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Method Article
In dieser Arbeit wird ein Protokoll für die Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mit Hilfe der Manschettentechnik vorgestellt, das ein geeignetes Tiermodell für die Untersuchung von Regenerationsmechanismen des Gefäßgewebes bietet.
Die Entwicklung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser ist ein globales Unterfangen, an dem zahlreiche Forschungsgruppen beteiligt sind. Tierversuche spielen eine zentrale Rolle bei der Bewertung der Wirksamkeit und Sicherheit von Gefäßtransplantaten, insbesondere in Ermangelung klinischer Anwendungen. Im Vergleich zu alternativen Tiermodellen bietet das Mausimplantationsmodell mehrere Vorteile, darunter einen gut definierten genetischen Hintergrund, eine ausgereifte Methode zur Konstruktion von Krankheitsmodellen und ein einfaches chirurgisches Vorgehen. Basierend auf diesen Vorteilen wurde in der vorliegenden Studie eine einfache Manschettentechnik für die Implantation von Tissue-Engineering-Gefäßtransplantaten in die Halsschlagader der Maus entwickelt. Diese Technik begann mit der Herstellung von Polycaprolacton (PCL)-Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser durch elektrostatisches Spinnen, gefolgt von der Aussaat von Makrophagen auf die Transplantate durch Perfusionsadsorption. Anschließend wurden die zellularisierten Tissue-Engineering-Gefäßtransplantate mit Hilfe der Manschettentechnik in die Halsschlagader der Maus transplantiert, um die Durchgängigkeit und Regenerationsfähigkeit zu bewerten. Nach 30 Tagen In-vivo-Implantation erwies sich die Durchgängigkeit der Gefäße als zufriedenstellend, mit Hinweisen auf eine Regeneration des Neogewebes und die Bildung einer Endothelschicht innerhalb des Lumens der Transplantate. Alle Daten wurden mit Hilfe von Statistik- und Grafiksoftware analysiert. In dieser Studie wurde erfolgreich ein Implantationsmodell der Halsschlagader der Maus etabliert, mit dem die zellulären Quellen der Gefäßregeneration und die Wirkmechanismen von Wirkstoffen erforscht werden können. Darüber hinaus bietet es theoretische Unterstützung für die Entwicklung neuartiger Gefäßtransplantate mit kleinem Durchmesser.
Die Prävalenz und Mortalität von Herz-Kreislauf-Erkrankungen nehmen weltweit zu und stellen ein erhebliches Problem für die öffentliche Gesundheit dar1. Die vaskuläre Bypass-Transplantation ist ein wirksamer Eingriff bei schweren koronaren Herzkrankheiten und peripheren Gefäßerkrankungen2. Die Verwendung von künstlichen Gefäßtransplantaten mit Durchmessern von mehr als 6 mm ist im klinischen Umfeld gut dokumentiert. Umgekehrt sind Personen mit einem Durchmesser unter 6 mm anfällig für Thrombosen und Intimahyperplasie, was zu einem erheblichen Risiko für Restenoseführen kann 3. Trotz erheblicher Fortschritte in der Forschung und Entwicklung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser in den letzten Jahren, bei denen sich mehrere Produkte der klinischen Anwendung nähern, bleiben mehrere Herausforderungenbestehen 4,5. Dazu gehören eine relativ niedrige Langzeitdurchgängigkeit, eine eingeschränkte Gefäßregeneration und ein unzureichendes Verständnis des Regenerationsmechanismus.
Die präklinische Evaluierung neuartiger Gefäßtransplantate mit kleinem Durchmesser beruht auf der In-vivo-Implantation in verschiedenen Tiermodellen. Zu den am häufigsten verwendeten Modellen gehören die Implantationsmodelle für die Halsschlagader von Schafen, die Oberschenkelarterie des Hundes, die Karotisarterie des Kaninchens und die Implantationsmodelle für die Baucharterie von Ratten 6,7,8,9. Die Durchgängigkeit von Gefäßtransplantaten kann bei mittelgroßen bis großen Tieren wie Schafen, Schweinen und Hunden beurteilt werden. Diese Studien sind jedoch aufgrund des erforderlichen Fachwissens und der erforderlichen Ausrüstung mit erheblichen Kosten verbunden. Darüber hinaus stellt ihre technische Komplexität eine Herausforderung bei der Implementierung dar. Im Gegensatz dazu fehlen in Kleintiermodellen wie Kaninchen und Ratten gut etablierte transgene Spezies mit klar definiertem genetischen Hintergrund, was ein erhebliches Hindernis bei der Untersuchung der Mechanismen der vaskulären Regeneration darstellt.
Im Vergleich zu den oben genannten Tiermodellen bietet das Mausmodell ein relativ einfaches chirurgisches Vorgehen, eine etablierte Methodik zur Erzeugung gentechnisch veränderter Mäuse und einen klar definierten genetischen Hintergrund. Der geringe Durchmesser der Mausblutgefäße macht die End-to-End-Anastomose bei der Gefäßtransplantation jedoch technisch komplex, erfordert viel Fachwissen und führt zu einer relativ geringen Erfolgsquote. Um die Komplexität des Verfahrens zu reduzieren und die Erfolgsrate der Implantation von Gefäßtransplantaten zu verbessern, wurde in der vorliegenden Studie die Manschettentechnik in einem Mausmodell zur Implantation der Halsschlagader eingesetzt.
Nach der In-vivo-Implantation können Gefäßtransplantate endogene Zellen rekrutieren, die zur Regeneration des Gefäßgewebes beitragen. Das Vorhandensein dieser Zellen erleichtert die Endothelisierung und Regeneration der glatten Muskelschicht von Transplantaten. 10. Die Quelle und die Art der Zellen, die an der Regeneration des Gefäßgewebes beteiligt sind, sind jedoch unklar, und es werden mehrere konkurrierende Theorien untersucht11. Unter diesen hat sich die Forschung auf die Rolle von Entzündungs- und Stammzellen konzentriert. Breuer et al. säten menschliche Monozyten aus dem Knochenmark (hBMCs) auf Gefäßtransplantate und fanden heraus, dass die ausgesäten Zellen durch die Freisetzung des Monozyten-Chemoattractant-Proteins-1 (MCP-1) Wirtszellen in die Transplantatwand rekrutierten und dadurch die Regeneration des Gefäßgewebesförderten 12. In dieser Studie wurde eine effiziente Perfusionsadsorptionszell-Seeding-Methode vorgeschlagen und erfolgreich eingesetzt, um Makrophagen auf Polycaprolacton (PCL) Gefäßtransplantate mit kleinem Durchmesser zu säen. Nach der Implantation zeigten diese Zellen eine anhaltende Lebensfähigkeit.
Dieser Artikel beschreibt die Methodik zur Herstellung von Tissue-Engineering-Gefäßtransplantaten und das Verfahren zur Implantation der Halsschlagader bei Mäusen mit der Manschettentechnik. Der Prozess beginnt mit der Herstellung von PCL-Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser und definierten Parametern durch elektrostatisches Spinnen. Anschließend werden die Transplantate, die für die Implantation als geeignet erachtet werden, einer mechanischen Prüfung unterzogen. Makrophagen werden dann mit der Perfusionsadsorptionsmethode auf die Gefäßtransplantate ausgesät. Schließlich werden mit Makrophagen gesäte Gefäßtransplantate mit Hilfe der Manschettentechnik in die Halsschlagader der Maus implantiert, und die Durchgängigkeit und regenerativen Eigenschaften werden nach einem Monat der In-vivo-Implantation analysiert.
Diese Technik hat das Potenzial, die Wirksamkeit und Erfolgsraten der Gefäßtransplantation in Mausmodellen zu verbessern. Darüber hinaus kann das Modell verwendet werden, um die Mechanismen zu untersuchen, die Zellquellen, zentralen Genen und aktiven Faktoren der Gefäßregeneration zugrunde liegen, und bietet theoretische und methodische Unterstützung für die funktionelle Modifikation und Entwicklung neuartiger Gefäßtransplantate mit kleinem Durchmesser.
Alle tierexperimentellen Verfahren wurden von der Ethikkommission für Tierversuche des Instituts für Strahlenmedizin der Chinesischen Akademie der Medizinischen Wissenschaften genehmigt und entsprachen den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren. In dieser Studie wurden männliche C57BL/6-Mäuse im Alter von 6-8 Wochen mit einem Körpergewicht von 25-30 g verwendet. Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Herstellung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser
HINWEIS: Herstellung von PCL-Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser unter Verwendung der Elektrospinning-Technik13.
2. Aussaat von Makrophagen auf Gefäßtransplantate
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass alle Lösungen und Materialien steril sind. Führen Sie alle Vorgänge im Zellkulturraum durch.
3. Modell zur Implantation der Halsschlagader aus der Maus
HINWEIS: Halten Sie einen sterilen Operationsbereich für Eingriffe an Tieren bereit. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente und Einwegartikel vor der Operation.
4. Nachsorge und Analyse
Gefäßtransplantate mit kleinem Durchmesser und unterschiedlichen Parametern wurden erfolgreich durch Elektrospinnen präpariert. REM-Aufnahmen zeigten, dass die Fasern gleichmäßig verteilt waren und eine unregelmäßige Anordnung innerhalb der Transplantatwand aufwiesen, wobei Porenstrukturen vorhanden waren (Abbildung 4). Mit zunehmender PCL-Konzentration nahmen sowohl der Faserdurchmesser als auch die Porengröße zu. Spezifische Werte für je...
Die Verwendung der Manschettentechnik zur Implantation von Tissue-Engineering-Gefäßtransplantaten in die Halsschlagader der Maus stellt einen bedeutenden Fortschritt in der kardiovaskulären Forschungdar 15. Zu den kritischen Schritten dieser Technik gehören die Zellaussaat und die Transplantatimplantation. In dieser Studie wurde ein Perfusionsadsorptionsansatz verwendet, um die Aussaatdichte von Makrophagen zu erhöhen, um Probleme im Zusammenhang mit ungleich...
Die Autoren haben keine widersprüchlichen finanziellen Interessen.
Die Finanzierung dieser Studie erfolgte durch die Projekte der National Natural Science Foundation of China (Nr. 32101098, 32071356 und 82272158) und den CAMS Innovation Fund for Medical Sciences (Nr. 2022-I2M-1-023).
Name | Company | Catalog Number | Comments |
1% penicillin-streptomycin | Solarbio | P1400 | |
10% fetal bovine serum | Gibco | A5256701 | |
4% paraformaldehyde | Solarbio | P1110 | |
4',6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) | SouthernBiotech | 0100-20 | |
Alcohol | Tianjin Chemical Reaggent Company | 1083 | |
Anti-Mouse CD31 primary antibody | BD Bioscience | 553370 | |
Arterial clips | RWD Life Science | R31005-06 | |
C57BL/6 mice | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Company | ||
Dulbecco's modified eagle medium (DMEM) | Gibco | 11966025 | |
Electrostatic spinning machine | Yunfan Technology | DP30 | |
Goat anti-rat IgG (Alexa Fluor 555) | Invitrogen | A-21434 | |
Hematoxylin and eosin (H&E) | Solarbio | G1120 | |
Hexafluoroisopropanol (HFIP) | McClean | H811026 | |
Iodophor | LIRCON | V273068 | |
Microscissors | World Precision Instruments | 14124 | |
Microtweezers | World Precision Instruments | 500338 | |
Normal goat serum | Boster | AR0009 | |
Normal saline | Cisen Pharmaceutical company | H20113369 | |
Nylon tube for cuff | Portex | ||
Optimal cutting temperature compound (OCT) | Sakara | 4583 | |
Pentobarbital sodium | Sigma | P3761 | |
Phosphate Buffered Saline (PBS) | Solarbio | P1003 | |
Poly(ε-caprolactone) (PCL) pellets (Mn = 80,000) | Sigma | 704067 | |
RAW264.7 macrophages | Biyuntian Biotechnology | ||
Scanning electron microscope (SEM) | Zeiss | PHENOM-XL-G2 | |
Surgical sutures 6-0 | Ningbo Chenghe microapparatus factory | 220919 | |
Surgical sutures 9-0 | Ningbo Chenghe microapparatus factory | 221006 | |
Syringe | Changqiang Medical Devices | 0197 | |
Tensile testing machine | Instron | WDW-5D |
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