ويدعم هذا العمل عن طريق المنح البحثية من المعاهد الوطنية للصحة (HL068915 ؛ HL088206) والمساهمات للصندوق التوصيل القلب في مستشفى بوسطن للأطفال.

الجزء 1 : حلول إعداد والمعزولة قلب نظام perfused <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في صباح يوم من التجربة ، على استعداد لل4.0 L - كريبس هنسلايت الحل كما هو موضح سابقا [5 ، 6]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 11 ملمول / لتر 2،3 - butanedione يذوب monoxime (BDM) في 1.0 لتر من كريبس - هنسلايت حل يصب من سائل الإرواء أعدت في الخطوة 1.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتم إزالة إضافي 150 مل كريبس - هنسلايت من سائل الإرواء أعدت في الخطوة 1.1 و مختلطة مع 5 مول / لتر دى ANEPPS - 8 (المخفف من الأسهم ملمول / لتر 10 الذائبة في سلفوكسيد ثنائي ميثيل (DMSO)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم نقل هذه الحلول من 3 إلى مياه الخزانات تغلف الزجاج (Radnoti) أين هم قبل تحسنت إلى 41.0 درجة مئوية والاوكسيجين مع عوامات المغمورة (Radnoti) باستخدام 0.2 ميكرون ، تصفية 95 ٪ O 2 ، 5 ٪ غاز ثاني أكسيد الكربون 2. ويتم ضخ الحلول من الأسهم 3 خزانات للنظام Langendorff الحائط بمضخات ™ L / S MasterFlex تمعجية وانخفاض امتصاص أنابيب السيليكون (كول ، Parmer). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل التجميع ، يتم غسلها بدقة النظام Langendorff الأواني الزجاجية (Radnoti) مع E - TOXA تنظيف كاشف (سيغما الدريخ) وتشطف جيدا بنسبة 0.1 M / L حمض الهيدروكلوريك ، والإيثانول بنسبة 100 ٪ ، والماء المقطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شيد جهاز Langendorff غير اعادة توزيع لتسليم 70 ملم زئبق ضغط مستمر من خزانات الاوكسيجين 3 منفصلة ، التي يتم فصلها من القلب مع لفائف تسخين المياه ، ومصائد تغلف فقاعة (Radnoti) [7]. 3 خطوط لنضح مستقلة تلتقي فوق القلب في الصمامات 3 اتجاهين ، مما يسمح لنا للسيطرة على وجه التحديد تقديم الحلول أعد الخطوات 1،1-1،3. توصيل المياه تغلف الأواني الزجاجية في سلسلة مع أنابيب MasterFlex BPT PharMed (كول ، Parmer) وتحسنت إلى 39 درجة مئوية مع الماء المقطر باستخدام اثنين المروجون E100 (اودا). أدى فقدان الحرارة عن طريق أنابيب سيليكون البلاتين الشفاء (كول ، Parmer) الذي يربط الخزانات الضغط على رئيس لفائف التدفئة والفخاخ فقاعة في 37 درجة مئوية سائل الإرواء الوصول إلى القلب. </li></ol> الجزء 2 : حصاد قلب فأر وانشاء نضح Langendorff <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحث على التخدير العام في عمق 200-250 الفئران لويس غرام ، ويتم حقن 100 ملغم / كغم من الكيتامين و 10 زيلازين ملغ / كلغ في تجويف داخل الصفاق. لهذا الخليط ، ونضيف إلى 500 U / كغ هيبارين لمنع تخثر الدم ونقص تروية عضلة القلب أثناء إجراء explantation. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لسهولة الوصول إلى القلب والأوعية الدموية الكبرى ، وإزالة جدار الصدر الأمامي. بعد ذلك ، يتم تشريح الأنسجة المحيطة بها بعناية وفتحت كيس التامور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التعرف على الوريد الأجوف السفلي ، وهذه السفينة مع ligated 5-0 الحرير (Ethicon) وexplanted كامل كتلة القلب والرئة. توضع فورا في الأنسجة الجليد الباردة حل كريبس - هنسلايت الواردة في دورق 50 مل على الجليد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم التعرف بسرعة والأبهر الصاعد من تشريح الأنسجة المحيطة. يتم إدخال قنية بحجم مناسب (جهاز هارفارد) في الشريان الأورطي ، مع الحرص على تجنب انقطاع التروية اجبة للشرايين التاجية عن طريق إدراج قنية بعيدا جدا في جذر الأبهر. يتم تأمين قنية إلى الشريان الأبهر الصاعد مع الحرير 5-0 (Ethicon). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ثم وضعت في قلب فأر على الجهاز Langendorff دون إدخال فقاعات الهواء في قنية. وقد ثبت الآن إلى الوراء التروية الوعائية التاجية مع الدافئة ، والحل كريبس - هنسلايت الاوكسيجين من الرأس الضغط هو موضح في الخطوة 1.6. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم الآن إزالة الأنسجة اضافية ، بما في الرئتين ، وperfused قلب لمدة 20 دقيقة للسماح لاستعادة وظيفة وتحقيق الاستقرار في الإيقاع. خلال هذا الوقت ، قدم رقيقة جدا التحقيق في درجة الحرارة الحرارية (كول ، Parmer) في تجويف البطين الأيسر وخياطة في مكان مع خياطة Prolene 5-0 (Ethicon). يرتبط التحقيق إلى وحدة تحكم حراري (DIGI - تحسس) لضمان درجة حرارة القلب هو الحفاظ على 37 درجة مئوية عن طريق ضبط إعدادات مضخات المياه في الدورة الدموية. يتم التقليل من الحركة من سائل الإرواء يقطر من ذروة القلب عن طريق وضع قطعة من الشاش في وعاء النفايات السائلة. </li></ol> الجزء 3 : قلب تحميل مع صبغة potentiometric واكتساب الإشارات الضوئية وelectrographic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل دي - 8 - ANEPPS (Invitrogen) في القلب عن طريق التحول إلى السطر الذي يحتوي على نضح مختلطة كريبس - هنسلايت مع صبغة الفلورسنت باستخدام محبس. بالإضافة إلى ذلك ، يتم وضع قنية 18G في الأذين الأيسر و / أو اليمين وإضافية سعة 50 مل من محلول الصبغة يدار ببطء في كل من هذه الدوائر لأنهم ليسوا perfused بما فيه الكفاية مع صبغة أدخلت عبر الشرايين التاجية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أثناء إجراء التحميل ، يتم وضعها بلطف 3 يؤدي ECG (جهاز هارفارد) على سطح القلب الذي لا تواجه البصريات المستخدمة لرسم الخرائط. يتم وضع قطب كهربائي N س 1 على الجزء الخلفي من قمية من البطين الأيسر ، N س 2 في الأذين الأيسر ، وN <su<html> P&gt; س (3) بوصفه المرجعية القطب على جذر الأبهر (الشكل 1). وتتضخم لاحقا اشارات الأذيني البطيني وelectrographic ، رقمية ، ويتم عرضها جنبا إلى جنب مع الإشارات الضوئية باستخدام برنامج (RedShirt التصوير) (الشكل 2). كما يستخدم الذبذبات (TDS تكترونكس نموذج 1002) لتصور سطح ECG ليالي في الوقت الحقيقي وضمان سرعة كافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ECG مكبر للصوت (هوغو ساكس الكترونيك) : ضبط مرشح المرور العالي : 0.1 هرتز انخفاض تصفية باس : 150 هرتز </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم وضع كاميرا CMOS (RedShirt التصوير) وmacroscope باستخدام تعديلات XYZ بحيث سطح القلب هو في التركيز ، وتركزت في إطار التملك. هي التي شنت الكاميرا والبصريات على طاولة الاهتزاز العزلة (ناقص K التكنولوجيا) للحد من الترددات الرنانة. في الوقت نفسه ، مسرى إنظام المحورية (جهاز هارفارد) التي تسيطر عليها مع معزولة ، وحدة التحفيز الكهربائي - S48 (العشب) ، يتم وضعها على الأذين الأيمن وتيرة القلب في 300 نبضة في الدقيقة (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحفيز الكهربائي (غراس) الإعدادات : معدل : 5 نبضة في الثانية التأخير : 0.2 مللي المدة : 2 مللي ثانية فولت : 6-12 V الوضع : كرر نبض : واحدة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التسجيلات البصرية التي تفتقر الحركة الفنية من الانكماش ، والقلب يحتاج إلى uncoupled الكتروميكانيكية. ونحن نفعل ذلك عن طريق التحول مرة أخرى إلى خطوط الارواء كريبس - هنسلايت الحل الذي يحتوي على 11 ملمول / لتر BDM. بين اقتناء perfused هو قلب نقي مع كريبس - هنسلايت للمساعدة في الحفاظ على سلامة التحضير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تعيين المعلمات التسجيل باستخدام برنامج (التصوير RedShirt) مع ضبط حيازة التالية : التكوين : 2000 هرتز ؛ 128x128 بكسل صفيف الإطار الزمني : 0.5 مللي الكاميرا كسب مكبر للصوت : 5X على رقاقة التغابن : 8X - 12Me رفاه مصراع : 500 مللي تأخير عدد من إطارات : 4000 المدة : 2000 مللي </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم تشغيل كل غرفة الأضواء والمعدات الخروج أو محمية للقضاء على الضوضاء الخلفية أثناء التسجيل. ضوء LED يضيء القلب فقط أثناء تسجيل الضوئية للحد من الصور وسمية تبييض صباغة. يتم التحكم في مصراع مصدر الضوء مع نبض الخامس 5 تسليمها خلال لوحة التحكم عن طريق لD - A - لوحة في الكمبيوتر (التصوير RedShirt). </li></ol> الجزء 4 : تحليل المعلومات باستخدام RedShirt اقتناء برامج التصوير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد عملية الاستحواذ ، تتم معالجة البيانات باستخدام إعدادات التصفية مختلفة. نحن عادة استخدام الإعدادات الافتراضية إلا عند ضبط حزام إيقاف / تمرير التصفية ، التي تم تعيين الحدود مع اليسار في حدود 44.0 و 98.0 في الحق. بعد ذلك تتم معالجة المعلومات المسجلة ويتم إنشاء الفيلم (التصوير RedShirt). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البيانات من اقتناء يناظر التنشيط الكهربائي المحلية على 16384 مواقع على سطح القلب على مدى فترة من 2 ثانية. برنامج يسمح لهذه الإشارات المحلية مقارنة مباشرة مع بعضها البعض ومع التسجيلات electrographic الأذيني البطيني و. ثم تصور البيانات بواسطة تعيين التنشيط الكهربائي المحلي للون وتقديم هذه المعلومات للرسوم المتحركة تظهر تفعيل spatiotemporal الكهربائية على سطح القلب. لخلق مثل هذه الرسوم المتحركة ، ونحن نستخدم البرنامج إلى : <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الزمان و / أو تصفية البيانات مكانيا </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد وقت البدء والنهاية للرسوم المتحركة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الإشارات الضوئية للون الخريطة على أساس كثافة الضوء يستريح كل بكسل </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تراكب البيانات اللون الناتج مع صورة للقلب </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء الصور المتحركة </li></ul></li></ol> الجزء 5 : نتائج الممثل إذا كان إعداد القلب perfused حراك أثناء التسجيل ، والإشارات الضوئية تظهر قمة واحدة متميزة عن كل بكسل تشارك في تغيير كثافة انبعاث ثنائي ANEPPS - 8. الأفلام المقابلة (الشكلان 3 و 4) إثبات وجود جبهة موجة الإثارة نشر عبر سطح epicardial للقلب وكذلك تسجيلات حصلت في وقت واحد electrographic (الشكل 2). <img src="/files/ftp_upload/1138/Figure3.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. صورة فوتوغرافية لإعداد قلب Langendorff - perfused تصور مواقف الكهربائي على سرعة الأذين الأيمن وتخطيط القلب ويؤدي كما هو موضح في الخطوة 3.2. <img src="/files/ftp_upload/1138/Figure4thumb.jpg" alt="الشكل 2" border="0" /> الشكل 2. الإشارات الضوئية الممثل والتسجيلات electrographic من قلب فأر perfused لويس. لوحة ويظهر صورة لسطح epicardial المستخدمة في التصوير الضوئي. يشار إلى موقف البيكسل المحددة لإظهار التغيرات في الانبعاثات على مر الزمن في مضان باء الفريق من السهام الملونة. وترد إشارات في C Electrographic الفريق مع الخط الأحمر يشير إلى تنشيط الأذيني والخط الأزرق الفاتح المقابلة للإشارة البطين. من فضلكve.com/files/ftp_upload/1138/Figure4.jpg &quot;&gt; انقر هنا لرؤية نسخة أكبر من هذا الرقم.

<ol>
	<li>Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+the+heart.">Optical imaging of the heart.</a> Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).</li><li>Hucker, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Images+in+cardiovascular+medicine.+Optical+mapping+of+the+human+atrioventricular+junction.">Images in cardiovascular medicine. Optical mapping of the human atrioventricular junction.</a> Circulation. 117 (11), 1474-147 (2008).</li><li>Entcheva, E., Bien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macroscopic+optical+mapping+of+excitation+in+cardiac+cell+networks+with+ultra-high+spatiotemporal+resolution.">Macroscopic optical mapping of excitation in cardiac cell networks with ultra-high spatiotemporal resolution.</a> Prog Biophys Mol Biol. 92 (2), 232-257 (2006).</li><li>Entcheva, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence+imaging+of+electrical+activity+in+cardiac+cells+using+an+all-solid-state+system.">Fluorescence imaging of electrical activity in cardiac cells using an all-solid-state system.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 51 (2), 333-341 (2004).</li><li>Stamm, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+endotoxin-induced+alterations+in+myocardial+calcium+handling:+obligatory+role+of+cardiac+TNF-alpha.">Rapid endotoxin-induced alterations in myocardial calcium handling: obligatory role of cardiac TNF-alpha.</a> Anesthesiology. 95 (6), 1396-1405 (2001).</li><li>Choi, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+conduction+through+engineered+tissue.">Cardiac conduction through engineered tissue.</a> Am J Pathol. 169 (1), 72-85 (2006).</li><li>Skrzypiec-Spring, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolated+heart+perfusion+according+to+Langendorff---still+viable+in+the+new+millennium.">Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 55 (2), 113-126 (2007).</li><li>Fedorov, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+blebbistatin+as+an+excitation-contraction+uncoupler+for+electrophysiologic+study+of+rat+and+rabbit+hearts.">Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts.</a> Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).</li></ol>

وقد أجريت تجارب على الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية واللوائح التي وضعتها المؤسسات ورعاية الحيوان اللجنة استخدم في مستشفى بوسطن للأطفال.

يجب تنفيذ إزالة القلب من تخدير الفئران بسرعة لتجنب نقص تروية عضلة القلب. إذا نقص التروية أو عدم كفاية التروية التاجية يحدث ذلك ، فإن عدم انتظام ضربات القلب وتطوير المرجح أن تصبح احتشاء. بالإضافة إلى ذلك ، سوف تظهر هذه الانبعاثات قلوب مضان كافية لتسجيلات بالمعلومات وا...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>CardioCMOS-SM128f</td>
<td>Equipment</td>
<td>RedShirt Imaging, Decatur, GA 30030 USA </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>CardioPlex Software</td>
<td>Equipment</td>
<td>RedShirt Imaging, Decatur, GA 30030 USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LUXEON LED Light Source 460-490 nm </td>
<td>Equipment</td>
<td>Lumileds Lighting, US, LLC, San Jose, CA 95131 USA</td>
<td>LXHL-PB02</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ECG Amplifier Type 689 Hugo Sachs Elektronik</td>
<td>Equipment</td>
<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA 01746 USA</td>
<td>730149</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dichroic Mirror 505 nm</td>
<td>Equipment</td>
<td>Semrock, Rochester, NY 14624 USA</td>
<td>FF505-SDi01-25x36</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Emission Filter 605 nm Long Pass</td>
<td>Equipment</td>
<td>SciMedia, Costa Mesa, CA 92626 USA </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>THT Sideways</td>
<td>Equipment</td>
<td>SciMedia, Costa Mesa, CA 92626 USA</td>
<td>25 BM-8</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mini Ball Joint Holder</td>
<td>Equipment</td>
<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA 01746 USA</td>
<td>BS4 73-0177</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Small Stimulation Electrode Set</td>
<td>Equipment</td>
<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA 01746 USA</td>
<td>BS4 73-0160</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BM-6 Benchtop Vibration Isolation Platform</td>
<td>Equipment</td>
<td>Technology Inc., Inglewood, CA 90301</td>
<td>25 BM-6</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Monopolar ECG Electrode</td>
<td>Equipment</td>
<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA 01746 USA</td>
<td>BS4 73-0200</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Roller Pump SCI 400</td>
<td>Equipment</td>
<td>Watson-Marlow Bredel Inc., Wilmington, MA 01887 USA</td>
<td>401U/D1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Roller Pump MasterFlex Easy Load II</td>
<td>Equipment</td>
<td>Cole Parmer, Vernon Hills, Illinois 60061 USA</td>
<td>Model 77201-60</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tubing Marprene #14</td>
<td>Equipment</td>
<td>Watson-Marlow Bredel Inc., Wilmington, MA 01887 USA</td>
<td>902.0016.016</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>MasterFlex Tubing</td>
<td>Equipment</td>
<td>PharMed, Westlake, OH 44145 USA</td>
<td>06485-25</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>S48 Square Pulse Stimulator</td>
<td>Equipment</td>
<td>Grass Technologies, West Warwick, RI 02893 USA</td>
<td>Model S48</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>SIU5 RF TRANSFORMER ISOLATION UNIT</td>
<td>Equipment</td>
<td>Grass Technologies, West Warwick, RI 02893 USA</td>
<td>Model SIU5</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>5 Liter Water Jacketed Reservoir</td>
<td>Equipment</td>
<td>Radnoti Glass Technology Inc., Monrovia CA 91016 USA</td>
<td>120142-5</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>2 Liter Water Jacketed Reservoir</td>
<td>Equipment</td>
<td>Radnoti Glass Technology Inc., Monrovia CA 91016 USA</td>
<td>120142-2</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>0.5 Liter Water Jacketed Reservoir</td>
<td>Equipment</td>
<td>Radnoti Glass Technology Inc., Monrovia CA 91016 USA</td>
<td>120142-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>0.25 Liter Water Jacketed Reservoir</td>
<td>Equipment</td>
<td>Radnoti Glass Technology Inc., Monrovia CA 91016 USA </td>
<td>120142-025</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml Heating Coil</td>
<td>Equipment</td>
<td>Radnoti Glass Technology Inc., Monrovia CA 91016 USA</td>
<td>158822</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Compliance Bubble Trap</td>
<td>Equipment</td>
<td>Radnoti Glass Technology Inc., Monrovia CA 91016 USA</td>
<td>130149</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Luer Disconnect Cannula</td>
<td>Equipment</td>
<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA 01746 USA</td>
<td>72-1444</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>3-Way stopcock, FLL to MLT, No Port Covers</td>
<td>Equipment</td>
<td>Harvard Apparatus, Holliston, MA 01746 USA</td>
<td>BS4 72-2630</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Thermocouple Thermometer</td>
<td>Equipment</td>
<td>Cole Parmer, Vernon Hills, Illinois 60061 USA</td>
<td>WU-91100-40</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Ultra Fine IT-Series Flexible Microprobe </td>
<td>Equipment</td>
<td>PhysiTemp Instruments Inc., Clifton, NJ 07013 USA</td>
<td>IT-24P</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Oscilloscope Tektronix TDS 1002</td>
<td>Equipment</td>
<td>Tektronix Inc., Beaverton, OR 97005 USA</td>
<td>TDS 1002B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>2,3-Butanedione monoxime </td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma, St. Louis, MO 63132 USA</td>
<td>B0753</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Ketamine HCl</td>
<td>Reagent</td>
<td>Hospira Inc., Lake Forest, IL 60045 USA</td>
<td>RL-0065</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Xylazine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Lloyd Inc., Iowa 51601 USA</td>
<td>LB15705A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>E-TOXA-CLEAN&reg;</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma, St. Louis, MO 63132 USA </td>
<td>E9029</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Di-8-ANEPPS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen, Carlsbad, CA 92008 USA</td>
<td>D-3167</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

optical mapping of langendorff-perfused rat hearts

أصبحت الخرائط الضوئية من سطح القلب مع الجهد حساسة الأصباغ الفلورية أداة هامة لتحقيق الإثارة الكهربائية في النماذج التجريبية التي تتراوح في نطاق من الخلايا إلى أجهزة الثقافات كلها ،<sup&gt; [1 ، 2]</sup&gt;. يمكن أن تستخدم للدولة من بين أحدث أنظمة التصوير الضوئي ، وتوليد وإكثار من إمكانات العمل خلال إيقاع القلب العادي أو عبر التلقين والحفاظ على انتظام ضربات القلب يمكن تصور على الفور تقريبا<sup&gt; [1]</sup&gt;. يمكن على أحدث النظم المتاحة تجاريا توفير المعلومات على قرارات spatiotemporal عالية جدا وتستند على العرف بنيت المعدات المتقدمة في البداية للتغلب على العقبات التي تفرضها أساليب أكثر تقليدية الكهربية<sup&gt; [1]</sup&gt;. وقد بدأ التقدم في الدقة العالية وسرعة عالية تكميلية المعادن أكسيد اشباه الموصلات الكاميرات (CMOS) وبشكل مكثف بين مشرق ، الاضاءة الثنائيات (المصابيح) وكذلك الأصباغ الحساسة الجهد ، والبصريات ، والمرشحات لجعل اقتناء إشارة كهربائية عملية لعلماء الأحياء الخلايا القلبية الذين هم أكثر الذين اعتادوا على العمل مع المجاهر. على الرغم من أن الجيل الجديد من كاميرات CMOS الحصول على 10000 لقطة في الثانية على مجموعة بكسل 16384 ، اعتمادا على نوع من إعداد العينات ، والتكنولوجيات الراسخة مضان اقتناء مثل المصفوفات الثنائي الضوئي ، ونظم ليزر المسح الضوئي ، وتبريده ، إلى جانب اتهام جهاز (CCD كاميرات) لا تزال بعض مزايا واضحة فيما يتعلق النطاق الديناميكي ، إشارة إلى نسبة الضوضاء ، وكفاءة الكم<sup&gt; [1 ، 3]</sup&gt;. في هذه الدراسة ، كانت قلوب الفئران لويس perfused<em&gt; خارج الحي</em&gt; مع بلوراني سائل الإرواء (كريبس ، هنسلايت الحل) عند 37 درجة مئوية على جهاز Langendorff تعديلها. بعد فترة 20 دقيقة لتحقيق الاستقرار ، وبشكل متقطع perfused قلوب مع 11 monoxime 2،3 - butanedione ملمول / لتر للقضاء على الانكماش المرتبطة الحركة خلال الحصول على الصور. لرسم الخرائط البصرية ، ونحن قلوب تحميل مع التحقيق بسرعة استجابة potentiometric دي - 8 - ANEPPS<sup&gt; [4]</supمضيئة&gt; (5 μMol / لتر) لفترة وجيزة وإعداد مع 475 ± 15 نانومتر ضوء الإثارة. خلال الفترة من 2 النموذجية الثانية من الإضاءة ، وتصوير&gt; الضوء المنبعث من 605 نانومتر إعداد القلب مع كاميرا CMOS عالية السرعة متصلة macroscope الأفقي. لهذه التظاهرة ، وكان الايقاع في قلوب 300 نبضة في الدقيقة مع القطب المحوري متصلا إلى وحدة التحفيز الكهربائي معزولة. تم الحصول عليها في وقت واحد القطبين electrographic التسجيلات وتحليلها جنبا إلى جنب مع إشارات الجهد بسهولة باستخدام البرمجيات المتاحة. بهذه الطريقة ، يمكن أن إمكانات العمل على سطح قلوب الفئران Langendorff - perfused يمكن تصور وتسجل مع إشارات electrographic.

Watch this Scientific Journal Video about Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts at JoVE.com

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

توضح هذه المقالة تقنية عالية القرار الزماني والمكاني لحركة بصريا صورة عمل محتمل على سطح قلوب الفئران باستخدام Langendorff - perfused صبغة potentiometric (دي - 8 - ANEPPS).

رسم الخرائط البصرية القلوب الجرذ Langendorff - perfused

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

optical-mapping-of-langendorff-perfused-rat-hearts

Research

JoVE Journal

Biology

20.6K Views.  Children's Hospital Boston and Harvard Medical School. توضح هذه المقالة تقنية عالية القرار الزماني والمكاني لحركة بصريا صورة عمل محتمل على سطح قلوب الفئران باستخدام Langendorff - perfused صبغة potentiometric (دي - 8 - ANEPPS).

Video: Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Proper Care and Cleaning of the Microscope

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

العناية والتنظيف السليم للمجهر

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a ...

Major Components of the Light Microscope

The light microscope is a basic tool for the cell biologist, who should have a thorough understanding of how it works, how it should be aligned for different applications, and how it should be maintained as required to obtain maximum image-forming capacity and resolution. The components of the microscope are described in detail here.

The light microscope is a basic tool for the cell biologist, who should have a thorough understanding of how it works, how it should be aligned for different applications, and how it should be maintained as required to obtain maximum image-forming capacity and resolution. The components of the microscope are described in detail here.

مكونات رئيسية مجهر الضوء

The light microscope is a basic tool for the cell biologist, who should have a thorough understanding of how it works, how it should be aligned for ...

Phase Contrast and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by Zernike, in 1942, who received the Nobel prize for his achievement. DIC microscopy, introduced in the late 1960s, has been popular in biomedical research because it highlights edges of specimen structural detail, provides high-resolution optical sections of thick specimens including tissue cells, eggs, and embryos and does not suffer from the  phase halos  typical of phase-contrast images. This protocol highlights the principles and practical applications of these microscopy techniques.

Phase Contrast and Differential Interference Contrast DIC Microscopy

This protocol highlights the principles and practical applications of Phase and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

وعلى النقيض من مرحلة التدخل التفاضلية المجهري التباين (DIC)

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

شبه الآلي التحليل البصري نبضات القلوب الصغيرة

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Single Cell Fate Mapping in Zebrafish

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, lymphatic, and blood vessel lineages arise in developing embryos requires fate mapping and lineage tracing of undifferentiated precursor cells. Recently, photoactivatable proteins which include: Eos1, 2, PAmCherry3, Kaede4-7, pKindling8, and KikGR9, 10 have received wide interest as cell tracing probes. The fluorescence spectrum of these photosensitive proteins can be easily converted with UV excitation, allowing a population of cells to be distinguished from adjacent ones. However, the photoefficiency of the activated protein may limit long-term cell tracking11. As an alternative to photoactivatable proteins, caged fluorescein-dextran has been widely used in embryo model systems7, 12-14. Traditionally, to uncage fluorescein-dextran, UV excitation from a fluorescence lamp house or a single photon UV laser has been used; however, such sources limit the spatial resolution of photoactivation. Here we report a protocol to fate map, lineage trace, and detect single labeled cells. Single cells in embryos injected with caged fluorescein-dextran are photoactivated with near-infrared laser pulses produced from a titanium sapphire femtosecond laser. This laser is customary in all two-photon confocal microscopes such as the LSM 510 META NLO microscope used in this paper. Since biological tissue is transparent to near-infrared irradiation15, the laser pulses can be focused deep within the embryo without uncaging cells above or below the selected focal plane. Therefore, non-linear two-photon absorption is induced only at the geometric focus to uncage fluorescein-dextran in a single cell. To detect the cell containing uncaged fluorescein-dextran, we describe a simple immunohistochemistry protocol16 to rapidly visualize the activated cell. The activation and detection protocol presented in this paper is versatile and can be applied to any model system. 
Note: The reagents used in this protocol can be found in the table appended at the end of the article.

A method is described to photoactivate single cells containing a caged fluorescent protein using two-photon absorption from a Ti:Sapphire femtosecond laser oscillator. To fate map the photoactivated cell, immunohistochemistry is used. This technique can be applied to any cell type.

واحدة رسم الخرائط ذات الصلة مصير الخليوي في الزرد

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, ...

Cell Labeling and Injection in Developing Embryonic Mouse Hearts

Testing the fate of embryonic or pluripotent stem cell-derivatives in in vitro protocols has led to controversial outcomes that do not necessarily reflect their in vivo potential. Preferably, these cells should be placed in a proper embryonic environment in order to acquire their definite phenotype. Furthermore, cell lineage tracing studies in the mouse after labeling cells with dyes or retroviral vectors has remained mostly limited to early stage mouse embryos with still poorly developed organs. To overcome these limitations, we designed standard and ultrasound-mediated microinjection protocols to inject various agents in targeted regions of the heart in mouse embryos at E9.5 and later stages of development. &#160;Embryonic explant or embryos are then cultured or left to further develop in utero. These agents include fluorescent dyes, virus, shRNAs, or stem cell-derived progenitor cells. Our approaches allow for preservation of the function of the organ while monitoring migration and fate of labeled and/or injected cells. These technologies can be extended to other organs and will be very helpful to address key biological questions in biology of development.

We describe a series of methods to inject dyes, DNA vectors, virus, and cells in order to monitor both cell fate and phenotype of endogenous and grafted cells derived from embryonic or pluripotent cells within mouse embryos at embryonic day (E)9.5 and later stages of development.

وسم الخلية وحقن في تطوير الجنينية الماوس قلوب

Testing the fate of embryonic or pluripotent stem cell-derivatives in in vitro protocols has led to controversial outcomes that do not necessarily reflect ...

Recovery of Adult Zebrafish Hearts for High-throughput Applications

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and purification of RNA, DNA, and proteins. All of these applications demand the rapid recovery of significant numbers of zebrafish hearts to avoid gene regulatory, metabolic, and other changes that begin after death. Adult zebrafish hearts are also required for studying heart structure for a variety of mutants and for studying heart regeneration. However, the traditional zebrafish heart dissection is slow and difficult and requires specialized tools, making large-scale dissection of adult zebrafish hearts tedious. Traditional methods also harbor the risk of damaging the heart during the dissection. Here, we describe a method for dissection of adult zebrafish hearts that is fast, reproducible, and preserves heart architecture. Furthermore, this method does not require specialized tools, is painless for the zebrafish, can be performed on fresh or fixed specimens, and can be performed on zebrafish as young as one month old. The approach described expands the use of adult zebrafish for cardiovascular research.

Use of zebrafish for cardiovascular research is expanding towards research on adult hearts. For these applications, quick and simple isolation of cardiac tissues is key to avoid post-mortem changes and to obtain an adequate number of samples. Here, we describe a fast and reproducible method for dissecting adult zebrafish hearts.

التعافي من اسماك الزرد الكبار قلوب للتطبيقات عالية الإنتاجية

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and ...

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte monolayers. HL-1 cells have been widely used as a 2-Dimensional cellular model for studying diverse aspects of cardiac physiology. However, it has been a great challenge to optically map calcium (Ca) transients and action potentials simultaneously from the same field of view in a cultured HL-1 atrial cell monolayer. This is because special handling and care is required to prepare healthy cells that can be electrically captured and optically mapped. Therefore, we have developed an optimal working protocol for dual channel optical mapping. In this manuscript, we have described in detail how to perform the dual channel optical mapping experiment. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of action potential propagation and Ca kinetics in arrhythmia development.

This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

الجهد والكالسيوم مزدوجة القناة البصرية رسم خرائط مثقف HL-1 الرجفان العضلية واحد رقائق

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

This article describes the detailed protocol and equipment necessary for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ in the Langendorff-perfused rabbit heart. This method allows for direct observation and quantification of Vm and SR Ca2+ dynamics in the intact heart.

رسم الخرائط البصرية البينية العضلية شبكية كاليفورنيا<sup&gt; 2+</sup&gt; وإمكانية الغشاء في قلب الأرنب Langendorff perfused-

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Here, we present a protocol for optical mapping of electrical activity from the mouse right atrium and especially the sino-atrial node, at a high spatial and temporal resolution.