growth under salinity stress. J Exp Biol. 62 (6), 2189-2203 (2011).
  8. Flowers, T., Troke, P., Yeo, A. The mechanism of salt tolerance in halophytes. Annu Rev Plant Physiol. 28 (1), 89-121 (1977).
  9. Shomer, I., Novacky, A. J., Pike, S. M., Yermiyahu, U., Kinraide, T. B. Electrical potentials of plant cell walls in response to the ionic environment. Plant Physiol. 133 (1), 411-422 (2003).
  10. Sudhir, P., Murthy, S. Effects of salt stress on basic processes of photosynthesis. Photosynthetica. 42 (2), 481-486 (2004).
  11. Sharma, P., Jha, A. B., Dubey, R. S., Pessarakli, M. Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. J Bot. 2012, 217037 (2012).
  12. Singh, M., Kumar, J., Singh, V., Prasad, S. Proline and salinity tolerance in plants. Biochem. Pharmacol. 3, e170 (2014).
  13. Atta, K., et al. Impacts of salinity stress on crop plants: Improving salt tolerance through genetic and molecular dissection. Front. Plant Sci. 14, 1241736 (2023).
  14. Remy, W., Taylor, T. N., Hass, H., Kerp, H. Four hundred-million-year-old vesicular arbuscular mycorrhizae. Proc Natl Acad Sci USA. 91. 91, 11841-11843 (1994).
  15. Redecker, D., Kodner, R., Graham, L. E. Glomalean fungi from the Ordovician. Science. 289 (5486), 1920-1921 (2000).
  16. Harley, J., Smith, S. . Mycorrhizal symbiosis. , (1983).
  17. Porras-Soriano, A., Soriano-Martin, M. L., Porras-Piedra, A., Azcon, R. Arbuscular mycorrhizal fungi increased growth, nutrient uptake and tolerance to salinity in olive trees under nursery conditions. J Plant Physiol. 166, 1350-1359 (2009).
  18. Kapoor, R., Evelin, H., Mathur, P., Giri, B. . Plant acclimation to environmental stress. , 359-401 (2013).
  19. Rivero, J., Ñlvarez, D., Flors, V., Azcón-Aguilar, C., Pozo, M. J. Root metabolic plasticity underlies functional diversity in mycorrhiza-enhanced stress tolerance in tomato. New Phytol. 220 (4), 1322-1336 (2018).
  20. Begum, N., et al. Role of arbuscular mycorrhizal fungi in plant growth regulation: Implications in abiotic stress tolerance. Front. Plant Sci. 19 (10), 1068 (2019).
  21. Evelin, H., Kapoor, R. Arbuscular mycorrhizal symbiosis modulates antioxidant response in salt-stressed Trigonella foenum-graecum plants. Mycorrhiza. 24 (3), 197-208 (2014).
  22. Sarwat, M., et al. Mitigation of NaCl stress by arbuscular mycorrhizal fungi through the modulation of osmolytes, antioxidants and secondary metabolites in mustard (Brassica juncea L.) plants. Front Plant Sci. 7, 869 (2016).
  23. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S. R. K. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: Current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 12 (10), 470 (2019).
  24. Kapoor Giri, R., Mukerji, K. Influence of arbuscular mycorrhizal fungi and salinity on growth, biomass, and mineral nutrition of Acacia auriculiformis. Biol Fertility Soils. 38 (3), 170-175 (2003).
  25. Giri Mukerji, K. G. Mycorrhizal inoculant alleviates salt stress in Sesbania aegyptiaca and Sesbania grandiflora under field conditions: Evidence for reduced sodium and improved magnesium uptake. Mycorrhiza. 14 (5), 307-312 (2004).
  26. Colla, G., et al. Alleviation of salt stress by arbuscular mycorrhizal in zucchini plants grown at low and high phosphorus concentrations. Biol Fertility Soils. 44 (3), 501-509 (2008).
  27. Hammer, E. C., Nasr, H., Pallon, J., Olsson, P. A., Wallander, H. Elemental composition of arbuscular mycorrhizal fungi at high salinity. Mycorrhiza. 21, 117-129 (2011).
  28. Estrada, B., Aroca, R., Maathuis, F. J., Barea, J. M., Ruiz-Lozano, J. M. Arbuscular mycorrhizal fungi native from a Mediterranean saline area enhance maize tolerance to salinity through improved ion homeostasis. Plant, Cell Environ. 36, 1771-1782 (2013).
  29. Talaat, N. B., Shawky, B. T. Influence of arbuscular mycorrhizae on yield, nutrients, organic solutes, and antioxidant enzymes of two wheat cultivars under salt stress. J Plant Nutr Soil Sci. 174, 283-291 (2011).
  30. Chinnusamy, V., Jagendorf, A., Zhu, J. K. Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop Sci. 45, 437-448 (2005).
  31. Porcel, R., et al. Arbuscular mycorrhizal symbiosis ameliorates the optimum quantum yield of photosystem ii and reduces non-photochemical quenching in rice plants subjected to salt stress. J. Plant Physiol. 1 (185), 75-83 (2015).
  32. Porcel, R., Aroca, R., Azcon, R., Ruiz-Lozano, J. Regulation of cation transporter genes by the arbuscular mycorrhizal symbiosis in rice plants subjected to salinity suggests improved salt tolerance due to reduced Na(+) root-to-shoot distribution. Mycorrhiza. 26 (7), 673-684 (2016).
  33. Tisarum, R., et al. Alleviation of salt stress in upland rice (Oryza sativa L. ssp. Indica cv. Leum pua) using arbuscular mycorrhizal fungi inoculation. Front Plant Sci. 11, 348 (2020).
  34. Hsieh, C., Chen, Y., Chang, K., Yang, S. Transcriptome analysis reveals the mechanisms for mycorrhiza-enhanced salt tolerance in rice. Front Plant Sci. 13, 1072171 (2022).
  35. Roth, R., Paszkowski, U. Plant carbon nourishment of arbuscular mycorrhizal fungi. Curr Opin Plant Biol. 39, 50-56 (2017).
  36. Ijdo, M., Cranenbrouck, S., Declerck, S. Methods for large-scale production of am fungi: Past, present, and future. Mycorrhiza. 21, 1-16 (2011).
  37. Genre, A., Bonfante, P. Building a mycorrhizal cell: How to reach compatibility between plants and arbuscular mycorrhizal fungi. J Plant Interact. 1, 3-13 (2005).
  38. Zuccaro, A., Lahrmann, U., Langen, G. Broad compatibility in fungal root symbioses. Curr Opin Plant Biol. 20, 135-145 (2014).
  39. Kiddee, S., et al. Improving inoculum production of arbuscular mycorrhizal fungi in Zea mays L. Using light-emitting diode (led) technology. Agronomy. 14 (10), 2342 (2024).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Bo De erSay 217Tuzluluk ToleransPirinOryza SativaRhizophagus IrregularisKar l kl SimbiyozMantar KolonizasyonuKum nokuluAllium tuberosumTuz StresiB y me FenotipiTar msal Bitkiler

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır