JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، يتم تقديم بروتوكول لزرع طعم وعائي مصمم بالأنسجة في الشريان السباتي للفأر باستخدام تقنية الكفة ، مما يوفر نموذجا حيوانيا مناسبا للتحقيق في آليات تجديد أنسجة الأوعية الدموية.

Abstract

كان تطوير الطعوم الوعائية ذات القطر الصغير مسعى عالميا ، حيث ساهمت العديد من المجموعات البحثية في هذا المجال. تلعب التجارب على دورا محوريا في تقييم فعالية وسلامة الطعوم الوعائية ، لا سيما في حالة عدم وجود تطبيقات سريرية. بالمقارنة مع النماذج الحيوانية البديلة ، يوفر نموذج زرع الفأر العديد من المزايا ، بما في ذلك خلفية وراثية محددة جيدا ، وطريقة ناضجة لبناء نموذج المرض ، وإجراء جراحي مباشر. بناء على هذه المزايا ، ابتكرت الدراسة الحالية تقنية بسيطة للكفة لزرع ترقيع الأوعية الدموية المصممة بالأنسجة في الشريان السباتي للفأر. بدأت هذه التقنية بتصنيع طعوم الأوعية الدموية ذات القطر الصغير من بولي كابرولاكتون (PCL ) عن طريق الغزل الكهروستاتيكي ، متبوعا ببذر الضامة على الطعوم من خلال امتصاص التروية. بعد ذلك ، تم زرع الطعوم الوعائية المهندسة بالأنسجة الخلوية في الشريان السباتي للفأر باستخدام تقنية الكفة لتقييم المباحية والقدرة على التجدد. بعد 30 يوما من الزرع في الجسم الحي ، وجد أن سالكية الأوعية الدموية مرضية ، مع وجود دليل على تجديد الأنسجة الجديدة وتشكيل طبقة بطانية داخل تجويف الطعوم. تم تحليل جميع البيانات باستخدام برامج إحصائية ورسوم بيانية. نجحت هذه الدراسة في إنشاء نموذج زرع الشريان السباتي للفأر الذي يمكن استخدامه لاستكشاف المصادر الخلوية لتجديد الأوعية الدموية وآليات عمل المواد الفعالة. علاوة على ذلك ، فإنه يوفر الدعم النظري لتطوير ترقيع الأوعية الدموية الجديدة ذات القطر الصغير.

Introduction

يتزايد انتشار أمراض القلب والأوعية الدموية والوفيات الناجمة عنها على الصعيد العالمي، مما يمثل شاغلا كبيرا للصحةالعمومية1. يعد تطعيم المجازة الوعائية تدخلا فعالا لأمراض القلب التاجية الشديدة وأمراض الأوعية الدمويةالطرفية 2. تم توثيق استخدام ترقيع الأوعية الدموية الاصطناعية بأقطار تتجاوز 6 مم جيدا في البيئات السريرية. على العكس من ذلك ، فإن أولئك الذين يقل قطرهم عن 6 مم معرضون للتخثر وتضخم الورم الحمي، مما قد يؤدي إلى خطر كبير من تضيقالنفس 3. على الرغم من التقدم الكبير في البحث والتطوير للطعوم الوعائية ذات القطر الصغير في السنوات الأخيرة ، مع اقتراب العديد من المنتجات من التطبيق السريري ، لا تزال هناك تحديات متعددة 4,5. وتشمل هذه معدل سالكية منخفض نسبيا على المدى الطويل ، وتجديد محدود للأوعية الدموية ، وفهم غير كاف لآلية التجديد.

يعتمد التقييم قبل السريري للطعوم الوعائية الجديدة ذات القطر الصغير على الزرع في الجسم الحي في نماذج حيوانية مختلفة. تشمل النماذج الأكثر استخداما الشريان السباتي للأغنام ، والشريان الفخذي للكلاب ، والشريان السباتي للأرانب ، ونماذج زرع الشريان البطنيللفئران 6،7،8،9. يمكن تقييم سالكية الطعوم الوعائية في المتوسطة إلى الكبيرة الحجم ، مثل الأغنام والخنازير. ومع ذلك، تنطوي هذه الدراسات على تكاليف باهظة بسبب الخبرة والمعدات المطلوبة. بالإضافة إلى ذلك ، يشكل تعقيدها التقني تحديا للتنفيذ. في المقابل ، تفتقر النماذج الحيوانية الصغيرة مثل الأرانب والجرذان إلى الأنواع المعدلة وراثيا راسخة ذات خلفيات وراثية محددة بوضوح ، مما يمثل عقبة كبيرة في دراسة آليات تجديد الأوعية الدموية.

بالمقارنة مع النماذج الحيوانية المذكورة أعلاه ، يقدم نموذج الفأر إجراء جراحيا مباشرا نسبيا ، ومنهجية راسخة لتوليد الفئران المعدلة وراثيا ، وخلفية وراثية محددة بوضوح. ومع ذلك ، فإن القطر الصغير للأوعية الدموية للفئران يجعل مفاغرة البداية إلى النهاية في تطعيم الأوعية الدموية معقدة تقنيا ، مما يتطلب خبرة كبيرة وينتج عنه معدل نجاح منخفض نسبيا. لتقليل تعقيد الإجراء وتحسين معدل نجاح زرع الطعم الوعائي ، استخدمت الدراسة الحالية تقنية الكفة في نموذج زرع الشريان السباتي للفأر.

بعد الزرع في الجسم الحي ، يمكن أن تقوم الطعوم الوعائية بتجنيد الخلايا الذاتية التي تساهم في تجديد أنسجة الأوعية الدموية. يسهل وجود هذه الخلايا الظهارة البطانية وتجديد طبقة العضلات الملساء من الطعوم. 10. ومع ذلك ، لا يزال مصدر ونوع الخلايا المشاركة في تجديد أنسجة الأوعية الدموية غير واضح ، وهناك العديد من النظريات المتنافسة قيدالتحقيق 11. من بين هؤلاء ، ركزت الأبحاث على أدوار الخلايا الالتهابية والجذعية. قام Breuer et al. بزرع الخلايا الوحيدة المشتقة من نخاع العظام البشرية (hBMCs) على الطعوم الوعائية ووجدوا أن الخلايا المصنفة جندت الخلايا المضيفة في جدار الكسب غير المشروع من خلال إطلاق بروتين الجاذب الكيميائي أحادي الخلايا -1 (MCP-1) ، وبالتالي تعزيز تجديد أنسجة الأوعيةالدموية 12. في هذه الدراسة ، تم اقتراح طريقة فعالة لبذر خلايا امتصاص التروية واستخدمت بنجاح لبذر البلاعم على طعوم الأوعية الدموية ذات القطر الصغير من بولي كابرولاكتون (PCL). بعد الزرع ، أظهرت هذه الخلايا قابلية مستدامة للبقاء.

توضح هذه المقالة بالتفصيل منهجية إعداد ترقيع الأوعية الدموية المصممة بالأنسجة وإجراء زرع الشريان السباتي في الفئران باستخدام تقنية الكفة. تبدأ العملية بتصنيع ترقيع الأوعية الدموية ذات القطر الصغير PCL بمعلمات محددة عن طريق الغزل الكهروستاتيكي. بعد ذلك ، تخضع الطعوم التي تعتبر مناسبة للزرع لاختبار ميكانيكي. ثم يتم زرع البلاعم على الطعوم الوعائية باستخدام طريقة امتصاص التروية. أخيرا ، يتم زرع ترقيع الأوعية الدموية المصنفة بالبلاعم في الشريان السباتي للفأر باستخدام تقنية الكفة ، ويتم تحليل خصائص المباحية والتجدد بعد شهر واحد من الزرع في الجسم الحي .

هذه التقنية لديها القدرة على تعزيز فعالية ومعدلات نجاح تطعيم الأوعية الدموية في نماذج الفئران. علاوة على ذلك ، يمكن استخدام النموذج للتحقيق في الآليات الكامنة وراء مصادر الخلايا والجينات المحورية والعوامل النشطة في تجديد الأوعية الدموية ، وتوفير الدعم النظري والمنهجي للتعديل الوظيفي وتطوير الطعوم الوعائية الجديدة ذات القطر الصغير.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية من قبل اللجنة الأخلاقية للتجارب على التابعة لمعهد الطب الإشعاعي ، الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية ، وامتثلت للمبادئ التوجيهية لرعاية واستخدام المختبر. تم استخدام ذكور الفئران C57BL / 6 ، الذين تتراوح أعمارهم بين 6 و 8 أسابيع ، ويبلغ وزن جسمهم 25-30 جم ، في هذه الدراسة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. تصنيع الطعوم الوعائية ذات القطر الصغير

ملاحظة: قم بتصنيع ترقيع الأوعية الدموية PCL ذات القطر الصغير باستخدام تقنية الغزل الكهربائي13.

  1. تحضير محاليل PCL عند 10٪ و 15٪ و 20٪ (وزن / حجم) في سداسي فلورو إيزوبروبانول (HFIP) في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة 12 ساعة.
  2. قم بتحميل محاليل PCL في حقنة سعة 10 مل وضع المحقنة بإبرة من الفولاذ المقاوم للصدأ 21 G.
  3. ضع مغزل من الصلب التنغستن (قطره 0.7 مم وطول 20 سم) على أداة التجميع.
  4. قم بتصنيع تسع مجموعات من ترقيع الأوعية الدموية PCL باستخدام تقنية الغزل الكهربائي. قم بتوصيل مصدر طاقة عالي الجهد بالإبرة. ضع قضيبا فولاذيا من التنغستن بقطر داخلي يبلغ 0.7 مم على مسافة ثابتة أمام الإبرة كجهاز استقبال.
    ملاحظة: يتم توفير وصف مجموعات الطعوم الوعائية في الجدول 1 ، ويتم تفصيل معلمات الطعوم الوعائية في الجدول 2.
  5. إخضاع الطعوم الوعائية المصنعة لعملية الإخلاء. ضع الطعوم الوعائية في فرن تجفيف بالفراغ لمدة 72 ساعة لإزالة المذيبات المتبقية.
  6. قم بتعقيم الطعوم عن طريق غمرها في الكحول الطبي لمدة 30 دقيقة وتعريضها للأشعة فوق البنفسجية طوال الليل.
  7. راقب التشكل المجهري للطعوم الوعائية باستخدام المجهر الإلكتروني الماسح (SEM). قم بتوصيل الطعوم الوعائية بمرحلة عينة SEM بمادة لاصقة موصلة وضعها في جهاز الاخرق الذهبي للطلاء.
    1. راقب بنية ومورفولوجيا الألياف للطعوم الوعائية باستخدام SEM بجهد متسارع يبلغ 15 كيلو فولت. قم بقياس قطر الألياف وحجم المسام من صور SEM (ن = 5) باستخدام برنامج ImageJ.
  8. تقييم الخواص الميكانيكية (خصائص الشد والمرنة) للطعوم الوعائية باستخدام آلة اختبار الشد. قم بتثبيت الأطراف العلوية والسفلية للطعم الوعائي بمشابك ثابتة متباعدة بمسافة 1 سم.
    1. قم بتمديد الطعم الوعائي بمعدل 10 مم / دقيقة حتى التمزق. اجمع منحنى الإجهاد والإجهاد من آلة اختبار الشد.
    2. احسب المعلمات الميكانيكية ، بما في ذلك الحمل الأقصى (2-15 نيوتن) ، والإجهاد عند الكسر (5-30 ميجا باسكال) ، والإجهاد عند الكسر (200٪ -1500٪) ، ومعامل المرونة (1-20 ميجا باسكال) 14.
  9. إجراء التحليل الإحصائي باستخدام البرامج الإحصائية والرسوم البيانية. عبر عن البيانات كمتوسط ± انحراف معياري. قم بتحليل ومقارنة الاختلافات أحادية المتغير بين مجموعات متعددة باستخدام اختبار Tukey اللاحق في ANOVA أحادي الاتجاه. * P < 0.05 ، ** P < 0.01 ، ***P < 0.001.

2. بذر البلاعم على الطعوم الوعائية

ملاحظة: تأكد من أن جميع المحاليل والمواد معقمة. إجراء جميع العمليات داخل غرفة زراعة الخلايا.

  1. ثقافة RAW264.7 (بلاعم الخلية الأحادية للفأر) في قوارير في ظل ظروف ملتصقة (الشكل 1 أ). قم بإعداد وسط زراعة الخلايا باستخدام وسط النسر المعدل (DMEM) الكامل من Dulbecco المكمل ب 1٪ بنسلين ستربتومايسين و 10٪ مصل بقري للجنين. ضع القوارير في حاضنة 37 درجة مئوية تحتوي على 5٪ ثاني أكسيد الكربون.
  2. اجمع البلاعم باستخدام مكشطة خلوية. تخلص من الوسيط باستخدام ماصة سعة 1 مل واغسل الخلايا باستخدام PBS.
    1. أضف 2 مل من الوسط الطازج إلى قارورة الثقافة واكشط السطح برفق باستخدام مكشطة الخلية. انقل الخلايا المجمعة إلى أنبوب وجهاز طرد مركزي عند 1,000 × جم لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة. أعد تعليق 5 × 106 خلايا في 100 ميكرولتر من الوسط الكامل.
  3. ضع طعم الأوعية الدموية PCL (بطول 1 سم) في أنبوب سعة 15 مل مملوء ب DMEM وجهاز طرد مركزي بمعدل 4,000 × جم لمدة 5 دقائق. كرر هذه العملية عدة مرات حتى يغرق الكسب غير المشروع في قاع الأنبوب ، مما يضمن التسلل الكامل للمادة باستخدام DMEM.
  4. تحضير طبق بتري مقاس 10 سم مبطن بطبقة من ورق الترشيح. ضع الطعم الوعائي المبلل PCL على ورق الترشيح ولفه لإزالة الوسط الزائد.
  5. خذ 10 ميكرولتر من معلق الخلية باستخدام ماصة سعة 10 ميكرولتر وحقنها في أحد طرفي الطعم الوعائي. قم بتدوير الكسب غير المشروع الوعائي فوق ورق الترشيح لتسهيل التوزيع المنتظم للتعليق. حقن كل طرف خمس مرات ليصبح المجموع عشر حقن (الشكل 1 ب ، ج).
  6. ضع الطعم الوعائي المحمل بالبلاعم في صفيحة مكونة من 24 بئرا تحتوي على 1 مل من الوسط الكامل واحتضانها لمدة ساعتين في حاضنة زراعة الخلايا قبل الزرع.
  7. تحديد توزيع الخلايا داخل جدار الكسب غير المشروع. قم بتضمين الطعم الوعائي المحمل بالبلاعم في مركب التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) للاستئصال بالتبريد. صبغ نوى الخلايا مع 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) ومراقبة تحت المجهر الفلوري.

3. نموذج زرع الشريان السباتي للفأر

ملاحظة: الحفاظ على منطقة جراحية معقمة لإجراءات. تعقيم جميع الأدوات الجراحية والمستهلكات قبل الجراحة.

  1. اختر ثلاثة فئران ذكور C57BL / 6 يتمتعون بصحة جيدة ، يزن كل منها 25-30 جم. قم بتسريع الفئران في اليوم السابق للجراحة. زرع طعم وعائي واحد في كل ، ليصبح المجموع ثلاثة بصيلات.
  2. قم ببناء أصفاد من أنبوب نايلون (الشكل 2 أ) وقدم الرسم التخطيطي لتقنية الكفة الوعائية في الشكل 2 ب.
  3. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من البنتوباربيتال الصوديوم بتركيز 50 مجم / كجم (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). تأكد من التخدير الفعال من خلال ضمان استرخاء العضلات وحتى التنفس. ضع مرهم الفازلين للعين على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
  4. ضع الماوس في وضع ضعيف على طاولة العمليات وقم بإزالة شعر الرقبة. تعقيم المنطقة الجراحية باليودوفور. قم بتغطية المنطقة غير الجراحية بشاش معقم للحفاظ على بيئة معقمة (الشكل 3 أ).
  5. استخدم مقص العيون لعمل شق خط الوسط (طوله 1.5-2 سم) من الفك السفلي إلى القص. رفع الغدد اللعابية اليسرى واستئصال العضلة الترقوية الخشائية اليسرى لزيادة مجال الرؤية الجراحي. كشف الشريان السباتي المشترك الأيسر باستخدام ملاقط دقيقة (الشكل 3 ب).
  6. اعزل الشريان السباتي الأيسر باستخدام الملقط الدقيق (الشكل 3 ج).
  7. اربط الشريان السباتي في موقعين في الجزء الأوسط باستخدام خياطة 9-0. قم بتمرير الشريان بين الرباطين باستخدام مقص دقيق. مرر الكفة عبر الشرايين في كل طرف وقم بتأمين الشريان والكفة معا باستخدام مشابك الشرايين (الشكل 3D).
  8. اقلب الشريان للخارج لتغطية جسم الكفة وثبته على الكفة باستخدام خياطة 9-0 باستخدام ملقط دقيق (الشكل 3E).
  9. زرع طعم وعائي بين طرفي الشريان السباتي عن طريق تحريك نهايات الكسب غير المشروع فوق صفعة الشريان وتثبيتها ب 9-0 خيوط (الشكل 3F).
    ملاحظة: يتم عرض بيانات أبعاد الكفة والشريان السباتي والطعم الوعائي في الجدول 3. على الرغم من أن أقطار الكسب غير المشروع والكفة تتطابق بشكل وثيق مع أقطار الشرايين السباتية للفأر ، إلا أن هناك عدم تطابق بين قطر التجويف المفاغرة وقطر الكسب غير المشروع. يتم حساب قطر التجويف المفاغرة عن طريق طرح ضعف سمك جدار الشريان السباتي (0.1 مم) من القطر الداخلي للصفعة (0.5 مم) ، مما ينتج عنه قطر تجويف 0.3 مم. يبلغ قطر الطعم الوعائي الداخلي 0.7 مم ، مما يؤدي إلى عدم تطابق حوالي 2.3 مرة (0.7 مم / 0.3 مم = 2.3).
  10. قم بإزالة المشابك الشريانية من كلا الطرفين وري موقع الزرع بالمحلول الملحي. قم بتقييم سالكية الطعم الوعائي من خلال مراقبة النبض الشرياني البعيد (الشكل 3G).
  11. أعد وضع الغدة اللعابية اليسرى وأغلق موقع الجراحة باستخدام 6-0 خيوط (الشكل 3H).

4. الرعاية والتحليل اللاحق للإجراءات

  1. انقل الماوس إلى حاضنة 37 درجة مئوية وراقب علاماته الحيوية باستمرار حتى يستعيد وعيه.
  2. حقن 5 مجم / كجم من الكربينول لتخفيف الآلام بعد الجراحة.
  3. راقب الماوس خلال فترة التعافي ولا تعيده إلى السكن الجماعي حتى يتعافى تماما.
  4. تخدير الفئران بعد شهر واحد من الزرع وحصاد عينات الكسب غير المشروع الوعائي للتحليل النسيجي9.
  5. إجراء القتل الرحيم عن طريق الاختناق بثاني أكسيد الكربون2 متبوعا بخلع عنق الرحم باتباع الإرشادات الأخلاقية.

النتائج

تم تحضير الطعوم الوعائية ذات القطر الصغير بمعايير مختلفة بنجاح عن طريق الغزل الكهربائي. كشفت صور SEM أن الألياف موزعة بشكل موحد وأظهرت ترتيبا غير منتظم داخل جدار الكسب غير المشروع ، مع وجود هياكل مسام (الشكل 4). مع زيادة تركيز PCL ، زاد قطر الألياف وحجم ا?...

Discussion

يمثل استخدام تقنية الكفة لزرع ترقيع الأوعية الدموية المصممة بالأنسجة في الشريان السباتي للفأر تقدما كبيرا في أبحاث القلب والأوعية الدموية15. تشمل الخطوات الحاسمة لهذه التقنية بذر الخلايا وزرع الكسب غير المشروع. استخدمت هذه الدراسة نهج امتصاص التروية لتعزي...

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ مصالح مالية متضاربة.

Acknowledgements

تم توفير تمويل هذه الدراسة من قبل مشاريع المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 32101098 و 32071356 و 82272158) وصندوق CAMS للابتكار للعلوم الطبية (رقم 2022-I2M-1-023).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1% penicillin-streptomycinSolarbioP1400
10% fetal bovine serumGibcoA5256701
4% paraformaldehydeSolarbioP1110
4',6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI)SouthernBiotech0100-20
AlcoholTianjin Chemical Reaggent Company1083
Anti-Mouse CD31 primary
antibody		BD Bioscience553370
Arterial clipsRWD Life ScienceR31005-06
C57BL/6 miceBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Company
Dulbecco's modified eagle medium (DMEM)Gibco11966025
Electrostatic spinning machineYunfan TechnologyDP30
Goat anti-rat IgG (Alexa Fluor 555)InvitrogenA-21434
Hematoxylin and eosin (H&E)SolarbioG1120
Hexafluoroisopropanol (HFIP)McCleanH811026
IodophorLIRCONV273068
MicroscissorsWorld Precision Instruments14124
MicrotweezersWorld Precision Instruments500338
Normal goat serumBosterAR0009
Normal salineCisen Pharmaceutical companyH20113369
Nylon tube for cuffPortex
Optimal cutting temperature compound (OCT)Sakara4583
Pentobarbital sodiumSigmaP3761
Phosphate Buffered Saline (PBS)SolarbioP1003
Poly(ε-caprolactone) (PCL) pellets (Mn = 80,000)Sigma704067
RAW264.7 macrophagesBiyuntian Biotechnology
Scanning electron microscope (SEM)ZeissPHENOM-XL-G2
Surgical sutures 6-0Ningbo Chenghe microapparatus factory220919
Surgical sutures 9-0Ningbo Chenghe microapparatus factory221006
SyringeChangqiang Medical Devices  0197
Tensile testing machineInstronWDW-5D

References

  1. Adhikary, D., Barman, S., Ranjan, R., Stone, H. A systematic review of major cardiovascular risk factors: A growing global health concern. Cureus. 14 (10), e30119 (2022).
  2. Alexander, J. H., Smith, P. K. Coronary-artery bypass grafting. N Engl J Med. 374 (20), 1954-1964 (2016).
  3. Jeong, Y., Yao, Y., Yim, E. K. F. Current understanding of intimal hyperplasia and effect of compliance in synthetic small diameter vascular grafts. Biomater Sci. 8 (16), 4383-4395 (2020).
  4. Lawson, J. H., et al. Bioengineered human acellular vessels for dialysis access in patients with end-stage renal disease: Two phase 2 single-arm trials. Lancet. 387 (10032), 2026-2034 (2016).
  5. Kirkton, R. D., et al. Bioengineered human acellular vessels recellularize and evolve into living blood vessels after human implantation. Sci Transl Med. 11 (485), eaau6934 (2019).
  6. Wang, C., Li, Z., Zhang, L., Sun, W., Zhou, J. Long-term results of triple-layered small diameter vascular grafts in sheep carotid arteries. Med Eng Phys. 85, 1-6 (2020).
  7. Tanaka, T., et al. Evaluation of small-diameter silk vascular grafts implanted in dogs. JTCVS Open. 6, 148-156 (2021).
  8. Jin, X., et al. Preparation of small-diameter tissue-engineered vascular grafts electrospun from heparin end-capped PCL and evaluation in a rabbit carotid artery replacement model. Macromol Biosci. 19 (8), e1900114 (2019).
  9. Xiao, Y., et al. Fabrication of small-diameter in situ tissue engineered vascular grafts with core/shell fibrous structure and a one-year evaluation via rat abdominal vessel replacement model. Biomater Adv. 165, 214018 (2024).
  10. Wei, Y., Wang, F., Guo, Z., Zhao, Q. Tissue-engineered vascular grafts and regeneration mechanisms. J Mol Cell Cardiol. 165, 40-53 (2022).
  11. Cleary, M. A., et al. Vascular tissue engineering: The next generation. Trends Mol Med. 18 (7), 394-404 (2012).
  12. Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (10), 4669-4674 (2010).
  13. Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(ε-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
  14. Wu, Y., et al. Peptide-tethered vascular grafts enable blood vessel regeneration via endogenous cell recruitment and neovascularization. Compos B Eng. 252, 110504 (2023).
  15. Hu, Y., Xu, Q. Vessel graft atherosclerosis in murine models. Curr Drug Targets. 9 (3), 239-250 (2008).
  16. Qin, K., et al. Implantation of electrospun vascular grafts with optimized structure in a rat model. J Vis Exp. (136), e57340 (2018).
  17. Geelhoed, W. J., et al. A novel method for engineering autologous non-thrombogenic in situ tissue-engineered blood vessels for arteriovenous grafting. Biomaterials. 229, 119577 (2020).
  18. Wu, P., et al. Construction of vascular graft with circumferentially oriented microchannels for improving artery regeneration. Biomaterials. 242, 119922 (2020).
  19. Vasquez, E. C., Peotta, V. A., Gava, A. L., Pereira, T. M., Meyrelles, S. S. Cardiac and vascular phenotypes in the apolipoprotein e-deficient mouse. J Biomed Sci. 19 (1), 22 (2012).
  20. Garcia, V., Sessa, W. C. Endothelial nos: Perspective and recent developments. Br J Pharmacol. 176 (2), 189-196 (2019).
  21. He, L., et al. Enhancing the precision of genetic lineage tracing using dual recombinases. Nat Med. 23 (12), 1488-1498 (2017).
  22. Wang, F., et al. Nitric oxide improves regeneration and prevents calcification in bio-hybrid vascular grafts via regulation of vascular stem/progenitor cells. Cell Rep. 39 (12), 110981 (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

219

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved