نشكر Hyewon كوبر عن الرسوم التوضيحية.

1. تشريح محلول ملحي صرصور المستخدمة في هذا البروتوكول لديه التشكيل التالي: الحل صرصور المالحة 36: (غرام مقابل 100 مل) 210 ملي مول كلوريد الصوديوم (1.227 غرام) 2.9 ملي بوكل (0.0216 ز) 1.8 مم CaCl 2 (0.0265 ز) 0.2 ملي ناه 2 ص 4 • 2H 2 O (0.0032 ز) 1.8 ملي نا 2 هبو 4 • 7H 2 O (0.0483 ز) (الرقم الهيدروجيني 7.2. ضبط درجة الحموضة مع هيدروكسيد الصوديوم M 1 أو 1 M حمض الهيدروكلوريك). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حدد صرصور الذكور من خزان يحتوي cerci قوية (الشكل 1). شرائح الأخير من الذكور ضيقة بالمقارنة مع الإناث، والتي لا تحتوي على المبايض وكتلة البيض، الذكور هي أسهل للتشريح. الذكور من P. امريكانا لديك زوج من الأقلام الإلكترونية القصيرة بين cerci. لا تراعى هذه الأقلام الإلكترونية في الإناث. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الأجنحة والساقين والرأس ويعلقون الجسم، وبطني حتى الجانب، لديش اصطف مع السيليكون والمطاط الصناعي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع ملقط التقاط لوحات بطني ويعزلهم مع مقص غرامة، ابتداء من نهاية الخلفي والعمل الأمامية. دائما الأعضاء الداخلية رطبة مع المياه المالحة بينما كان يحاول الحفاظ على cerci الجافة. يمكن للمرء أن استخدام الشمع أو قطعة من المطاط لوضع صعودا البطن لمنع المالحة من ترطيب cerci. إذا لم تحصل على الرطب، وتجفيفها بقطعة من المناديل الورقية. الضغط على الجانب الأعضاء الداخلية والمادة البيضاء (الدهون في الجسم). فنك هو في وسط الميدان، يمتد على طول البطن، وينبغي أن تكون واضحة بين القصبات الهوائية لامعة. الحبل العصب غير شفافة، وربما يكون في البداية من الصعب أن نرى حتى يتم ضبط الإضاءة بشكل صحيح (الشكل 2). لا معالجة VNC بالملقط أو دبابيس الحشرات، وبدلا من التلاعب به باستخدام تحقيقات الزجاج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ازالة نظام القصبات الهوائية الحيوان على أفضل وجه ممكن من الحبل العصب مع ملقط ومع زوج من الحاجة الزجاج غرامةليه، وتقسيم بعناية فائقة وأدوات الوصل VNC طوليا بين A6 و A5 A5 و A4 أو العقد (الشكل 3). مهد cerci والبطن صعودا من حمام المالحة مع دبابيس الحشرات تقصير والشمع أو إسفين من المطاط الصناعي السيليكون التي يمكن أن تقطع لتناسب إعداد (أرقام 4A وباء). كن حذرا في قطاع البطن مشاركة لا تتلف الأعصاب cercal أن استشراف العقدة (أرقام 2D و 5). </li></ol> 2. تسجيل خارج الخلية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي أن يكون إعداد والمجهر، وتسجيل جهاز تشريح الإعداد داخل قفص فاراداي لمنع، ولا سيما AC، المجالات الكهربائية الخارجية التي يمكن أن تجاوز إشارات من الخلايا العصبية (الشكل 6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع المجهر بحيث يتم تطل على المسرح المجهر. مرة واحدة يتم وضع إعداد على المسرح، وضبط الموقف من كثافة عالية إضاءة شعاعللحصول على أفضل تصور ذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل مكبر للصوت التفاضلية AC / DC إلى وحدة تسجيل البيانات المتكاملة (تفاصيل عن إعدادات الأجهزة والبرامج المحددة التي تم وصفها سابقا 25). يجب أن تكون متصلا مرحلة الرأس عقد القطب الشفط لمكبر للصوت. سلك الأرض الفضة التي تم المغلفة مع الكلورين - إدراجها في النتائج البطن في التسجيلات أكثر استقرارا. والسبب هو إذا كان الحل في تجويف الجسم ليست على اتصال مع السائل الاستحمام في الطبق، والسوائل المرتبطة القطب تسجيل يبقى على الارض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط وتيرة تسجيل إلى 4 كيلو هرتز. تعيين مقياس الجهد (المحور الصادي) إلى 500 فولت (وهذا يمكن تعديلها لتحسين التصور من التتبع). تشغيل البرنامج في وضع تسجيل مستمر أو الذبذبات لتسجيل النشاط العصبي ردا على التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع واحد من حروف العطف VNC على مقربة من A5 ووضع نهاية قطع تعلق A6 في القطب الشفط. ومن المؤكد أن عULL المالحة في القطب الشفط لتغطية الأسلاك الفضة داخله قبل مص في العصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع ماصة الجافة ضربة جوية إلى الشعر الموجود على كل أشرة. نرى ما اذا كان تحفيز الشعر على المماثل أشرة إلى الضام سجلت يعطي استجابة مختلفة من واحد المقابل. يحيط علما السعة من الردود وعدد من المسامير في فترة زمنية معينة خلال التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحرك القطب الشفط لالعصب cercal للتسجيل. للحصول على أفضل تناسب، والتحول إلى طرف القطب مع فتحة أصغر إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع العصب قريبة cercal لA6 ثم تمتص العصب مما يؤدي إلى أشرة. ينبغي أن يكون هناك اطلاق عفوية من إمكانات العمل. الآن، ضربة جوية على أشرة ونلاحظ الاستجابات. </li></ol> 3. تحفيز الأعصاب الحسية كهربائيا لتحديد توظيف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغيير برنامج تسجيل لاكتساح الوضع بحيث يسجل آثار (100-500 MSEج.) في كل مرة يتم تشغيل التحفيز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط الكهربائي محفزة لإخراج مشجعا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل كابل مشجعا مع اثنين يؤدي المصغرة ربط أو مقاطع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط الانتاج الزناد BNC من مشجعا لإدخال المشغل على وحدة تسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب المعلمات التحفيز التالية تستثير الاستجابة: المدة: 0.3 ثانية؛ التأخير: 10 ميللي ثانية؛ التردد: 1 هرتز؛ الجهد: ضبط حسب الحاجة للحصول على إشارة في التسجيلات (ما يزيد قليلا على عتبة والتمكن من الحصول على استجابة القصوى). ليس هناك سبب للذهاب إلى الفولتية أعلى بكثير من عتبة القصوى للتجنيد باعتباره الجهد العالي يمكن تضر العصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع العصب cercal كما القاصي ممكن بحيث يمكن سحبها على جذر العصب طويلة في تحفيز الشفط الكهربائي (الشكل 7، رأس السهم). والضام بين A6 و A5 أو مقطع آخر أكثر الأمامي يمكن استخدامها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين القطب تسجيل شفط حتى تتمكن من بوليرة لبنانية حتى خفض الضام في القطب. تأكد من سحب بعض المالحة في الأقطاب شفط لتغطية الأسلاك الفضة داخله قبل مص في الأعصاب. تأكد من أسس القطب تحفيز أيضا في حمام ملحي (في البطن بالقرب من A3 مثالية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقديم سلسلة من المحفزات واحدة من زيادة الجهد حتى يظهر إمكانات العمل على الشاشة. ينبغي للمرء أن جعل رقما قياسيا من الحد الأدنى من الجهد ومدة محفزة لتجنيد استجابة. زيادة كثافة حتى لوحظ استجابة متشابك في حروف العطف. على ارتفاع كبير (الجزائرية خارج الخلية) من المحاور العملاقة تظهر أولا، ثم في أخرى أصغر AP يمكن أيضا ملاحظتها. </li></ol>

<ol>
	<li>Full, R. J., Tu, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanics+of+a+rapid+running+insect:+two-,+four-+and+six-legged+locomotion.">Mechanics of a rapid running insect: two-, four- and six-legged locomotion.</a> J. Exp. Biol. 156, 215-231 (1991).</li><li>Ritzmann, R. E., Tobias, M. L., Fourtner, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flight+activity+initiated+via+giant+interneurons+of+the+cockroach:+Evidence+for+bifunctional+trigger+interneurons.">Flight activity initiated via giant interneurons of the cockroach: Evidence for bifunctional trigger interneurons.</a> Science. 210, 443-445 (1980).</li><li>Libersat, F., Camhi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+cercal+position+during+flight+in+the+cockroach:+a+mechanism+for+regulating+sensory+feedback.">Control of cercal position during flight in the cockroach: a mechanism for regulating sensory feedback.</a> J. Exp. Biol. 136, 483-488 (1988).</li><li>Ganihar, D., Libersat, F., Wendler, G., Cambi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wind-evoked+evasive+responses+in+flying+cockroaches.">Wind-evoked evasive responses in flying cockroaches.</a> Journal of Comparative Physiology. A, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 175, 49-65 (1994).</li><li>Pipa, R. a. D., F, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The American Cockroach. , 175-216 (1981).</li><li>Westin, J., Langberg, J. J., Camhi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+of+giant+interneurons+of+the+cockroach;+Periplaneta+americana+to+wind+puffs+of+different+directions+and+velocities.">Responses of giant interneurons of the cockroach; Periplaneta americana to wind puffs of different directions and velocities.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 121, 307-324 (1977).</li><li>Camhi, J. M., Tom, W., Volman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+escape+behavior+of+the+cockroach+Periplaneta+americana.">The escape behavior of the cockroach Periplaneta americana.</a> J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Physiol. 128, 203-212 (1978).</li><li>Nicklaus, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Die+Erregung+einzelner+Fadenhaare+von+Periplaneta+americana+in+Abh&#228;ngigkeit+von+der+Gr&#246;sse+und+Richtung+der+Auslenkung.">Die Erregung einzelner Fadenhaare von Periplaneta americana in Abh&#228;ngigkeit von der Gr&#246;sse und Richtung der Auslenkung.</a> Z. Vgl. Physiol. 50, 331-362 (1965).</li><li>Westin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+wind+recorded+from+the+cercal+nerve+of+the+cockroach+Periplaneta+americana.">Responses to wind recorded from the cercal nerve of the cockroach Periplaneta americana.</a> J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Physiol. 133, 97-102 (1979).</li><li>Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neural Mechanisms of Startle Behavior. , 93-131 (1984).</li><li>Ritzmann, R. E., Pollack, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+thoracic+interneurons+that+mediate+giant+interneuron-to-motor+pathways+in+the+cockroach.">Identification of thoracic interneurons that mediate giant interneuron-to-motor pathways in the cockroach.</a> J. Comp. Physiol. A Neuroethol. Sens. Neural Physiol. 159, 639-654 (1986).</li><li>Plummer, M. R., Camhi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discrimination+of+sensory+signals+from+noise+in+the+escape+system+of+the+cockroach+-+the+role+of+wind+acceleration.">Discrimination of sensory signals from noise in the escape system of the cockroach - the role of wind acceleration.</a> J. Comp. Physiol. 142, 347-357 (1981).</li><li>Bullock, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neural Mechanisms of Startle Behavior. , 1-14 (1984).</li><li>Pollack, A. J., Ritzmann, R. E., Watson, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+pathways+for+tactile+sensory+information+to+thoracic+interneurons+in+the+cockroach.">Dual pathways for tactile sensory information to thoracic interneurons in the cockroach.</a> J. Neurobiol. 26, 33-46 (1995).</li><li>Atwood, H. L., Wiersma, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Command+interneurons+in+the+crayfish+central+nervous+system.">Command interneurons in the crayfish central nervous system.</a> J. Exp. Biol. 46, 249-261 (1967).</li><li>Olson, G. C., Krasne, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+crayfish+lateral+giants+as+command+neurons+for+escape+behavior.">The crayfish lateral giants as command neurons for escape behavior.</a> Brain Res. 214, 89-100 (1981).</li><li>Comer, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+cockroach+escape+behavior+with+lesions+of+individual+giant+interneurons.">Analyzing cockroach escape behavior with lesions of individual giant interneurons.</a> Brain Res. 335, 342-346 (1985).</li><li>Comer, C. M., Dowd, J. P., Stubblefield, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Escape+responses+following+elimination+of+the+giant+interneuron+pathway+in+the+cockroach,+Periplaneta+americana.">Escape responses following elimination of the giant interneuron pathway in the cockroach, Periplaneta americana.</a> Brain Res. 445, 370-375 (1988).</li><li>Keegan, A. P., Comer, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+wind-elicited+escape+response+of+cockroaches+(Periplaneta+americana)+is+influenced+by+lesions+rostral+to+the+escape+circuit.">The wind-elicited escape response of cockroaches (Periplaneta americana) is influenced by lesions rostral to the escape circuit.</a> Brain Res. 620, 310-316 (1993).</li><li>Casagrand, J. L., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biogenic+amines+modulate+synaptic+transmission+between+identified+giant+interneurons+and+thoracic+interneurons+in+the+escape+system+of+the+cockroach.">Biogenic amines modulate synaptic transmission between identified giant interneurons and thoracic interneurons in the escape system of the cockroach.</a> J. Neurobiol. 23, 644-655 (1992).</li><li>Roeder, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+the+ascending+giant+fiber+system+in+the+cockroach,+Periplaneta+americana.">Organization of the ascending giant fiber system in the cockroach, Periplaneta americana.</a> J. Exp. Zool. 108, 243-261 (1948).</li><li>Ramos, R. L., Moiseff, A., Brumberg, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+and+versatility+of+extracellular+recordings+from+the+cockroach+for+neurophysiological+instruction+and+demonstration.">Utility and versatility of extracellular recordings from the cockroach for neurophysiological instruction and demonstration.</a> J. Undergrad. Neurosci. Educ. 5, (2007).</li><li>Oakley, B., Schafer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+neurobiology.">Experimental neurobiology.</a> , (1978).</li><li>Welsh, J. H., Smith, R. I., Kammer, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory exercises in invertebrate physiology. , (1968).</li><li>Leksrisawat, B., Cooper, A. S., Gilberts, A. B., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+receptor+organs+in+the+crayfish+abdomen:+a+student+laboratory+exercise+in+proprioception.">Muscle receptor organs in the crayfish abdomen: a student laboratory exercise in proprioception.</a> J. Vis. Exp. (45), e2323 (2010).</li><li>Bacon, J. P., Blagburn, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ectopic+sensory+neurons+in+mutant+cockroaches+compete+with+normal+cells+for+central+targets.">Ectopic sensory neurons in mutant cockroaches compete with normal cells for central targets.</a> Development. 115, 773-784 (1992).</li><li>Blagburn, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Co-factors+and+co-repressors+of+Engrailed:+expression+in+the+central+nervous+system+and+cerci+of+the+cockroach,+Periplaneta+americana.">Co-factors and co-repressors of Engrailed: expression in the central nervous system and cerci of the cockroach, Periplaneta americana.</a> Cell Tiss. Res. 327, 177-187 (2007).</li><li>Blagburn, J. M., Gibbon, C. R., Bacon, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+engrailed+in+an+array+of+identified+sensory+neurons:+comparison+with+position,+axonal+arborization,+and+synaptic+connectivity.">Expression of engrailed in an array of identified sensory neurons: comparison with position, axonal arborization, and synaptic connectivity.</a> J. Neurobiol. 28, 493-505 (1995).</li><li>Booth, D., Marie, B., Domenici, P., Blagburn, J. M., Bacon, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+control+of+behavior:+engrailed+knock-out+changes+cockroach+escape+trajectories.">Transcriptional control of behavior: engrailed knock-out changes cockroach escape trajectories.</a> J. Neurosci. 29, 7181-7190 (2009).</li><li>Schrader, S., Horseman, G., Cokl, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directional+sensitivity+of+wind-sensitive+giant+interneurons+in+the+cave+cricket+Troglophilus+neglectus.">Directional sensitivity of wind-sensitive giant interneurons in the cave cricket Troglophilus neglectus.</a> J. Exp. Zool. 292, 73-81 (2002).</li><li>Libersat, F., Goldstein, R. S., Camhi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonsynaptic+regulation+of+sensory+activity+during+movement+in+cockroaches.">Nonsynaptic regulation of sensory activity during movement in cockroaches.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 8150-8154 (1987).</li><li>Stern, M., Ediger, V. L., Gibbon, C. R., Blagburn, J. M., Bacon, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+cercal+filiform+hair+sensory+neurons+in+the+first-instar+cockroach+restores+escape+behavior.">Regeneration of cercal filiform hair sensory neurons in the first-instar cockroach restores escape behavior.</a> J. Neurobiol. 33, 439-458 (1997).</li><li>Blagburn, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+specificity+in+the+first+instar+cockroach:+patterns+of+monosynaptic+input+from+filiform+hair+afferents+to+giant+interneurons.">Synaptic specificity in the first instar cockroach: patterns of monosynaptic input from filiform hair afferents to giant interneurons.</a> J. Comp. Physiol A. 166, 133-142 (1989).</li><li>Watanabe, H., Ai, H., Yokohari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatio-temporal+activity+patterns+of+odor-induced+synchronized+potentials+revealed+by+voltage-sensitive+dye+imaging+and+intracellular+recording+in+the+antennal+lobe+of+the+cockroach.">Spatio-temporal activity patterns of odor-induced synchronized potentials revealed by voltage-sensitive dye imaging and intracellular recording in the antennal lobe of the cockroach.</a> Front. Sys. Neurosci. (6), 55 (2012).</li><li>Nishino, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+and+olfactory+input+segregation+in+the+mushroom+body+calyces+in+a+basal+neopteran,+the+American+cockroach.">Visual and olfactory input segregation in the mushroom body calyces in a basal neopteran, the American cockroach.</a> Arthropod Struct. Dev. 41, 3-16 (2012).</li><li>Elia, A. J., Gardner, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+effects+of+DDT+on+the+behavior+and+central+nervous+system+activity+in+Periplaneta+americana.">Long-term effects of DDT on the behavior and central nervous system activity in Periplaneta americana.</a> Pestic. Biochem. Physiol. 21, 326-335 (1984).</li></ol>

الكتاب تعلن أنه لا توجد تضارب المصالح.

أحد الأسباب لاظهار تقنيات لهذا التحضير الكلاسيكي هو أن النظام cerci كان ولا هي منطقة نشطة للبحث في معالجة مسائل تطوير الدوائر العصبية وكذلك المسائل المتعلقة إصلاح وتجديد 26-31 متشابك لا يزال. إما طريقة تستحضر النشاط في الحبل البطني العصب صرصور يمكن استخدامها لدراسة آثار وكلاء الدوائية أو المبيدات الحشرية على وظيفة الجهاز العصبي. تتم هذه التجارب ببساطة عن طريق إذابة المواد الكيميائية neuroactive في المياه المالحة. بعد تبادل هذا الحل مع المتوسطة الاستحمام العادي، ويمكن ملاحظة التغيرات في النشاط منبهات المسموعة أو عفوية أثناء التسجيل من أدوات الوصل أو العصب المحرك لإعطاء قراءات ثابتة من تأثير المواد الكيماوية على وظيفة الجهاز العصبي المركزي. كما هو الحال في جميع التجارب العصبية شيوعا هو مشكلة الضوضاء الكهربائية. ربما كان أكبر عامل في جودة الإشارة لهذه الاستعدادات طو ختم القطب الشفط على الأنسجة العصبية. ختم الضيق الذي لا يوجه تماما في العصب cercal أو الضام هو المثل الاعلى. يمكن أيضا أن تكون مصنوعة التسجيلات مع أقطاب هوك مزدوجة وضعت تحت الحبل العصبي وعزل VNC مع خليط من الزيوت المعدنية والفازلين. الخليط يمكن تحميلها في حقنة وطردت حول الحبل العصبي 32. أيضا تشريح دقيق أمر بالغ الأهمية هنا كما في أي تحضير الجهاز العصبي المركزي. البعض قد تجد أنه من الأسهل للوصول إلى الجهاز العصبي المركزي عن طريق تشريح إهاب الظهرية. في حين أن هذا يقلل من احتمال الإضرار الحبل البطني العصب يمكن أن يكون أكثر صعوبة لإزالة كافة الأحشاء باستخدام هذا النهج. لم يتم وصفه هنا ولكن هذا التحضير هو قابل للتسجيل داخل الخلايا في interneurons العملاق 32،33. يمكن أيضا إزالة الحبل العصبي بأكمله لاستيعاب العديد من تسجيل وتحفيز الأقطاب في وقت واحد. في الواقع استكشاف لوب Antennal، فطر بودى، وهياكل الجهاز العصبي المركزي الأمامي الآخر لا يزال في التقدم 34-35. بينما يستمر صرصور الجهاز العصبي المركزي لتسليط الضوء على الأبحاث العصبية الحديثة هذا التحضير خاص بسيط بما يكفي لاستخدامها في مختبرات الأكاديمية الجامعية.

هناك أكثر من 4،000 الأنواع صرصور ولكن فقط حوالي 30 هي الآفات المنزلية. ربما الأكثر شهرة هو مساء تسمية صرصور الأمريكية Periplaneta أمريكانا التي نشأت في أفريقيا، والآن وجدت في كل مكان تقريبا على هذا الكوكب. بالإضافة إلى سرعة تشغيل السريع 1 والسلوك مراوغة، في المناطق المدارية P. أمريكانا قادر على 2،3 طيران. الخصائص الغالبة من صرصور الجهاز العصبي المركزي (CNS) هي طبيعة مجزأة واللامركزية في السيطرة بمعالجة 4،5. الدماغ، والصدر، والبطن العقد وانضم معا عن طريق أدوات الوصل بين العقد المقترنة تشكل الحبل البطني العصب (VNC). والعقد في كل قطعة يتم دمج المراكز. وهي تتألف من المنطقة القشرية الخارجي التي تحتوي على الخلايا المسؤولة عن الدم في الدماغ نفاذية حاجز فقط تحتها، وsomata من الخلايا العصبية أوريجيnating في تلك العقدة. هذه somata قد تنتمي إلى interneurons، الخلايا العصبية تغييري، أو الخلايا العصبية الحركية. وهم يزودون المحاور التي تبقى ضمن العقدة الأصلية (عصبون المحلية)، أو المحاور التي توقع بين العقد في الجهاز العصبي المركزي (interneurons بين العقد) أو أن تنتهي في خلايا العضلات الطرفية (الخلايا العصبية الحركية). وتتمركز معظم somata البطني أو ventrolaterally في القشرة العقدية 5. وتقرن، أدوات الوصل بين العقد تحتوي فقط على محاور عصبية وأجسام الخلايا العصبية لا. وneuropil من العقدة يحتوي على خلايا الدبقية (دبق عصبي)، مساحات محوار، حزم من المحاور، والتشعبات (neurites التي) من الخلايا العصبية. وneuropil يخلو من أجسام الخلايا العصبية. هذه هي المنطقة داخل العقدة التي تحدث فيها الاتصال المباشر بين متشابك الخلايا العصبية وتكامل المدخلات. قدرة الصرصور الأمريكي P. امريكانا لكشف وفجأة لرد على مفترس يقترب (القدم، هانوقد عزا د، الخ.) إلى دائرة رد الفعل الذي يتكون من cerci والعملاقة 6،7 نظام الألياف. وcerci هي زوج من والهياكل الحساسة مثل الرياح القرن يقع في نهاية البطن (الشكل 1). في P. أمريكانا السطح البطني كل أشرة يحتوي على حوالي 200 خيطية الشكل (موضوع) الشعر التي يتم تنظيمها في 14 الأعمدة. تسعة من هذه الأعمدة يمكن التعرف باستمرار في الحيوانات المختلفة وفقا لخصائص استجابة مستقبلات الخلية المرتبطة ومحور عصبي. كل الشعر هو في مأخذ التوصيل التي تسمح له أن ينحني بسهولة أكثر في طائرة واحدة وهذا هو عمود معين. حركة الشعر في اتجاه واحد على طول طائرتها يؤدي الى الاستقطاب في الخلية المستقبلة وابلا من إمكانات العمل (الجزائرية) في الخلايا العصبية الحسية. الحركة في الاتجاه المعاكس يمنع أي نقاط وصول عفوية الجارية 8. الطائرة المفضلة للانحراف وتوجه الاستجابة تختلف في كل عمود. وبالتالي، فإن filiforالمجمعات م الشعر مستقبلات مسؤولة ليس فقط للكشف عن حركة الهواء ولكن أيضا ل &#39;الترميز&#39;، في شكل نقاط وصول، والاتجاه الذي نشأ التيار الهواء. تجهيز هذه المعلومات عن طريق الجهاز العصبي المركزي يؤدي إلى &#39;مناسبة&#39; ردا هروب 6،7. إبقاء هذا ظيفية، خصوصية عمودية من الشعر الحسية من الحيوان الى الحيوان. الخلية مستقبلات كل الشعر خيطية الشكل هي المسؤولة عن transducing انحراف الميكانيكية من الشعر إلى حدث العصبية (مما أدى إلى انفجار أو تثبيط نقاط وصول في محوار الخلية المستقبلة لل9. وكالة الأنباء الجزائرية السفر إلى العقدة في البطن محطة (A6) عن طريق cercal العصب الحادي عشر، حيث المشبك مع المحاور العملاقة من الحبل البطني العصب (VNC). ويعتقد أن المحاور العملاقة لتكون مسؤولة عن نقل والإثارة اللاحقة من الخلايا العصبية الحركية التي تؤدي إلى سلوك الهروب 6،10،11. والسلوكية الكمون سو استجابة هروب P. أمريكانا هي واحدة من أقصر من أي حيوان 7. الكمون السلوكية هي المرة بين وصول التحفيز في مستقبلة ميكانيكية والشروع في استجابة الهروب. في التجارب باستخدام سرعة عالية لتسجيل السينما محاولة الهروب من مهاجمة العلجوم، لوحظ الصرصور لبدء بدوره بعيدا عن الضفدع في حوالي 40 مللي ثانية (الوقت من بداية التمديد اللسان لحركة صرصور 7،12. عن طريق نفث الرياح تسيطر كشف، يمكن تخفيض الكمون إلى 11 ميللي ثانية السلوكية. تجارب أخرى أن الحد الأدنى الرياح نفخة سرعة 12 مم / ميللي ثانية (مع تسارع من 600 مم / ميللي ثانية 2) يمكن أن تثير استجابة الهروب، بينما سرعات أقل من ذلك (3 ملم / ثانية) تسبب يسير ببطء الصراصير لوقف التحرك 12. العلاقة القوية القائمة عادة بين أنظمة الألياف العملاقة وسلوك الهروب قد تم توثيقه جيدا 13،14. في معاهدances حيث خلية معينة ضرورية وكافية لاستحضار سلوك معين ويشار الخلية باسم الخلايا العصبية الأمر 15،16. interneurons العملاق (GIS) في الدائرة الهروب من الرياح P. امريكانا ليست ضرورية للالعاكسة. الحيوانات التي ذاب تجريبيا الجغرافية لا يزال يحمل سلوك الهروب وبالتالي لا تعتبر هذه المؤشرات الجغرافية الخلايا العصبية الأمر 17،18. قطع عنق الرحم أدوات الوصل التي هي منقاري إلى الدائرة الحسية أيضا يؤثر على السلوك، مشيرا إلى أن تنازلي مدخلات من الدماغ له تأثير على اتجاه هروب 19. هذه الجوانب من مراقبة دقيقة والتكرار لها أهمية قصوى لبقاء الكائن الحي وتكملها التشكيل الكيميائية العصبية عبر الأمينات الاحيائية 20. وP. وقد تم إعداد الحبل أمريكانا العصبية نظام نموذج أنيقة للneuroethologists على مدى العقود العديدة الماضية بدءا من العمل الرائد من رويدر &lt;سوب&gt; 21. أنه يسمح للطلاب لتسجيل وعرض وتحليل النشاط الحسية الأولية والاستجابات الناتجة من قبل interneurons العملاق ل22،23،24 مدخلاتها. بالإضافة إلى نقل فكرة أن الدوائر العصبية التعرف تكمن وراء الاستجابات السلوكية للبيئة، ينبغي لهذه التمارين غرس تقديرا للمساهمات البيولوجية التي أدلى بها هذه الآفة المنزلية الشائعة.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>182 silicone kit</td>
			<td>182 silicone elastomer kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5670</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4&#8226;2H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>71505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2HPO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9390</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>221465</td>
			<td>To adjust pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H1758</td>
			<td>To adjust pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Material Name</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting tools</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>assortment</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insect Pins</td>
			<td>Fine Science Tools, Inc</td>
			<td>26001-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>PZMIII-BS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass electrodes</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS7095B5X</td>
			<td>Box of 200, suction electrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>MD4-M3-R</td>
			<td>Can fix for base or on a metal rod</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver wire (10/1,000 inch)</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>782500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AC/DC differential amplifier</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 26T</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>27T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Head stage</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Comes with AC/DC amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart7</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrical leads</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass tools</td>
			<td>make yourself</td>
			<td></td>
			<td>For manipulating nerves</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cable and connectors</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes with bulbs</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-711-7</td>
			<td>Box of 500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beakers</td>
			<td>any company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wax or modeling clay</td>
			<td>any company or local stores</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulator</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>SD9 or S88</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic tip for suction electrode</td>
			<td>local hardware store (Watt&#39;s brand)</td>
			<td>&#188; inch OD x 0.170 inch ID</td>
			<td>Cut in small pieces. Pull out over a flame and cut back the tip to the correct size.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural circuit recording from an intact cockroach nervous system

بطني إعداد الحبل العصب صرصور هو نظام لين العريكة للتجارب neuroethology، والنمذجة الشبكة العصبية، واختبار التأثيرات الفسيولوجية من المبيدات الحشرية. توضح هذه المقالة نطاق طرائق الحسية صرصور التي يمكن استخدامها لفحص كيفية استجابة والجهاز العصبي للحشرات لاضطرابات البيئية. التركيز هنا هو على سلوك الهروب بوساطة cerci لانتقال الألياف العملاقة في Periplaneta أمريكانا. هذا المستحضر في الموقع يتطلب سوى مهارة تشريح معتدلة والخبرة الكهربية لتوليد التسجيلات استنساخه من نشاط الخلايا العصبية. الببتيدات أو الكواشف الكيميائية الأخرى ومن ثم يمكن تطبيقها مباشرة على الجهاز العصبي في حل مع المالحة الفسيولوجية. ويمكن أيضا أن تدار المبيدات الحشرية قبل تشريح والدائرة الهروب يمكن أن تكون بمثابة وكيل للدولة منفعل من الجهاز العصبي المركزي. في هذا السياق المقايسات الموصوفة هنا سيكون من المفيد أيضا صesearchers المهتمين في تجدد الأطراف وتطور الجهاز العصبي للتنمية التي P. أمريكانا هو نموذج حي المعمول بها.

تحفيز الشعر على cerci بواسطة نفخة من الهواء يسبب تصريف الخلايا العصبية الحسية الأولية التي يمكن تسجيلها باستخدام أقطاب شفط خارج الخلية المرفقة إما إلى أدوات الوصل بين العقد في البطن أو العصب cercal نفسه (الشكل 8). ارتفاع سعة سجلت من المنطقتين هي بناء على أمر من عدة فولت الدقيقة لبالميليفولت. بسبب التكامل الحسي في العقدة عدد المسامير التي لوحظت في إمكانات العمل المركب أو المسامير الفردية المسجلة من العصب cercal أكبر بشكل ملحوظ مما لوحظ في التسجيلات من أدوات الوصل. ومع ذلك نلاحظ أيضا أن هناك أقل ضوضاء كبيرة في تسجيل في الضامة بسبب تشديد ختم بين القطب والنسيج العصبي. بواسطة النفخ الهواء في المسامير الكبيرة cerci يمكن ملاحظتها في أدوات الوصل (الشكل 8A). باستخدام هذا الأسلوب محفزة والتسجيلات بين A3 و A4 نموذجية<html> تظهر لاي سمة ارتفاع كبير من عصبون العملاقة (ق). تسجيل من العصب cercal حين فرك جسديا cerci مع ملقط أنتجت تمثال نصفي قوية من النشاط (8B الشكل 1). في تسجيل آخر، 2 نفث الهواء تنتج كل استجابة خرق السريع في العصب cercal (8B الشكل 2). عند تحفيز العصب كهربائيا cercal مع القطب الشفط والتسجيل في الضام بين A3 و A4، يمكن للمرء أن يلاحظ عتبة في التحفيز لأثار ردود (الشكل 1 8C). على التحفيز الكهربائي للعصب cercal يتسبب بوضوح في استجابة أدوات الوصل التي يمكن قياسها كميا للدراسات المتلاعبة مع وكلاء الدوائية أو يحيط البيئية المحلية، مثل درجة الحرارة (الشكل 2 8C). <html> fig1.jpg &quot;/&gt; الشكل 1. أمريكانا Periplaneta مع cerci سليمة. <img alt="الرقم 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig2.jpg" /> الشكل 2. عرض بطني من صرصور الحبل العصبي كما رأينا مع بشرة بطني إزالة (A). وينظر الى وجهة نظر الموسع للجزء الذي حدده السهام في (B). في (C) وقد امتد أدوات الوصل بين A4 و A3 مع لجنة التحقيق الزجاج. يظهر العقدة في البطن ال 6 في (D) مع اثنين من الأعصاب cercal ترك في نهاية الذيلية. <img alt="الرقم 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig3.jpg" /> الرقم 3. عرض بطني تخطيطي صرصور الحبل العصبي. يس &quot;&gt; <img alt="الرقم 4" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig4.jpg" /> الشكل 4. وcerci يتم وضع صعودا من حمام المالحة. يمكن أغرقت البطن مع فتح المالحة (A) مع نهاية الذيلية للصرصور يجري مرتفعة مع قطعة صغيرة مثبتة على شكل من السيليكون والمطاط الصناعي وذلك للحفاظ على cerci خارج من الحمام (B). <img alt="الرقم 5" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig5.jpg" /> الرقم 5. والعقدة في البطن ال 6 مع العصب cercal (حددها السهام). <img alt="الرقم 6" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig6.jpg" /> الرقم 6. تعيين المعدات تصل. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50584/50584fig6large.jpg" target="_blank">اضغط هنا لمشاهدة لار</a>الرقم الالماني. <img alt="الرقم 7" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig7.jpg" /> الرقم 7. تحفيز وتسجيل القطب اقامة. <img alt="الرقم 8" fo:content-width="5.75in" src="/files/ftp_upload/50584/50584fig8.jpg" /> الرقم 8. تسجيلات العصبية من أدوات الوصل والعصبية cercal مع إجراءات التحفيز المختلفة. تسجيل مع القطب الشفط من أدوات الوصل بين A3 و A4 بينما ينفث الهواء في cerci (A). تسجيل من الخلايا العصبية cercal الأولية مع القطب شفط حين فرك إما جسديا (B 1) أو توفير نفث الهواء (B 2) النتائج في رشقات نارية السريع للنشاط في العصب cercal. تحفيز العصب كهربائيا cercal تنتج الاستجابات في أدوات الوصل ( <strong&gt; ج 1). لاحظ زيادة تدريجية في شدة تحفيز (السهام تشير إلى اتساع قطعة أثرية محفزة) وشدة الاستجابات أثار التالية. على التحفيز الكهربائي للعصب cercal يوفر وسيلة أكثر رقابة نسبيا من تحفيز العصب cercal عن الاتساق في التحفيز لقياس الاستجابات (C 2).

Watch this Scientific Journal Video about Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System at JoVE.com

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

توضح هذه المقالة صرصور بطني العصبية تشريح الحبل والتسجيلات خارج الخلية من العصب cercal وأدوات الوصل. يتم إنشاؤها الردود التي حركها التحفيز الكهربائي للعصب cercal أو التحفيز الميكانيكي المباشر لcerci.

العصبية الدائرة تسجيل من الصرصور الجهاز العصبي سليمة

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

neural-circuit-recording-from-an-intact-cockroach-nervous-system

Research

JoVE Journal

Neuroscience

32.0K Views.  University of Kentucky.  توضح هذه المقالة صرصور بطني العصبية تشريح الحبل والتسجيلات خارج الخلية من العصب cercal وأدوات الوصل. يتم إنشاؤها الردود التي حركها التحفيز الكهربائي للعصب cercal أو التحفيز الميكانيكي المباشر لcerci. 

Video: Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

Revealing Neural Circuit Topography in Multi-Color

Neural circuits are organized into functional topographic maps. In order to visualize complex circuit architecture we developed an approach to reliably label the global patterning of multiple topographic projections. The cerebellum is an ideal model to study the orderly arrangement of neural circuits. For example, the compartmental organization of spinocerebellar mossy fibers has proven to be an indispensable system for studying mossy fiber patterning. We recently showed that wheat germ agglutinin (WGA) conjugated to Alexa 555 and 488 can be used for tracing spinocerebellar mossy fiber projections in developing and adult mice (Reeber et al. 2011). We found three major properties that make the WGA-Alexa tracers desirable tools for labeling neural projections. First, Alexa fluorophores are intense and their brightness allows for wholemount imaging directly after tracing. Second, WGA-Alexa tracers label the entire trajectory of developing and adult neural projections. Third, WGA-Alexa tracers are rapidly transported in both retrograde and anterograde directions. Here, we describe in detail how to prepare the tracers and other required tools, how to perform the surgery for spinocerebellar tracing and how best to image traced projections in three dimensions. In summary, we provide a step-by-step tracing protocol that will be useful for deciphering the organization and connectivity of functional maps not only in the cerebellum but also in the cortex, brainstem, and spinal cord.

We provide a practical guide for delivering tracers in vivo and use the spinocerebellar pathway as a model system to demonstrate essential steps for successful neuronal circuit analysis in mice. We describe in detail our versatile tracing protocol that exploits wheat germ agglutinin (WGA) conjugated to Alexa fluorophores.

الكشف عن العصبية علم الطوبوغرافيا في حلبة لون موضوع

Neural circuits are organized into functional topographic maps. In order to visualize complex circuit architecture we developed an approach to reliably ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

إعداد الفأر استيقظ لتسجيل الردود العصبية وحقن الراسمات

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. Understanding repair and regeneration in animals is a key question in biology. The damaged human CNS does not regenerate, and understanding how to promote the regeneration is one of main goals of medical neuroscience. The powerful genetic toolkit of Drosophila can be used to tackle the problem of CNS regeneration.
A lesion to the CNS ventral nerve cord (VNC, equivalent to the vertebrate spinal cord) is applied manually with a tungsten needle. The VNC can subsequently be filmed in time-lapse using laser scanning confocal microscopy for up to 24 hr to follow the development of the lesion over time. Alternatively, it can be cultured, then fixed and stained using immunofluorescence to visualize neuron and glial cells with confocal microscopy. Using appropriate markers, changes in cell morphology and cell state as a result of injury can be visualized. With ImageJ and purposely developed plug-ins, quantitative and statistical analyses can be carried out to measure changes in wound size over time and the effects of injury in cell proliferation and cell death. These methods allow the analysis of large sample sizes. They can be combined with the powerful genetics of Drosophila to investigate the molecular mechanisms underlying CNS regeneration and repair.

An Injury Paradigm to Investigate Central Nervous System Repair in Drosophila

An injury paradigm using the Drosophila larval ventral nerve cord to investigate central nervous system regeneration and repair is described. Stabbing followed by laser scanning confocal microscopy in time-lapse and fixed specimens, combined with quantitative analysis with purposefully developed software and genetics, are used to investigate the molecular mechanisms of CNS regeneration and repair.

والنموذج الإصابات المعنية بالتحقيق في وسط الجهاز العصبي في إصلاح<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

An experimental method has been developed to investigate the cellular responses to central nervous system (CNS) injury using the fruit-fly Drosophila. ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

تسجيل النشاط الكهربائي من الخلايا العصبية التي تم تحديدها في الدماغ سليمة من الأسماك المعدلة وراثيا

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Anatomically Inspired Three-dimensional Micro-tissue Engineered Neural Networks for Nervous System Reconstruction, Modulation, and Modeling

Functional recovery rarely occurs&#160;following injury or disease-induced degeneration within the central nervous system (CNS)&#160;due to the inhibitory environment and the limited capacity for neurogenesis. We are developing&#160;a strategy to simultaneously address&#160;neuronal and axonal pathway loss within the damaged CNS. This manuscript presents the fabrication protocol for micro-tissue engineered neural networks (micro-TENNs), implantable constructs consisting of neurons and aligned axonal tracts spanning the extracellular matrix (ECM) lumen of a preformed hydrogel cylinder hundreds of microns in diameter that may extend centimeters in length. Neuronal aggregates are delimited to the extremes of the three-dimensional encasement and are spanned by axonal projections. Micro-TENNs are uniquely poised as a strategy for CNS reconstruction, emulating aspects of brain connectome cytoarchitecture and potentially providing means for network replacement. The neuronal aggregates may synapse with host tissue to form new functional relays to restore and/or modulate missing or damaged circuitry. These constructs may also act as pro-regenerative&#160;&#34;living scaffolds&#34; capable of exploiting developmental mechanisms for cell migration and axonal pathfinding, providing synergistic structural and soluble cues based on the state of regeneration. Micro-TENNs are fabricated by pouring liquid hydrogel into a cylindrical mold containing a longitudinally centered needle. Once the hydrogel has gelled, the needle is removed, leaving a hollow micro-column. An ECM solution is added to the lumen to provide an environment suitable for neuronal adhesion and axonal outgrowth. Dissociated neurons are mechanically aggregated for precise seeding within one or both ends of the micro-column. This methodology reliably produces self-contained miniature constructs with long-projecting axonal tracts that may recapitulate features of brain neuroanatomy. Synaptic immunolabeling and genetically encoded calcium indicators suggest that micro-TENNs possess extensive synaptic distribution and intrinsic electrical activity. Consequently, micro-TENNs represent a promising strategy for targeted neurosurgical reconstruction of brain pathways and may also be applied as biofidelic models to study neurobiological phenomena in vitro.

This manuscript details the fabrication of micro-tissue engineered neural networks: three-dimensional micron-sized constructs comprised of long aligned axonal tracts spanning aggregated neuronal population(s) encased in a tubular hydrogel. These living scaffolds can serve as functional relays to reconstruct or modulate neural circuitry or as biofidelic test-beds mimicking gray-white matter neuroanatomy.

مستوحاة تشريحيا ثلاثي الأبعاد الأنسجة الدقيقة المهندسة الشبكات العصبية لإعادة الإعمار الجهاز العصبي، والتحوير، والنمذجة

Functional recovery rarely occurs&#160;following injury or disease-induced degeneration within the central nervous system (CNS)&#160;due to the inhibitory ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

تسجيل الكهربية لنشاط الجهاز العصبي المركزي للطور الثالث Melanogaster المورفولوجية

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Transplantation of Chemogenetically Engineered Cortical Interneuron Progenitors into Early Postnatal Mouse Brains

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is a complicated task, which is particularly difficult in regards to the development of &#947;-aminobutyric acid (GABA)ergic cortical interneurons (CIs). CIs are the main inhibitory neurons in the cerebral cortex, and they play key roles in neuronal networks, by regulating both the activity of individual pyramidal neurons, as well as the oscillatory behavior of neuronal ensembles. They are generated in transient embryonic structures (medial and caudal ganglionic eminences -&#160;MGE and CGE) that are very difficult to efficiently target using in utero electroporation approaches. Interneuron progenitors migrate long distances during normal embryonic development, before they integrate in the cortical circuit. This remarkable ability to disperse and integrate into a developing network can be hijacked by transplanting embryonic interneuron precursors into early post-natal host cortices. Here, we present a protocol that allows genetic modification of embryonic interneuron progenitors using focal ex vivo electroporation. These engineered interneuron precursors are then transplanted into early post-natal host cortices, where they will mature into easily identifiable CIs. This protocol allows the use of multiple genetically encoded tools, or the ability to regulate the expression of specific genes in interneuron progenitors, in order to investigate the impact of either genetic or environmental variables on the maturation and integration of CIs.

Here we present a protocol, designed to use chemogenetic tools to manipulate the activity of cortical interneuron progenitors transplanted into the cortex of early postnatal mice.

زرع الذرية القشرية الهندسية كيميائياً في عقول الفئران المبكرة بعد الولادة

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is ...

Wide-field Single-photon Optical Recording in Brain Slices Using Voltage-sensitive Dye

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural circuits. Due to the fractional change in the light signal, it has been difficult to use this method as a quantitative assay. This article describes special optics and slice handling systems, which render this technique stable and reliable. The present article demonstrates the slice handling, staining, and recording of the VSD-stained hippocampal slices in detail. The system maintains physiological conditions for a long time, with good staining, and prevents mechanical movements of the slice during the recordings. Moreover, it enables staining of slices with a small amount of the dye. The optics achieve high numerical aperture at low magnification, which allows recording of the VSD signal at the maximum frame rate of 10 kHz, with 100 pixel x 100-pixel spatial resolution. Due to the high frame rate and spatial resolution, this technique allows application of the post-recording filters that provide sufficient signal-to-noise ratio to assess the changes in neural circuits.

We introduce a reproducible and stable optical recording method for brain slices using voltage-sensitive dye. The article describes voltage-sensitive dye staining and recording of optical signals using conventional hippocampal slice preparations.

تسجيل بصري ذو صورة واحدة في شرائح الدماغ باستخدام صبغ حساس للجهد الكهربائي

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural ...

Dissection and Isolation of Murine Glia from Multiple Central Nervous System Regions

The methods presented here demonstrate laboratory procedures for the dissection of four different regions of the central nervous system (CNS) from murine neonates for the isolation of glial subpopulations. The purpose of the procedure is to dissociate microglia, oligodendrocyte progenitor cells (OPCs), and astrocytes from cortical, cerebellar, brainstem, and spinal cord tissue to facilitate further in vitro analysis. The CNS region isolation procedures allow for the determination of regional heterogeneity among glia in multiple cell culture systems. Rapid CNS region isolation is performed, followed by the mechanical removal of meninges to prevent meningeal cell contamination of glia. This protocol combines gentle tissue dissociation and plating on a specified matrix designed to preserve cell integrity and adherence. Isolating mixed glia from multiple CNS regions provides a comprehensive analysis of potentially heterogenous glia while maximizing the use of individual experimental animals. Additionally, following dissociation of regional tissue, mixed glia are further divided into multiple cell types including microglia, OPCs, and astrocytes for use in either single cell type, cell culture plate inserts, or co-culture systems. Overall, the demonstrated techniques provide a comprehensive protocol of broad applicability for careful dissection of four individual CNS regions from murine neonates and includes methods for the isolation of three individual glia cell types to examine regional heterogeneity in any number of in vitro cell culture systems or assays.

Here we present a protocol for in vitro isolation of multiple glial cell populations from a mouse CNS. This method allows for the segregation of regional microglia, oligodendrocyte precursor cells, and astrocytes to study the phenotypes of each in a variety of culture systems.

تشريح وعزل الفئران الدبقية من مناطق الجهاز العصبي المركزي المتعددة

The methods presented here demonstrate laboratory procedures for the dissection of four different regions of the central nervous system (CNS) from murine ...

Evaluation and Manipulation of Neural Activity Using Two-Photon Holographic Microscopy

Recent advances in optical bioimaging and optogenetics have enabled the visualization and manipulation of biological phenomena, including cellular activities, in living animals. In the field of neuroscience, detailed neural activity related to brain functions, such as learning and memory, has now been revealed, and it has become feasible to artificially manipulate this activity to express brain functions. However, the conventional evaluation of neural activity by two-photon Ca2+ imaging has the problem of low temporal resolution. In addition, manipulation of neural activity by conventional optogenetics through the optic fiber can only simultaneously regulate the activity of neurons with the same genetic background, making it difficult to control the activity of individual neurons. To solve this issue, we recently developed a microscope with a high spatiotemporal resolution for biological applications by combining optogenetics with digital holographic technology that can modify femtosecond infrared laser beams. Here, we describe protocols for the visualization, evaluation, and manipulation of neural activity, including the preparation of samples and operation of a two-photon holographic microscope (Figure 1). These protocols provide accurate spatiotemporal information on neural activity, which may be useful for elucidating the pathogenesis of neuropsychiatric disorders that lead to abnormalities in neural activity.

We developed a two-photon holographic microscope that can visualize, assess, and manipulate neural activity using high spatiotemporal resolution, with the aim of elucidating the pathogenesis of neuropsychiatric disorders that are associated with abnormal neural activity.